TI-061

一、血液毒性是创新药临床失败的头号杀手 2017年，最早布局CD47靶点的生物技术公司Arch Oncology开展了药物Ti-061的一期临床试验，但首例患者入组后仅两天即因红细胞凝集导致死亡，试验被迫终止；2018年，Celgene因药物导致的严重贫血和血小板减少症等临床安全性问题，终止了临床试验CC-90002的受试者招募；2023年，斥资49亿美元开发Magrolimab的吉利德因药物累积的血液安全性顾虑被迫终止III期研究；2024年，由于药物机制性骨髓抑制，罗氏终止了ATR抑制剂Camonsertib（RP-3500）的研发，上亿美元的投资付诸流水；2025年，阿斯利康开发的Ceralasertib亦因患者生存期问题于III期试验中宣告失败——这些曾被视为"下一代重磅药物"的项目，最终均因贫血、血小板减少、中性粒细胞减少等血液毒性问题而止步临床。 可以说，药物的血液毒性已成为创新药临床开发失败的首要风险因素，其影响从早期探索贯穿到关键性临床试验的全生命周期。据国家药品监督管理局（NMPA）发布的《2024年药品不良反应监测年度报告》统计，在生物制品抗肿瘤药物的不良反应/事件累及器官系统分布中，血液及淋巴系统疾病构成比例高达10-20%，是生物抗肿瘤药最主要的严重安全问题。 图1 药物研发过程及其成功率 二、什么是血液毒性？——造血系统生理基础与药物诱导机制 血细胞起源于骨髓中未分化的多能造血干细胞（HSCs），并在其接近或已发育成熟时释放入外周血液循环。据估算，健康成人体内每日平均生成超过5000亿个血细胞，这一高效率的生成过程高度依赖于造血干细胞群体的动态特性——通过维持巨大产量与需求之间的精妙平衡，在个体整个生命周期内持续供应并调节红细胞、粒细胞、单核细胞、淋巴细胞和血小板的数量。由于大多数造血干细胞处于静止状态，稳态造血主要是通过更多分化的子代细胞的扩增来实现的，这些子代细胞偏向于或致力于某些造血谱系（见图2）。 血液毒性（Hematotoxicity）则是指药物或治疗手段对造血器官（如骨髓）或血液成分（包括血小板、白细胞、红细胞）以及整个造血系统产生的不良影响，常见于化疗、辐射、药物副作用或环境污染等场景。与传统化疗药物的直接骨髓抑制有所不同，现代生物制品往往通过复杂的免疫机制引发血液毒性。例如，抗体药物偶联物（ADC）的"旁观者效应"杀伤邻近的造血细胞、CAR-T细胞治疗可能直接识别并攻击表达靶抗原的造血细胞、免疫检查点抑制剂激活的免疫系统可能误伤造血组织等。也因此，我国GLP认证要求新药在IND申请前必须完成包含血液学评估的重复给药毒性研究。 图2 骨髓源性造血干/祖细胞正常分化为谱系特异性细胞过程中造血细胞的层次结构 三、血液毒性检测方法对比：传统金标准与新型筛选体系 目前，药物血液毒性临床前检测的传统金标准为体外集落形成单位（CFU）分析，主要通过分离骨髓或脐带血中的造血干/祖细胞（HSPCs），接种于甲基纤维素培养基中培养14天，观察计数细胞集落形成情况，评估药物对造血功能的抑制作用。该方法虽能较好预测药物体内血液毒性，适用于各类药物的安全性评价，但存在操作繁琐、实验周期长、通量低等局限，难以满足早期药物研发阶段大规模化合物筛选的需求。 为满足早期药物筛选需求，基于液体培养的多孔板（如96孔板）新型检测方法应运而生。这类方法通常培养仅需7天，通过对HSPCs扩增和谱系特异性分化产生的细胞进行数量、生存力和表型定量，能够在药物开发早期预测中性粒细胞减少症等血液毒性（图.3）。研究表明，使用拓扑替康、伊立替康、舒尼替尼、伊马替尼、5-氟尿嘧啶和顺铂等已知致中性粒细胞减少药物进行验证，液体培养法与CFU-GM分析结果具有良好相关性，同时显著提高了检测通量。 采用原代细胞构建体外实验体系，可扩大临床前检测范围，建立更早、更准确地预测潜在毒性的评价模型。该类模型不仅可使研究者在开展动物实验和人体试验之前即可预览候选药物的体内反应，设计更为合理的给药方案，优化动物实验及Ⅰ期临床试验的设计与执行，还有助于筛选出更具成功潜力的先导候选药物。此外，体外造血模型的应用不仅限于血液病理学研究和临床前安全性评价，还可用于确定不同动物对血液毒性效应的相对敏感性，以及探究多种化合物之间的协同或拮抗效应等。 图3 药物血液毒性新型检测方法流程 四、HemaTox™检测体系验证：适配药物的高效血液毒性筛选工具 新型液体培养法的临床应用价值，需通过与金标准的系统性对比验证。爱思益普引入的HemaTox™检测体系，针对药物血液毒性检测需求，与CFU-GM金标准进行了全面验证，结果表明该体系可精准、高效捕捉药物的血液毒性信号，为临床前安全性评价提供可靠支撑。 HemaTox™检测体系与CFU-GM金标准的核心验证结果如下：二者检测结果呈极强线性相关（R²=0.91），对6种已知骨髓抑制药物的毒性排序完全一致，表明7天液体培养可达到与14天甲基纤维素培养相当的预测精度；通过不同供体来源的CD34+细胞重复验证，该体系变异系数（CV）极低，不受个体供体差异影响，数据稳定性良好，可满足ADC药物大规模化合物库筛选需求；谱系特异性分析显示，HemaTox™检测的IC₅₀值均低于传统CFU assay，能在更低药物浓度下捕捉骨髓抑制信号，为药物剂量优化提供更宽的安全窗口，且其对不同造血谱系的毒性敏感性排序与CFU assay高度吻合，进一步验证了其检测可靠性（如图5-a）。并且不同造血细胞系对舒尼替尼的敏感性，HemaTox™ 与 CFU 法检测舒尼替尼谱系敏感性的结果一致性（如图5-b）。 a-HemaTox™与CFU-GM检测高度相关（R²=0.91）且药物毒性排序一致 b-不同造血细胞系对舒尼替尼的敏感性：HemaTox™ 与 CFU 检测结果的相关性分析 图5HemaTox™平台验证(a及b)：与CFU-GM金标准的相关性及谱系特异性敏感性分析（数据来源于STEMCELL） 五、爱思益普血液毒性筛选评价平台 针对各类药物研发需求，爱思益普已搭建完善的药物血液毒性检测与筛选平台，结合HemaTox™检测体系，为抗肿瘤药、化疗药、靶向药、抗感染药等各类药物及相关小分子化合物、各类ADC药物及 payload、双payload分子及其它生物制品等提供临床前血液毒性评价服务。 在PARP抑制剂相关药物检测中，平台可清晰区分不同药物对造血谱系的毒性差异，明确药物剂量与血液毒性的量效关系，为药物靶点优化及剂量选择提供科学依据（如图6-a）；针对ADC药物及其payload的毒性评价，可捕捉造血细胞损伤，评估药物对骨髓造血功能的影响（如图6-b）；在双payload分子检测中，能有效分析两种payload联合作用下的血液毒性协同或拮抗效应，为双payload ADC药物的研发提供安全参考（如图6-c所示）；同时，平台可完成各类药物的全面安全性评价，结合造血功能检测数据，为药物临床转化提供完整的安全性支撑。 a-PARP抑制剂Talazoparib对红系和髓系造血祖细胞的毒性作用 b-ADC DS-8201及其有效载荷的造血毒性 c-单载荷Dxd、Ceralasertib以及两者（双载荷）联合使用对巨核细胞系的毒性 图6 不同类型药物（a-PARP抑制剂，b-ADC c-dual payload筛选联用 ）血液毒性检测与评估实验 六、小结 血液毒性作为创新药临床失败的首要风险因素，其预测对于降低研发成本、保障患者安全具有重要价值。值得注意的是，即使采用分子靶向治疗策略，过去15年中仍有约50%的抗癌药物在人体中产生骨髓抑制作为剂量限制性毒性（DLT）。因此，在药物发现早期阶段建立可靠、高通量的血液毒性预测体系，深入理解靶点选择性（如PARP1、 PARP2）与血液毒性的关系，对于优化治疗窗口、提高研发成功率具有至关重要的意义。 七、爱思益普体外免疫筛选平台介绍 爱思益普拥有一支专业的免疫团队，搭建了多元化的体外免疫筛选服务平台，包括已经构建的常规筛选检测以及根据特定需求优化构建的各种免疫测试服务。 可以提供基本各种原代细胞的筛选测试模型，如各类种属（人，小鼠，大鼠，犬，猴子等）PBMC以及分离的各类T细胞，B细胞，NK细胞，单核细胞，粒细胞，小胶质细胞，骨髓细胞等，也包括诱导分化的DC， 巨噬细胞，Treg等，样本来源可以是健康或者患者的特殊样本，包括全血，组织等，可以满足各种免疫测试需求，更好的评价药物的体外药效及作用机制。 同时具有丰富细胞的信号通路研究，DMPK的性质分析，体内动物模型的药效评价以及神经心脏安全和体外次级药理学安全性评价（Safety panel）等服务经验，此外我们还提供针对特定需求的实验方法开发和优化，针对XDC分子、PROTAC/分子胶/RIPTAC等新分子一体化服务解决方案，可以最大程度帮助客户找到合适的筛选和评价体系。对相关服务感兴趣的同仁，可以随时联系我们索取资料！ 参考文献 [1] Sun D, Gao W, Hu H, Zhou S. Why 90% of clinical drug development fails and how to improve it?. Acta Pharm Sin B. 2022;12(7):3049-3062. [2]Pessina A, Albella B, Bayo M, et al. Application of the CFU-GM assay to predict acute drug-induced neutropenia: an international blind trial to validate a prediction model for the maximum tolerated dose (MTD) of myelosuppressive xenobiotics. Toxicol Sci. 2003;75(2):355-367. [3]Shu Y, Ding Y, He X, Liu Y, Wu P, Zhang Q. Hematological toxicities in PARP inhibitors: A real-world study using FDA adverse event reporting system (FAERS) database. Cancer Med. 2023;12(3):3365-3375. [4]Maiorano BA, Catalano M, Maiorano MFP, et al. Hematological toxicity of parp inhibitors in solid tumors: a systematic review and safety meta-analysis. Cancer Metastasis Rev. 2025;44(3):65. Published 2025 Aug 14. [5]Shukla P, Singh R. Potential pharmacological interventions against hematotoxicity: an overview. Expert Rev Hematol. 2015;8(4):505-514. [6]Bujko K, Kucia M, Ratajczak J, Ratajczak MZ. Hematopoietic Stem and Progenitor Cells (HSPCs). Adv Exp Med Biol. 2019;1201:49-77. [7]Kandarakov O, Belyavsky A, Semenova E. Bone Marrow Niches of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells. Int J Mol Sci. 2022;23(8):4462.