2018年12月,一篇来自斯坦福大学的论文在《细胞》(Cell)杂志发表,题为《Organoid Modeling of the Tumor Immune Microenvironment》。这篇论文的共同第一作者之一,是今天泽维生物的首席技术官(CTO)李星南博士。截至2026年2月,这篇论文已被引用超过1580次,成为类器官领域的分水岭之作。
它之所以重要,并非仅仅因为发表在顶刊,而是因为它正面回答了免疫肿瘤学(I/O)领域一个困扰近十年的核心难题:如何在体外维持一个有功能的、包含原生免疫细胞的肿瘤微环境(TME)?
图1:肿瘤微环境中的免疫监视与肿瘤逃逸机制。 左侧展示正常免疫监视状态下,健康巨噬细胞与树突细胞协同识别和清除肿瘤细胞;右侧展示肿瘤逃逸状态下,MDSC、TAM、Treg细胞等免疫抑制性组分的富集,以及PD-1/PD-L1、CTLA-4、LAG3等免疫检查点的上调。图片来源:Aliazis et al., Nature Cancer (2025), Figure 1. DOI: 10.1038/s43018-025-00986-3。
类器官1.0的"无菌"困境
要理解这篇论文的突破性,需要先理解它所处的历史背景。2010年代中期,免疫检查点抑制剂(Immune Checkpoint Blockade, ICB)的临床成功在肿瘤学界掀起了一场革命。PD-1抗体(pembrolizumab、nivolumab)和CTLA-4抗体(ipilimumab)相继获批,在黑色素瘤、非小细胞肺癌、肾细胞癌等多个癌种中取得了前所未有的持久缓解。然而,这场革命也暴露了一个令人沮丧的现实:只有约20-30%的患者对ICB有应答,而现有的生物标志物——无论是PD-L1免疫组化、肿瘤突变负荷(TMB)还是微卫星不稳定性(MSI)——都无法准确预测哪些患者会从中获益。
这一预测难题的根源,在于缺乏一个能够真实模拟患者肿瘤免疫微环境的体外系统。
在2018年之前,类器官技术(我们称之为"类器官1.0")已经取得了长足进步。以Hans Clevers团队为代表的研究者们,已经可以利用基质胶(Matrigel)常规化地培养来自患者的肿瘤组织,形成所谓的"患者来源类器官"(Patient-Derived Organoids, PDO)。荷兰癌症研究所于2018年在Science上发表的一项里程碑研究,用71例转移性结直肠癌患者的PDO进行化疗药物筛选,其预测准确率达到了令人瞩目的88%。这些PDO在基因和表型上高度还原了原始肿瘤,为化疗和靶向药的筛选提供了前所未有的精准模型。
但这个模型有一个致命缺陷:它过于"纯净"。
在Matrigel的培养体系下,肿瘤组织需要经过酶消化处理,将细胞从组织中解离出来,再重新包埋进基质胶中形成三维球体。这个过程中,只有具有增殖能力的肿瘤上皮细胞能够被富集和扩增,而肿瘤组织中原生的免疫细胞(如CD8⁺细胞毒性T细胞、CD4⁺辅助T细胞、B细胞、NK细胞、巨噬细胞等)以及成纤维细胞等基质成分,会在传代过程中迅速丢失。这就像建立了一个"无菌"的肿瘤模型——它保留了肿瘤细胞,却丢失了决定免疫治疗应答的全部关键角色。
对于化疗和靶向药来说,这个模型问题不大,因为它们的主要靶点是肿瘤细胞本身。但对于PD-1/PD-L1抑制剂这类依赖于T细胞介导的细胞毒性的免疫疗法来说,在一个没有T细胞的模型里做测试,无异于缘木求鱼。更糟糕的是,当时的"重构型"共培养方案——即将外周血中分离的T细胞与肿瘤类器官混合——虽然引入了免疫细胞,但这些来自外周血的T细胞并非肿瘤特异性的肿瘤浸润淋巴细胞(TIL),无法真实模拟肿瘤内部的免疫状态。这正是当时免疫肿瘤学体外研究的最大瓶颈。
图2:两种类器官培养策略的对比。 上半部分为"重构型"TME模型(类器官1.0):肿瘤组织经酶消化后,在Matrigel中浸没培养形成纯肿瘤细胞球,需从外周血中分离免疫细胞再进行共培养。下半部分为"原生型"TME模型(类器官2.0):肿瘤组织直接剪碎后通过微流控或气液界面(ALI)培养,完整保留肿瘤细胞与原生免疫细胞的共存状态。图片来源:Yuki et al., Trends in Immunology (2020), Figure 1 (Key Figure). DOI: 10.1016/j.it.2020.06.010。
从"提纯"到"全息":ALI培养法的革命
李星南博士所在的斯坦福Calvin J. Kuo实验室,用一种被称为"气液界面"(Air-Liquid Interface, ALI)的培养方法,从根本上解决了这个问题。这一方法的雏形,源自Kuo实验室2009年和2014年在小鼠正常肠道、胃和胰腺组织中建立的ALI类器官系统。这篇2018年的Cell论文,将这一技术首次系统性地拓展到了人类临床肿瘤样本。
与将肿瘤细胞从组织中分离出来再包埋进基质胶的"提纯"思路不同,ALI方法的核心是"整体保留"。其操作逻辑如下:将手术切除的肿瘤组织进行机械剪碎(而非酶消化),保留组织片段的完整性;随后将这些片段铺在多孔膜(Transwell insert)上,底部浸泡在含有生长因子的培养液中,顶部暴露在空气中——这就是"气液界面"的含义。这种独特的培养环境,模拟了肠道上皮等组织的体内生理状态,为多种细胞类型的共存提供了适宜的条件。
图3:气液界面(ALI)培养法的操作流程。 肿瘤组织可通过手工剪碎(Manual mincing)或微加工工具(μDicer、μGrater)切割为均匀片段,随后进行ALI培养并用于免疫检查点阻断实验。右侧为μDicer和μGrater的扫描电镜图。图片来源:Cordts et al. (2024), Microsystems & Nanoengineering, DOI: 10.1038/s41378-024-00756-8。
技术路线
传统Matrigel PDO(类器官1.0)
ALI-PDO(类器官2.0)
组织处理
酶消化,分离单个细胞/细胞团
机械剪碎,保留组织片段
培养方式
包埋于基质胶(Matrigel)中,完全浸没
铺在多孔膜上,底部接触培养液,顶部暴露空气
核心思路
提纯并扩增肿瘤上皮细胞
整体保留肿瘤微环境的组织结构
免疫细胞
在传代中迅速丢失
T细胞、B细胞、NK细胞、巨噬细胞均可保留
结果
纯净的肿瘤细胞球
包含肿瘤、基质和免疫细胞的"微型肿瘤"
适用药物
化疗、靶向药
化疗、靶向药、免疫疗法
这种看似简单的改变,带来了革命性的结果。研究团队对100例人类患者肿瘤样本进行了系统性的ALI培养,覆盖14个不同组织来源、28种独特疾病亚型,总体培养成功率达到73%,冻存复苏成功率达到80%(12/15)。覆盖的癌种不仅包括结肠癌、胰腺癌、肺癌等常见肿瘤,还涵盖了胆管壶腹腺癌、脑神经鞘瘤、唾液腺多形性腺瘤等细胞系极为稀缺的罕见肿瘤。
通过流式细胞术(FACS)和单细胞测序,研究团队证实了ALI-PDO中免疫细胞的完整保留:CD3⁺ T细胞(包括CD8⁺细胞毒性T细胞和CD4⁺辅助T细胞)、B细胞、NK细胞、NKT细胞,以及CD14⁺/CD68⁺肿瘤相关巨噬细胞(TAM)均稳定存在于类器官中,且这些T细胞中有相当比例表达PD-1,提示它们正处于肿瘤浸润的功能状态。在加入IL-2的条件下,TIL可以维持至培养第30天的水平,尽管超过60天后仍会逐渐丢失——这也为后续的工艺优化指明了方向。
TCR谱系的高度一致性,是这篇论文最具说服力的证据之一。 研究团队开发并应用了10x Genomics的Chromium单细胞免疫谱分析方案,在同一细胞中同时测定基因表达谱和TCR/BCR免疫受体序列(5' V(D)J测序)。在一例透明细胞肾细胞癌(ccRCC)样本中,新鲜肿瘤组织(9,914个CD45⁺细胞)与对应的第7天ALI-PDO(10,377个CD45⁺细胞)之间,TCR克隆型的细胞计数呈现出显著的相关性(R² = 0.719,p < 0.01)。更关键的是,在新鲜肿瘤中最高频的TCR克隆,在对应的类器官中也是最高频的克隆,且这些优势克隆在两者中都集中分布于耗竭性T细胞(Tex)亚群中——这一发现揭示了肿瘤内免疫应答的真实状态。整体而言,研究共检测到约300个在新鲜肿瘤与PDO之间重叠的TCR克隆型,比此前的Smart-Seq2方法多出约10倍。
图4:原始肿瘤与ALI-PDO中TCR克隆型的t-SNE分析。 上半部分为新鲜肿瘤组织中的免疫细胞分布,下半部分为对应的ALI类器官。可以看到,最高频的TCRαβ克隆型(彩色圆点)在肿瘤和类器官之间高度一致,且主要富集在耗竭性T细胞(Tex)中。图片来源:Neal, Li et al. (2018), Cell, 175(7), Figure 5 & Figure S5. DOI: 10.1016/j.cell.2018.11.021。
功能验证:
在培养皿里重现PD-1抑制剂的疗效
保留了免疫细胞,只是第一步。更关键的问题是:这些T细胞还有功能吗?它们能在体外被PD-1抗体重新激活并杀伤肿瘤吗?
研究团队首先在小鼠肿瘤类器官系统中进行了严格的功能验证。他们选取了三种经典的免疫原性小鼠肿瘤模型——B16-SIY黑色素瘤、MC38结肠腺癌和A20-OVA B细胞淋巴瘤——在同基因免疫功能正常的小鼠体内皮下成瘤后,建立ALI类器官,并用抗PD-1或抗PD-L1抗体处理7天。结果显示,两种抗体均显著增加了类器官中CD8⁺ TIL的比例,并激活了T细胞的效应功能:干扰素-γ(Ifng)、穿孔素-1(Prf1)和颗粒酶B(Gzmb)的mRNA均显著上调。在B16-SIY类器官中,抗PD-L1处理导致早期凋亡肿瘤细胞增加2-3倍,晚期凋亡/坏死肿瘤细胞增加7-14倍。
更为精妙的是,研究团队利用SIY肽段-H-2Kᵇ四聚体(tetramer)染色,直接追踪了肿瘤抗原特异性的CD8⁺ T细胞。结果证实,被PD-1/PD-L1阻断所激活和扩增的,正是那些能够特异性识别SIY肿瘤抗原的T细胞克隆——而非非特异性激活的旁观者T细胞。这一发现从机制层面证明了ALI-PDO系统的高度保真性。
随后,研究团队将这一发现推进到了最关键的人类临床转化验证阶段。他们从20例手术切除的人类肿瘤(NSCLC n=9,ccRCC n=8,黑色素瘤 n=3)建立ALI-PDO,并用临床批准的PD-1抗体nivolumab(纳武利尤单抗)处理7天。结果令人振奋:
在20例PDO中,6例(30%)出现了高级别应答,表现为IFNG、PRF1和/或GZMB mRNA超过5倍的上调,同时5/6的应答者还伴随CD8⁺ TIL数量增加超过35%。这一30%的体外应答率,与nivolumab在NSCLC(33%)、ccRCC(25%)和黑色素瘤(33%)临床试验中的实际应答率高度吻合。
这一结果有两层深远意义。第一,它证明了ALI-PDO能够在7天的临床相关时间框架内,功能性地重现PD-1免疫检查点通路的完整作用机制。第二,也是更具颠覆性的发现:PDO的体外应答与PD-L1免疫组化(IHC)结果不相关(除颗粒酶B外),这意味着PDO提供的是一种与现有生物标志物互补的、功能性的预测维度——它直接测量的是T细胞被激活和杀伤肿瘤的能力,而非仅仅是静态的蛋白表达水平。
一个被反复验证的机制发现
这篇论文还回答了一个长期悬而未决的基础科学问题:anti-PD-1抗体究竟在哪里发挥作用——是在肿瘤内部,还是在外周血中?
长期以来,研究者们争论anti-PD-1是通过激活肿瘤内部的TIL发挥作用,还是通过激活外周血中的PD-1⁺ T细胞、让它们重新浸润肿瘤来发挥作用。由于体内实验无法将两者分开,这一问题始终难以解答。
ALI-PDO提供了一个独特的解决方案:这个系统中只有肿瘤内部的TIL,没有外周血成分。研究发现,anti-PD-1在这个纯粹的肿瘤内部系统中,依然能够有效激活TIL并诱导肿瘤细胞死亡。这直接证明了肿瘤内部的PD-1轴阻断,本身就足以激活TIL的效应功能——外周血的参与并非必要条件,而是一个额外的增益机制。这一发现,为后续设计更精准的免疫治疗方案提供了重要的机制依据。
从学术突破到产业转化:
泽维生物的工程化之路
这篇论文的发表,标志着类器官技术正式从1.0时代迈向2.0时代。后续大量的研究,如Yuki et al. (2020)发表在Trends in Immunology的综述,将这种能够保留原生TME的ALI模型称为"全息原生TME模型"(holistic native TME models),并认为它为免疫肿瘤学研究和个体化免疫治疗预测开辟了全新的可能性。
然而,学术上的成功与产业化落地之间,横亘着巨大的工程鸿沟。这篇论文中的实验,依赖大量的手工操作、高度专业化的技术人员,以及斯坦福大学这样顶尖机构的资源积累。如何将这项技术转化为一个稳定、可规模化、可服务于新药研发的工业级平台,是产业界面临的核心挑战:
• 通量问题:学术研究中每次处理数例样本,而药物筛选需要同时处理数十乃至数百例;
• 标准化问题:手工操作带来的批次间差异,会严重干扰药效评估的可重复性;
• 成本问题:复杂的培养体系和高通量测序分析,在学术环境中成本极高;
• 时效问题:从患者手术到获得可靠的药敏结果,需要在临床决策窗口期内完成。
这正是李星南博士创立泽维生物的初衷。泽维生物的"全息类器官"(TRiC-PDO)平台,正是建立在ALI技术的基础之上,并通过持续的工艺优化和工程化改造,致力于系统性地解决上述产业化难题。将最前沿的生物学发现与强大的工程能力相结合,以加速精准医疗解决方案的落地——这项始于2018年Cell论文的探索,正在通过产业化的力量,展现出其真正的价值。
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参考文献
[1] Neal, J. T., Li, X., Zhu, J., et al. (2018). Organoid Modeling of the Tumor Immune Microenvironment. Cell, 175(7), 1972–1988.
https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.11.021
[2] Yuki, K., Cheng, N., Nakano, M., & Kuo, C. J. (2020). Organoid Models of Tumor Immunology. Trends in Immunology, 41(8), 652-664.
https://doi.org/10.1016/j.it.2020.06.010
[3] Cordts, S. C., Yuki, K., Henao Echeverri, M. F., et al. (2024). Microdissection tools to generate organoids for modeling the tumor immune microenvironment. Microsystems & Nanoengineering, 10, Article 127.
https://doi.org/10.1038/s41378-024-00756-8
[4] Aliazis, K., Christofides, A., Shah, R., et al. (2025). The tumor microenvironment's role in the response to immune checkpoint blockade. Nature Cancer, 6(6), 924–937.
https://doi.org/10.1038/s43018-025-00986-3
[5] Vlachogiannis, G., Hedayat, S., Vatsiou, A., et al. (2018). Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers. Science, 359(6378), 920–926.
https://doi.org/10.1126/science.aao2774
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