宫颈癌是常见的妇科恶性肿瘤[1],全球女性癌症死亡的主要原因之一。在发展中国家,宫颈癌新增病例为45.2万例,排名第二[2],其病理类型分为鳞癌、腺癌、鳞腺癌,持续感染高危人乳头瘤病毒(HPV)是最主要的原因。宫颈癌的远处转移扩散与长期生存率低有关,其中原位癌高发年龄为30~50岁,浸润癌为45~55岁[3],近年来发病有年轻化趋势。手术仍然是早期宫颈癌患者的主要治疗方法,局部晚期肿瘤采用化疗[4]。
白桦脂酸(Betulinic acid,BA)是存在于蒲桃树叶、白桦树皮、酸枣仁等植物中的天然羽扇豆烷型五环三萜化合物,具有抗肿瘤、抗HIV、调血脂、抗糖尿病等作用[5]。BA通过体内与体外机制抑制癌细胞的生长,并靶向mTOR信号来抑制胰腺癌的凋亡[6]。BA通过抑制炎症与血管的生成,导致细胞周期停滞,最终导致三阴性乳腺癌细胞凋亡[7]。BA可以通过线粒体依赖性和非依赖性途径诱导卵巢癌细胞的凋亡[8]。本文探索BA对宫颈癌细胞的抑制作用。1 材料与方法1.1 实验材料
人宫颈癌细胞株SIHA购自斑马生物技术公司,RPMI1640培养基、胎牛血清购自佰欧公司,双抗为碧云天生物技术公司生产,96孔板为Corning公司产品。BA购自上海源叶生物公司,MTT、二甲基亚砜(DMSO)为SIGMA公司产品。GAPDH Rabbit Monoclonal Antibody(AF0006)购自Beyotime生物公司,c-Myc单克隆抗体购自Abclonal公司。酶标仪(天逸510S-07ICB)购自美国 Bio-Tek公司,BCA蛋白定量检测试剂盒、蛋白提取试剂盒和 SDS-PAGE 凝胶试剂盒均购自白鲨生物。电泳仪(EPS 600)购自雅酶公司,倒置显微镜(TH4-200)购自奥斯维公司。其他试剂为生化分析纯。
A.BA作用于SIHA细胞24h后的细胞白光图(×100);B.一定浓度梯度的BA与SIHA细胞孵育24h后,BA对SIHA细胞增殖的影响(与空白对照组比较,*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001,****P<0.0001,n=3);C.与10μmol/L BA孵育24、48、72h后,SIHA细胞的增殖能力被时间依赖性抑制(与24h组比较,**P<0.01,****P<0.0001,n=3)。
图1 BA对SIHA细胞增殖的影响
A.不同浓度的BA对SIHA细胞的克隆形成图;B.不同浓度BA对SIHA细胞的克隆数统计图(与空白对照组比较,*P<0.05,**P<0.01,****P<0.0001,n=3)
图2 BA对SIHA细胞克隆形成能力的影响
A.不同浓度的BA对SIHA细胞纵向迁移的抑制情况(×20);B.BA对SIHA细胞纵向迁移能力抑制的统计图(与空白对照组比较,*P<0.05,****P<0.0001,n=3)
图3 BA抑制SIHA细胞纵向迁移
A.不同浓度的BA对SIHA细胞侵袭能力的影响(×20);B.BA对SIHA细胞侵袭抑制的统计图(与空白对照组比较,**P<0.01,****P<0.0001,n=3)
图4 BA抑制SIHA细胞侵袭
A.Western blot结果图;B.Western blot结果统计图(与空白对照组相比,**P<0.01,****P<0.0001,n=3)。
图5 BA对SIHA细胞c-Myc蛋白表达的影响
A.c-Myc-saRNA可以在SIHA细胞中上调c-Myc的蛋白表达水平;B.c-Myc-saRNA可以部分抵消BA对宫颈癌SIHA细胞的抑制作用(与对照组相比,*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001,**** P<0.0001,n=3)。
图6 c-Myc-saRNA BA对宫颈癌SIHA细胞的作用1.2 方法
1.2.1 细胞培养
使用RPMI-1640完全培养基(10% FBS、90%RPMI-1640、1%青霉素链霉素双抗)在37℃、5% CO2细胞培养箱内培养宫颈癌SIHA细胞。
1.2.2 MTT法
待SIHA细胞长至对数增长期时,消化传代后,以每孔5×105接种于96孔板中。接下来的实验步骤参照以前发表的文献[9],BA的浓度设定为0、5、10、20、40、80μmol/L。
1.2.3 平板克隆形成实验
实验步骤参照以前发表的文献[9],BA的浓度设定为0、5、10、40μmol/L。
1.2.4 Transwell小室侵袭和迁移实验
具体实验步骤参照以前发表的文献[9],BA的浓度设定为0、5、10、40μmol/L。
1.2.5 蛋白检测
用不同浓度梯度(0、5、10、40μmol/L)BA与SIHA细胞孵育24h后,提取细胞总蛋白,接下来的实验步骤参考以前发表的文献[10]。
1.2.6 saRNA激活c-Myc蛋白的表达
根据文献报道的方法[11],设计针对人c-Myc基因启动子区的三对小激活RNA(small activating RNA,saRNA),saRNA的序列见表1。以Lipofectamine2000为转染试剂,采用瞬时转染的方法转进宫颈癌SIHA细胞。Western blot检测转染效果。
表1 saRNA序列
1.3 统计学方法
采用GraphPad Prism 9.0进行统计分析及绘图,数据结果以表示,并用One-Way ANOVA进行分析,P<0.05表示差异具有统计学意义。2 结 果2.1 BA对宫颈癌SIHA细胞存活和增殖能力的影响
通过MTT实验检测BA对SIHA细胞存活和增殖能力的抑制情况,如图1所示,不同浓度BA(0、5、10、20、40、80μmol/L)作用24h后,SIHA细胞的活力逐渐被抑制,普通光学显微镜下观察表现为细胞逐渐失去典型多角形,变圆、漂浮,光密度值(OD)逐渐减少,说明其抑制程度随BA浓度的增加而增强,呈现剂量依赖性,经计算,IC50为28.52μmol/L。为了评估时间依赖性,本文选取10μmol/L的浓度来测算。随着时间的推移,10μmol/L BA呈时间依赖性抑制人宫颈癌细胞株SIHA的增殖,表现为OD值逐渐减少。2.2 BA对宫颈癌SIHA细胞克隆形成能力的影响
平板克隆形成实验反映了单个癌细胞的增殖和集落形成能力。如图2所示,一定浓度梯度的BA(0、5、10、40μmol/L)孵育后,BA浓度依赖性抑制了宫颈癌SIHA细胞的克隆形成能力,表现为肉眼可见的克隆逐步减少。2.3 BA对宫颈癌SIHA细胞的纵向迁移能力的影响
Transwell小室迁移实验反映了癌细胞的纵向迁移能力。如图3所示,与一定浓度梯度的BA(0、5、10、40μmol/L)孵育后,BA浓度依赖性抑制了宫颈癌细胞的迁移,表现为穿过基底膜的细胞逐渐减少。2.4 BA对宫颈癌SIHA细胞侵袭的影响
Transwell小室侵袭实验反映了癌细胞的侵袭能力。如图4所示,一定浓度梯度的BA(0、5、10、40μmol/L)与SIHA细胞孵育后,BA浓度依赖性抑制了宫颈癌SIHA细胞的侵袭能力,表现为穿过基底胶和基底膜的细胞逐渐减少。2.5 BA对宫颈癌SIHA细胞c-Myc蛋白表达的影响
如图5所示,从经BA孵育后的宫颈癌细胞中提取总蛋白,实施Western blot检查,发现BA剂量依赖性(0、5、10、40μmol/L)下调了宫颈癌SIHA细胞c-Myc蛋白的表达,说明BA可能通过下调c-Myc基因的翻译抑制宫颈癌SIHA细胞的增殖和迁移。2.6 c-Myc表达的抑制作用
转染c-Myc-saRNA后,发现SIHA细胞的c-Myc蛋白表达显著上调,其中c-Myc-saRNA-1激活效果最明显(图6A),利用20μmol/L BA与SIHA细胞共孵育,发现c-Myc-saRNA-1可以部分抵消BA对SIHA细胞的抑制作用(图6B),说明BA对宫颈癌SIHA细胞的抑制作用部分通过下调c-Myc蛋白的表达而实现。3 讨 论
宫颈癌是全球女性常见的癌症之一,也是导致癌症相关死亡率的原因。几乎所有的宫颈癌都与人类乳头瘤样病毒(HPV)感染有相关性[12]。包括宫颈鳞状细胞癌(70%)、宫颈腺癌(25%)和混合组织学肿瘤。虽然能在普查中及时确诊,但后期的生存率却很低,仅为一年半时间[13]。
BA是一种五环三萜类化合物,在天然界中广泛存在,最早分离于生长在非洲东部的鼠李科常绿植物的树皮,但主要来源是从白桦树皮中提取纯化[14]。BA及其衍生物作为生物制剂在抗癌和HIV治疗等方面表现出了巨大的潜能,在机体的抗氧化损伤和免疫调节过程中发挥着重要作用,是一类很有潜力的药物先导化合物,对于新药的研发具有重要价值[15]。BA在许多癌细胞中具有抗增殖特性,如胰腺癌、胃癌、乳腺癌、肾癌、卵巢癌等。Guo等[16]通过体外和体内实验证明BA均以剂量依赖性方式明显抑制胰腺癌,并且通过特异性靶向mTOR信号而不是Nrf2或JAK2来抑制胰腺癌。Atas等[17]通过评估EMT标志物SNAIL-1和SDC-2来研究BA对肾细胞癌细胞的抗转移作用,通过细胞毒性测定剂量处理BA,SDC-2的表达水平降低,并且抑制癌细胞的增殖与迁移。
许多原癌基因已被证明参与调节细胞凋亡和癌症发生。Myc原癌基因编码一个转录因子家族,是人类癌症中常见的激活癌基因之一。在正常生长的成人组织中,c-Myc表达与生长有关,当静止的组织被刺激生长时,如在再生肝中,c-Myc表达增加,当扩增时表明预后不良。细胞生长的停止通常伴随着c-Myc表达的大幅降低。当使用反义寡核苷酸来降低c-Myc的表达水平,即使不会导致死亡,也会导致生长抑制。它在癌症中的作用是普遍存在的,因为它促进生长、细胞周期进程、代谢和生存[18]。c-Myc涉及多种细胞过程,包括增殖、分化、细胞凋亡和代谢[19],长期培养的成纤维细胞中加入生长因子,诱导c-Myc基因表达,可刺激细胞增殖;当撤去生长因子,且下调c-Myc基因表达时,细胞停滞在G1期而不增殖。c-Myc与正调节的生长因子协同促进细胞增殖,而与具有负调控的生长抑制基因Fas、Fasl和Bas结合后可加速细胞凋亡。成骨肉瘤、软骨肉瘤、脊索瘤、脂肪肉瘤、横纹肌肉瘤、何杰金氏病及头部肿瘤等都有Myc基因的扩增或过度表达[20]。
尽管越来越多的研究提示[21-22]原癌基因c-Myc卷入宫颈癌的发生和发展,但是c-Myc的突变更多地是被作为宫颈癌预后不良的生物标志物,而不是起决定作用的驱动因素[23]。Riou等[24]发现在93例早期宫颈癌中c-Myc基因的过表达预示着更高的复发风险,c-Myc基因的检测联合淋巴结转移状况分析能更精确地预测复发风险。Ocadiz等[25]发现在35例墨西哥妇女宫颈癌样本中约90%存在c-Myc基因的扩增和/或重排。但是迄今为止,似乎未见c-Myc基因在宫颈癌中的功能学研究。本研究发现BA可以剂量依赖性下调宫颈癌SIHA细胞的恶性生物学行为和c-Myc蛋白的表达,且saRNA上调c-Myc基因的表达后可以部分抵消BA的抑制作用,间接地证实了c-Myc基因在宫颈癌中的致瘤性功能。
总之,本研究通过体外实验证明BA能有效抑制宫颈癌细胞的增殖和迁移,且通过下调c-Myc蛋白的表达得以实现。后续将进行裸鼠体内实验验证BA是否在体内具有相同的作用,为临床应用提供理论依据。
参考文献(略)
来源:祝巧云,朱波.白桦脂酸通过下调c-Myc抑制宫颈癌SIHA细胞的增殖与迁移[J].湖北科技学院学报(医学版),2025,39(5):386-390.