CTX-130

摘要：嵌合抗原受体 T 细胞疗法（CAR-T）在血液系统恶性肿瘤治疗中已展现出显著疗效，但在实体瘤领域的应用仍面临诸多挑战。本文将系统梳理 CAR-T 疗法在实体瘤治疗中的临床进展，深入剖析其面临的抗原异质性、肿瘤微环境免疫抑制等核心障碍，并详细阐述当前学术界和医学界为克服这些障碍所开发的创新策略，包括 T 细胞功能强化、CAR 结构优化、联合治疗方案设计等。同时，本文将结合最新临床数据与基础研究成果，对 CAR-T 疗法在实体瘤治疗中的未来发展方向进行展望，为读者呈现这一前沿治疗技术的全貌。一、CAR-T 疗法的基本原理与血液肿瘤治疗的辉煌成就（一）CAR-T 疗法的核心机制CAR-T 疗法的核心在于将患者自身的 T 细胞提取后，通过基因工程技术为其装上具有肿瘤识别能力的 “导航系统”——嵌合抗原受体（CAR）。这种人工设计的受体通常由细胞外抗原结合域（如单链抗体片段）、跨膜结构域和细胞内信号传导域（如 CD28、4-1BB 等共刺激分子） 组成。当 CAR-T 细胞回输到患者体内后，CAR 能够识别肿瘤细胞表面的特定抗原，触发 T 细胞的杀伤功能，使其变身为精准攻击肿瘤的 “超级战士”。在血液系统恶性肿瘤中，针对 CD19、BCMA 等抗原的 CAR-T 疗法已取得突破性进展。以 CD19 为靶点的 CAR-T 产品已被多个国家批准用于治疗复发 / 难治性 B 细胞淋巴瘤、急性淋巴细胞白血病等，部分患者实现了长期缓解甚至临床治愈。这种疗法的成功源于血液肿瘤细胞表面抗原表达相对均匀，且靶点在正常组织中表达有限，降低了 “on-target, off-tumor 毒性（靶向正常组织毒性）” 的风险。（二）实体瘤治疗的独特挑战然而，当 CAR-T 疗法应用于实体瘤时，其疗效受到显著限制。与血液肿瘤相比，实体瘤具有更为复杂的肿瘤微环境（TME），包括免疫抑制性细胞（如调节性 T 细胞、髓系抑制细胞）、抑制性细胞因子（如 TGF-β、IL-10）、缺氧环境以及致密的细胞外基质等，这些因素共同构成了 CAR-T 细胞发挥作用的 “屏障”。此外，实体瘤普遍存在的抗原异质性使得单一靶点的 CAR-T 细胞难以覆盖所有肿瘤细胞，而肿瘤相关抗原（TAA）在正常组织中的低表达又增加了脱靶毒性的风险。二、CAR-T 疗法在实体瘤中的临床探索：从单靶点到多靶点的突破（一）肺癌：靶向 EGFR、B7-H3 等抗原的临床尝试肺癌作为全球发病率和死亡率最高的恶性肿瘤之一，是 CAR-T 疗法探索的重要领域。针对表皮生长因子受体（EGFR） 的 CAR-T 细胞在非小细胞肺癌（NSCLC）中显示出一定疗效。一项临床试验（NCT03182816）显示，采用 piggyBac 转座子系统制备的 EGFR-CAR-T 细胞输注后，患者的中位无进展生存期（PFS）达 7.13 个月，中位总生存期（OS）为 15.63 个月，且安全性良好。另一类备受关注的靶点是B7-H3，其在小细胞肺癌（SCLC）中高表达。临床研究（NCT05276609）显示，B7-H3 CAR-T 细胞治疗后，患者的疾病控制率达 85%，在 9 例 SCLC 患者中，7 例出现部分缓解（PR）。这一结果为小细胞肺癌的免疫治疗提供了新方向。（二）肝癌：GPC3 靶点的突破与联合策略肝细胞癌（HCC）中，glypican-3（GPC3）是一个极具潜力的靶点，其在 70%-80% 的肝癌细胞中高表达，而在正常肝组织中几乎不表达。一项 I 期临床试验（NCT04756648）显示，GPC3 CAR-T 细胞治疗后，2 例患者达到部分缓解，3 例病情稳定，中位 OS 为 11.6 个月。更令人振奋的是，当 GPC3 CAR-T 细胞与 IL-15 共表达后，其体内扩增能力显著增强，疾病控制率达 66%，客观缓解率达 33%。而 C-CAR031（一种靶向 GPC3 并携带 TGF-β 受体显性负性突变的 CAR-T 细胞）的 I 期研究（NCT05155189）显示，其疾病控制率高达 90.9%，客观缓解率达 50%，展现出单靶点优化的巨大潜力。（三）胃癌：Claudin18.2 靶点的全球领先探索Claudin18.2（CLDN18.2）作为胃癌的特异性靶点，在 70% 的胃腺癌及其转移灶中表达，成为 CAR-T 疗法的热门靶点。中国学者开展的多项临床试验（如 NCT03874897、NCT04404595）显示，CLDN18.2 CAR-T 细胞（如 CT041）在晚期胃肠道肿瘤中具有良好的安全性和疗效。在 98 例患者中，客观缓解率达 38.8%，疾病控制率达 91.8%，中位 PFS 为 4.4 个月，中位 OS 为 8.8 个月。这一成果使中国在胃癌 CAR-T 治疗领域处于全球领先地位。（四）其他实体瘤的探索：前列腺癌、卵巢癌与脑胶质瘤前列腺癌中，前列腺特异性膜抗原（PSMA） 是理想的 CAR-T 靶点。一项 I 期试验（NCT03089203）显示，PSMA CAR-T 细胞治疗后，38.5% 的患者病情稳定，前列腺特异性抗原（PSA）水平下降 30%，但需注意细胞因子释放综合征（CRS）的管理。卵巢癌中，mesothelin（MSLN）是常用靶点。临床研究（NCT03907852）显示，MSLN CAR-T 细胞治疗后，患者的 6 个月 OS 率为 70.2%，中位 PFS 在间皮瘤和卵巢癌中分别为 5.6 个月和 5.8 个月，但高级别 CRS 发生率为 13%。脑胶质瘤的 CAR-T 治疗面临血脑屏障和免疫抑制微环境的双重挑战。针对IL-13 受体 α2（IL13Rα2） 和EGFRvIII 的 CAR-T 细胞通过瘤内或脑室内输注，在部分患者中观察到肿瘤缩小。例如，IL13Rα2 CAR-T 细胞治疗后，1 例患者达到完全缓解，中位 OS 为 10 个月（NCT03170141）。而双靶点 EGFR/IL13Rα2 CAR-T 细胞的鞘内输注在 6 例复发性胶质母细胞瘤患者中均观察到肿瘤强化和体积的减少，展现出多靶点策略的优势。表1：CAR-T 疗法在实体瘤中的主要临床研究进展三、实体瘤 CAR-T 治疗的核心挑战：从科学问题到临床瓶颈（一）抗原异质性：精准靶向的 “拦路虎”实体瘤细胞表面抗原的表达呈现显著异质性，同一肿瘤内不同区域、不同细胞亚群的抗原表达水平差异巨大。这种异质性导致 CAR-T 细胞无法完全覆盖所有肿瘤细胞，未被识别的细胞可能逃避攻击，成为肿瘤复发的根源。例如，在结直肠癌中，癌胚抗原（CEA）的表达水平在不同转移灶中可相差数十倍，使得 CEA CAR-T 细胞的疗效受限。此外，肿瘤细胞还可能通过下调抗原表达或丢失抗原来逃避 CAR-T 细胞的识别，这种 “抗原逃逸” 现象在临床中已被多次观察到。（二）肿瘤微环境：CAR-T 细胞的 “免疫荒漠”实体瘤微环境是一个高度免疫抑制的 “生态系统”。一方面，调节性 T 细胞（Tregs）、髓系抑制细胞（MDSCs）和肿瘤相关巨噬细胞（TAMs）等免疫抑制性细胞大量浸润，分泌 TGF-β、IL-10 等细胞因子，抑制 CAR-T 细胞的活化和增殖。另一方面，实体瘤内普遍存在的缺氧环境和酸性 pH 值（pH 6.0-6.5）不仅直接抑制 CAR-T 细胞的功能，还会诱导其表达 PD-1、LAG3 等免疫检查点分子，导致细胞耗竭。此外，实体瘤的细胞外基质（ECM） 如胶原、纤连蛋白等构成物理屏障，阻碍 CAR-T 细胞的浸润和迁移。（三）on-target, off-tumor 毒性：精准治疗的 “双刃剑”由于实体瘤缺乏特异性抗原，CAR-T 疗法面临严峻的 ** on-target, off-tumor 毒性 ** 风险。例如，靶向 Claudin18.2 的 CAR-T 细胞可能攻击胃黏膜上皮细胞，导致严重的胃肠道毒性；靶向 EGFR 的 CAR-T 细胞可能损伤肺上皮细胞，引发间质性肺炎。这种毒性不仅限制了 CAR-T 细胞的剂量和疗效，还可能导致严重的不良反应，影响患者生活质量。如何在保证抗肿瘤活性的同时，最大限度降低对正常组织的损伤，是实体瘤 CAR-T 治疗亟待解决的关键问题。（四）CAR-T 细胞的持久性与功能耗竭：疗效维持的 “短板”与血液肿瘤中 CAR-T 细胞可长期存续不同，实体瘤患者体内的 CAR-T 细胞往往表现出增殖能力不足、存活时间短的特点。这一方面与肿瘤微环境的免疫抑制作用有关，另一方面也与 CAR-T 细胞本身的分化状态相关。长期暴露于肿瘤抗原会导致 CAR-T 细胞过度活化，进而进入耗竭状态，表现为效应分子（如穿孔素、颗粒酶 B）分泌减少，免疫检查点分子表达升高，最终丧失抗肿瘤功能。四、突破实体瘤瓶颈的创新策略：从实验室到临床的转化（一）T 细胞功能强化：赋予 “超级战士” 更强战斗力转录因子调控：重塑 CAR-T 细胞的 “记忆” 特性转录因子FOXO1 在维持 T 细胞记忆表型中起关键作用。过表达 FOXO1 可促进 CAR-T 细胞向记忆性 T 细胞分化，增强其在体内的持久性和抗肿瘤能力。在小鼠模型中，FOXO1 修饰的 CAR-T 细胞表现出更强的肿瘤控制能力和更长的存活时间。类似地，过表达c-Jun 可增强 CAR-T 细胞的增殖潜力和效应功能，在多种实体瘤模型中显著提高疗效。代谢重编程：为 CAR-T 细胞 “加油续航”肿瘤微环境的代谢压力（如葡萄糖缺乏、乳酸堆积）是 CAR-T 细胞功能受限的重要原因。通过基因编辑技术敲除REGNASE-1 可增强 CAR-T 细胞的线粒体功能和代谢适应性，使其在缺氧和酸性环境中保持活性。过表达PRODH2（脯氨酸分解代谢途径关键酶）可重编程 CAR-T 细胞的代谢模式，促进记忆表型形成，增强其在实体瘤中的杀伤能力。此外，敲除A2A 腺苷受体 可解除腺苷介导的免疫抑制，提高 CAR-T 细胞的细胞因子分泌和肿瘤杀伤能力。图 1：实体瘤 CAR-T 治疗面临的主要挑战实体瘤微环境中的免疫抑制因子（如 TGF-β、PD-L1）、抗原异质性、物理屏障（细胞外基质）以及 CAR-T 细胞的耗竭状态共同构成了治疗瓶颈。表 2：基因敲除 / 过表达增强 CAR-T 细胞功能的主要策略（二）CAR 结构优化：打造更精准的 “导航系统”双靶点 CAR：应对抗原异质性的 “组合拳”设计同时识别两种肿瘤抗原的双靶点 CAR 是克服抗原异质性的有效策略。例如，GD2/B7-H3 双靶点 CAR-T 细胞在神经母细胞瘤模型中表现出比单靶点 CAR 更强的肿瘤杀伤能力，可有效防止抗原逃逸。另一种策略是采用 “AND-gate” 逻辑门控 CAR，即只有当两种抗原同时存在时才激活 CAR-T 细胞，这可显著降低 off-tumor 毒性。例如，针对 HER2 和 IL-13Rα2 的 AND-gate CAR-T 细胞在胶质母细胞瘤模型中实现了肿瘤特异性杀伤。pH 敏感型 CAR：肿瘤微环境的 “智能导航”利用肿瘤微环境的酸性特点，开发 pH 敏感型 CAR。这类 CAR 在正常组织的中性 pH 条件下结合力降低，而在肿瘤微环境的酸性条件下（pH 6.0-6.5）亲和力显著增强，从而实现肿瘤特异性识别。例如，pH 敏感型 HER2 CAR-T 细胞在小鼠模型中可有效区分 HER2 低表达的正常组织和 HER2 高表达的肿瘤组织，在保持抗肿瘤活性的同时降低脱靶毒性。STAR-T 细胞：模拟 TCR 信号的 “新型武器”传统 CAR 的信号传导模式与天然 T 细胞受体（TCR）存在差异，可能导致 CAR-T 细胞过度活化和耗竭。synthetic T cell receptor and antigen receptor（STAR）是一种模拟 TCR 信号传导的新型受体，其信号传导更为温和持久，可减少 CAR-T 细胞的耗竭，增强其在实体瘤中的疗效。在小鼠模型中，STAR-T 细胞对低抗原密度的肿瘤表现出更强的杀伤能力，且毒性更低。图 2：克服实体瘤障碍的创新策略示意图（三）联合治疗策略：打破肿瘤微环境的 “免疫抑制网络”免疫检查点抑制剂联合：解除 CAR-T 细胞的 “刹车”联合使用 PD-1/PD-L1 抑制剂可解除肿瘤微环境对 CAR-T 细胞的抑制。临床前研究显示，PD-1 敲除或 PD-L1 抗体联合 CAR-T 细胞可增强其在实体瘤中的浸润和杀伤能力。在胶质母细胞瘤模型中，PD-1 抑制剂联合 EGFR CAR-T 细胞可显著延长小鼠生存期。此外，联合 CTLA-4 抑制剂可调节肿瘤微环境中的 Tregs 数量，为 CAR-T 细胞创造更有利的免疫环境。细胞因子与趋化因子修饰：引导 CAR-T 细胞 “精准导航”在 CAR-T 细胞中过表达IL-7 和CCL19 可增强其迁移能力和在肿瘤内的存活时间。临床案例显示，1 例晚期肝癌患者接受 IL-7/CCL19 修饰的 GPC3 CAR-T 细胞瘤内输注后，肿瘤在 30 天内完全消失。类似地，过表达LIGHT（一种肿瘤坏死因子超家族成员）可逆转肿瘤微环境的免疫抑制，促进 CAR-T 细胞的浸润和活化，在前列腺癌模型中显著提高疗效。mRNA 疫苗联合：增强抗原呈递与 CAR-T 细胞扩增mRNA 疫苗可编码肿瘤抗原，通过诱导抗原呈递细胞（APCs）表达抗原，增强 CAR-T 细胞的识别和活化。临床研究（NCT04804366）显示，Claudin6 CAR-T 细胞联合 mRNA 疫苗在泌尿生殖系统肿瘤中表现出更强的抗肿瘤活性，可诱导 CAR-T 细胞的二次扩增，延长其作用时间。（四）生产工艺创新：从 “私人定制” 到 “批量生产”非病毒基因编辑：提高 CAR-T 细胞的安全性传统的慢病毒 / 逆转录病毒载体存在插入突变风险，而非病毒基因编辑技术（如 CRISPR-Cas9）可实现 CAR 基因的定点整合。例如，将 CAR 基因插入到 T 细胞受体 α 链（TRAC）位点或 PD-1 位点，可避免随机整合带来的安全隐患，同时保留 T 细胞的天然功能。临床研究显示，PD-1 位点编辑的 CAR-T 细胞在 B 细胞淋巴瘤中具有良好的安全性和疗效。通用型 CAR-T 细胞：突破 “个体化” 治疗的限制从健康供者中制备 “off-the-shelf” 通用型 CAR-T 细胞，可解决自体 CAR-T 细胞制备周期长、患者自身 T 细胞功能低下的问题。通过敲除β2 微球蛋白（β2M）和TCRαβ，可避免移植物抗宿主病（GVHD）和宿主抗移植物反应（HVGR）。例如，靶向 CD70 的通用型 CAR-T 细胞（CTX130）在肾癌患者中实现了完全缓解，展现出通用型 CAR-T 细胞在实体瘤中的应用潜力。体内 CAR-T 细胞生成：颠覆传统的 “现场制造”利用脂质纳米颗粒（LNP）或病毒载体将 CAR mRNA 直接递送到患者体内，原位生成 CAR-T 细胞。这种 “in vivo CAR-T” 策略可避免体外培养的繁琐过程，实现快速制备。在非人灵长类动物模型中，静脉注射 CAR mRNA-LNP 可有效诱导 T 细胞表达 CAR，并对肿瘤产生杀伤作用，为实体瘤的紧急治疗提供了新思路。五、未来展望：实体瘤 CAR-T 治疗的下一个突破口尽管实体瘤 CAR-T 治疗仍面临诸多挑战，但随着技术的不断创新和临床经验的积累，我们有理由对其未来充满期待。未来的研究可能聚焦于以下几个方向：新型肿瘤抗原的发现与验证：通过单细胞测序、蛋白质组学等技术，挖掘实体瘤特异性抗原或抗原组合，为 CAR-T 疗法提供更精准的靶点。多靶点与逻辑门控 CAR 的开发：设计具有 “AND”、“OR” 等逻辑功能的 CAR-T 细胞，实现对复杂抗原表达模式的精准识别，同时降低 off-tumor 毒性。人工智能（AI）在 CAR 设计中的应用：利用 AI 算法优化 CAR 的结构，预测抗原结合亲和力、信号传导强度，加速高效 CAR 的开发进程。CAR-T 细胞与其他疗法的深度联合：探索 CAR-T 细胞与化疗、放疗、靶向治疗、表观遗传调控药物的联合应用，打破肿瘤微环境的多重壁垒。个体化医疗与实时监测：结合患者肿瘤的分子特征，制定个性化的 CAR-T 治疗方案，并通过液体活检等技术实时监测 CAR-T 细胞的活性和肿瘤变化，调整治疗策略。六、结语CAR-T 疗法在实体瘤治疗中展现出的潜力与挑战并存。从血液肿瘤到实体瘤，这一革命性疗法正在经历从 “精准打击” 到 “全面突破” 的蜕变。随着科学技术的进步和对肿瘤免疫微环境理解的深入，我们有理由相信，CAR-T 疗法终将突破实体瘤的重重壁垒，为广大癌症患者带来新的希望。正如医学史上每一次重大突破一样，实体瘤 CAR-T 治疗的成功需要基础研究、转化医学和临床实践的紧密协作，更需要全社会对创新疗法的支持与包容。让我们共同期待，CAR-T 这把 “免疫利剑” 能够早日劈开实体瘤治疗的迷雾，照亮癌症治愈的道路。识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入生物制品微信群！请注明：姓名+研究方向！版权声明本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观不本站。

摘要:嵌合抗原受体T细胞（CAR-T）疗法彻底改变了B细胞淋巴样肿瘤的治疗，并在某些情况下改善了疾病结果。因此，已经引入了六个FDA批准的商业CAR-T细胞产品，这些产品针对在恶性B细胞或浆细胞上优先表达的抗原，用于B细胞淋巴瘤、B-ALL和多发性骨髓瘤的治疗。 这些治疗成功激发了CAR-T细胞疗法在其他血液肿瘤，包括T细胞恶性肿瘤中的应用。然而，CAR-T细胞疗法在T细胞肿瘤中的成功明显受限，这是由于存在一些限制因素，例如：1）正常T细胞和CAR-T细胞与恶性细胞之间共享的共同抗原，决定了兄弟相残事件和严重的T细胞再生障碍；2）用于CAR转导的CAR-T细胞被恶性T细胞污染。异体CAR-T产品可以避免肿瘤污染，但引发了与免疫不兼容性相关的其他问题。 尽管存在这些限制，在过去几年中，在针对T细胞恶性肿瘤的CD7和CD5靶向CAR-T细胞疗法方面取得了显著进展。 介绍 T细胞急性淋巴细胞性白血病（T-ALL）约占成人ALL的25%和儿童ALL的10-15%。T-ALL来源于T细胞发育过程中胸腺祖细胞的白血病转化，这是通过累积遗传异常实现的。 根据分化阶段和一些膜抗原的表达，T-ALL被分类为早期/前皮质、皮质和成熟。随着分子遗传学分析（下一代测序）和细胞遗传学研究的出现，T-ALL根据这些遗传异常的存在被分类。在T-ALL中观察到两种类型的遗传异常：A型异常，特征是依赖于染色体重排或缺失的转录因子的异位激活；B型改变，与需要额外的遗传病变以实现完全白血病转化有关。根据遗传异常的存在，已确定四种T-ALL亚型，包括早期胸腺细胞祖细胞（ETP）/不成熟ALL、TLX、TLX1/NKX2.1和TAL/LMO。ETP-ALL的特征是表达造血干细胞标记物如CD34、异常HOX4和MEF2C基因表达、IL7信号级联中的复发突变和高BCL2蛋白表达。TLX亚群的特征是表达γ/δ T细胞受体、激活TLX3或HOXA转录因子的驱动遗传事件。TLX1/NKX2.1亚群的特征是涉及TLX1或NKX2.1转录因子的驱动遗传事件和TLX重排病例中NUP214-ABL1融合的发生。TAL/LMO亚群的特征是表达成熟细胞膜标记物、TAL1和LMO2转录因子的驱动激活和PTEN的复发突变。 过去三十年来，包括T-ALL在内的ALL治疗取得了显著进展，总体生存率得到了持续改善，特别是对于15岁以下的儿童。然而，成人T-ALL患者的生存率明显低于儿童和青少年。此外，复发/难治性疾病患者的预后较差，生存率在10-25%之间。 T细胞淋巴瘤是一种涉及T细胞恶性转化的非霍奇金淋巴瘤；已确定四种主要亚型，包括外周T细胞淋巴瘤、皮肤T细胞淋巴瘤（Sezary综合征和蕈样霉菌病）、间变大细胞淋巴瘤和血管免疫母细胞性T细胞淋巴瘤。在理解这些疾病的分子发病机制方面取得了相当大的进展，从而改善了它们的治疗；然而，对于难治性或复发性疾病的患者，结果通常较差。 嵌合抗原受体（CAR）是一种新型的基于细胞的免疫疗法，显示出相当的疗效。CAR-T细胞被设计为专门识别细胞上表达的主要组织相容性复合体（MHC）无关的抗原，并因此杀死该细胞。CAR-T细胞的生产包括三个步骤：首先从患者或捐赠者那里获得健康细胞，然后使用基因组技术（如慢病毒基因转导和/或基因编辑）对T细胞进行工程改造，最后注入武装的CAR-T细胞以识别和杀死癌细胞。CAR-T细胞治疗在治疗B细胞恶性肿瘤方面取得了相当的成功，如B细胞淋巴瘤和B急性淋巴细胞性白血病。这些在治疗几种血液系统恶性肿瘤方面的发展激发了对T细胞恶性肿瘤的CAR-T细胞治疗的探索；然而，将CAR-T细胞治疗扩展到T细胞恶性肿瘤尤其具有挑战性，因为正常和恶性细胞之间共表达许多细胞膜抗原靶标。 基于CD7靶向的T-ALL CAR-T细胞治疗。CD7是T-ALL细胞高表达的膜抗原。CD7是一种分子量为40 KDa的细胞膜糖蛋白，属于免疫球蛋白超基因家族。CD7被认为是治疗T-ALL和T细胞淋巴瘤的良好潜在靶标。 最近，工程化的表达抗CD7的CAR-T淋巴细胞被用作T-ALL和T细胞淋巴瘤治疗的治疗剂。然而，由于CD7在正常T淋巴细胞和NK细胞上表达，T-淋巴细胞细胞膜上CD7的不受限制的表达将决定兄弟相残的杀戮；因此，生成靶向CD7的CAR-T细胞需要在它们被工程化以编码抗CD7的CAR之前，取消T-淋巴细胞膜上CD7的阻断。 为了开发靶向CD7的CAR-T细胞，已经使用了各种方法来抑制/阻断T细胞上CD7的表达：基因编辑、蛋白质阻断剂和自然选择。 基于基因编辑的CD7 CAR-T细胞。使用了两种基因编辑来生成CD7 CAR-T细胞：CRISPR/CAS9基因编辑和基础编辑基因编辑。 CRISPR/CAS9基因编辑。CRISPR/CAS9基因编辑系统涉及两个组成部分：caspase 9（CAS9）切割DNA，以及导向RNA（CRISPR，成簇的规律间隔短回文重复序列），将CAS9导向特定DNA序列的水平：因此，设计针对特定DNA序列的导向RNA，可以使用CAS9引入DNA的双链断裂，从而产生特定的基因敲除。临床前研究表明，CD7KO CD7 CAR-T细胞可以防止兄弟相残，增殖，并发挥针对恶性T白血病细胞的特定抗肿瘤活性。 可以使用自体T细胞或异体T细胞来生成CD7 CAR-T细胞。从患者那里获得的自体T细胞用于生成CD7 CAR-T细胞是有限的：从患者那里获得适当数量的健康细胞用于准备CAR-T细胞的困难；生成CAR-T细胞所需的程序持续时间；用于CAR-T细胞生成的T细胞可能被白血病或淋巴瘤T细胞污染的风险；自体、个性化CAR-T细胞制剂的相当大的成本。 Allo-CAR-T细胞没有这些限制；然而，这些CAR-T细胞有其他问题，主要与免疫兼容性有关：宿主免疫系统可能会拒绝被识别为非自身的异体CAR-T细胞；供体T细胞对宿主的移植物抗宿主病（GvHD）的发展。 基因编辑可以用来敲除T细胞受体基因，以减少T细胞的免疫不兼容性，消除人类白细胞抗原（HLA）II类基因和CD52。使用这种方法，谢等人最近报告了“通用”CAR-T细胞CD7-/-、TRAC-/-、CD7UCAR.的开发。这些细胞在体外有效增殖，并特异性诱导原发性T-ALL细胞的杀伤，分泌大量促炎细胞因子；此外，这些CAR-T细胞也能显著减少肿瘤负荷并延长T-ALL模型小鼠的生存期。胡等人报告了首次使用CD7靶向CAR-T细胞（RD13-01）进行的临床试验，这些细胞经过基因改造（敲除CD7/TRAC/RFX5相关基因），以抵抗同种异体杀伤、GvHD和异体排斥，并增强抗肿瘤活性。在这项I期试验中，共有12名患者（11名T-ALL/T-淋巴瘤患者和1名表达CD7的AML患者）接受了这些CAR-T细胞治疗。11 输注后4周，9/11的患者显示出OR，7/11的患者达到CR；3名患者接受了异体HSCT。中位时间为10.5个月时，4名患者仍然处于CR状态。（表1）张等人最近报告了一项I期研究的结果，该研究涉及7名T-ALL和3名T-LBL患者接受RD13-01 CAR-T细胞治疗， 80%的患者实现了CR，7/8的应答患者MRD阴性；有趣的是，三名之前自体CD7 CAR-T细胞治疗失败的患者在接受CD7异体HSCT治疗后实现了CR，4/6的患者直到315天仍然无进展。七名患有髓外病变（EMD）的患者中有四名在中位第30天获得了EMD CR。2/6的患者复发且没有CD7丢失，随后死亡。只有一名患者经历了3级细胞因子释放综合征，一名患者经历了3级神经毒性。这些观察结果支持进一步研究，以更好地定义RD13-01产品在治疗T-ALL和T-LBL患者中的安全性和有效性。 Leedom及其同事报告了WU-CART-007的开发，这是一种用于T细胞恶性肿瘤的同种异体CAR-T细胞疗法，使用正常T细胞通过CRISPR/CAS9基因编辑敲除CD7和TRAC（通过GUIDE-Seq控制可能的非目标事件的发生），随后通过慢病毒载体转导CAR，表达高亲和力和高特异性的抗CD7，细胞扩增和耗尽残留的TCRA/B+细胞。WU-CART-007细胞通过CD7靶向在体外和体内都展现出强大的抗肿瘤活性。使用WU-CART-007细胞，Ghobadi等人报告了I/II期研究WU-CART-007-1001的结果，该研究涉及12名R/R T-ALL或T-LBL患者，接受四个剂量水平（每次输注100、300、600、900百万细胞）的治疗。WU-CART-007显示出可管理的毒性，25%的患者出现与治疗相关的不良事件；在剂量水平<2的患者中，CRR为43%。Li等人报告了基于慢病毒转化的allo-CAR-T细胞GC027的开发，该细胞表达抗CD7，正常健康T淋巴细胞中的TCRα和CD7基因被CRISPR/CAS9基因编辑系统沉默。最初在两名难治性/复发性T-ALL患者中探索了GC027 CAR-T细胞的安全性和有效性，两名患者均实现了完全反应。最近，同一作者报告了涉及12名R/R T-ALL患者的GC027 CAR-T细胞的扩展研究结果：11/12的患者在CAR-T细胞输注后一个月内迅速清除了白血病性T淋巴母细胞并达到CR（CR率91.7%）。四名EMD患者中有三名显示出病变的完全缓解。输注的GC027细胞在体内迅速扩增，并在输注后5-10天达到扩增高峰；在大多数患者中，GC0278细胞在输注后4周不可检测。值得注意的是，一名患者的PFS超过3年。毒性概况是可管理的。 基因编辑。基因编辑是一种新兴的基因组技术，它能够在特定的基因位点上以高特异性、精确度和效率产生可编程的单碱基对变化。在这项技术中，腺嘌呤碱基编辑器（EBEs）和胞嘧啶碱基编辑器（CBEs）结合一个单链DNA脱氨酶酶与核酸酶CAS9，分别在特定的基因组靶位点安装A·T到G·C或C·G到T·A的点突变。由于ABEs和CBEs都不引起双链断裂，它们产生高效的靶向编辑，显著降低了核酸酶编辑中观察到的复杂基因组重排的风险。 利用这项技术，DiOrio等人开发了7CAR8，这是一种通过引入四个同时的碱基编辑：CD7、TCRα、CD52和PD1，产生的针对CD7的异体CAR-T。在临床前研究中，7CAR8-T细胞在体外和体内T-ALL模型中显示出高效性。 2022年，CD7 CAR-T基础编辑临床试验（ISRCTN 15323014）开始。在这个试验中，健康捐赠者的T细胞在TCRβC1和TCRβC2、CD7和CD52水平上进行了基础编辑，然后转导了编码识别CD7的CAR的慢病毒载体；使用这个程序，产生了基础编辑的CAR7（BE-CAR7）T细胞库。这项研究的I期将涉及10名患有难治性/复发性T-ALL或其他T细胞恶性肿瘤的儿童；这些患者首先接受了淋巴细胞耗竭，随后接受了0.2x10^6到2x10^6 CE-CAR7 T细胞每公斤体重的输注；在28天分子缓解的患者接受了异体HSCT，随后使用HSCT前使用的条件方案耗尽任何持续存在的BER-CAR7细胞。最近报告了前3名接受治疗的患者的结果：第一名患者，一名13岁的女孩，在异体HSCT后复发T-ALL，在接受BE-CAR7输注后实现了分子缓解，然后从她原来的捐赠者那里接受了移植，成功实现了免疫重建和持续的白血病缓解；第二名患者出现了致命的真菌并发症；第三名患者在BE-CAR7细胞输注后实现了分子缓解，随后在缓解期接受了异体HSCT。这些患者中观察到严重不良事件，包括CRS、多系细胞减少症和机会性感染。 CD7蛋白阻断剂。阻断T淋巴细胞中CD7表达的不同方法包括使用由单链可变片段和细胞内保留域组成的蛋白阻断剂，将目标抗原锚定在内质网和高尔基体中，然后进行蛋白降解。这种技术可以用来在不进行CD7基因编辑的情况下下调T细胞中的CD7表达。这种技术可以用来产生不在其细胞膜上表达CD7的功能和增殖的CAR-T细胞。Wong等人使用这种技术，最近报告了开发了既缺乏CD7又缺乏CD3表达的抗CD7 CAR-T细胞（PCART7），对T-ALL和T-淋巴瘤细胞表现出强大的细胞毒性。Zhang等人开发了一种基于串联CD7纳米体VHH6与内质网/高尔基保留基序的CD7阻断策略，以细胞内阻断CD7分子，从而促进其降解。临床前研究支持CD7阻断在预防同种异体杀伤和使用这种CD7阻断策略开发的CAR-T细胞对CD7阳性白血病细胞的强大细胞毒性方面的有效性。这些CAR-T细胞的I期临床试验显示，7/8的难治性/复发性T-ALL和T-淋巴瘤患者在CAR-T细胞输注后3个月实现了CR；1名患者实现了MRD阴性状态，一名T-淋巴瘤患者实现了超过12个月的CR。大多数患者只有1级或2级CRS。 Pan等人评估了供体来源的CD7 CAR-T细胞在治疗难治性/复发性T-ALL中的应用。为了最小化CD7 CAR-T细胞介导的同种异体杀伤，作者产生了一个包含抗CD7、4-1BB共刺激域和CD3ζ信号域的逆转录病毒载体，以及一个与内质网保留信号序列融合的CD7结合域，使CD7分子在细胞内保留。在I期临床试验中，从先前的HSCT供体或新供体生产的CD7 CAR-T细胞被用于20名难治性/复发性T-ALL患者。90%的患者实现了CR，其中七名患者在中位随访6.3个月后接受了HSCT，15名患者仍然处于缓解状态。2名患者（10%）出现了3-4级CRS，3名患者（15%）出现了1级神经毒性；这两种副作用都与T细胞供体类型或剂量水平无关。最近，这项试验的II期中期报告被提出，涉及20名难治性/复发性T-ALL患者的入组，中位随访11.0个月。90%的患者实现了CR；3名患者仍然处于缓解状态，7名患者复发，2名患者死于感染，8名患者接受了HSCT。1年的PFS和OS率分别为62%和60%。没有纵膈肿块的患者比有纵膈肿块的患者有更长的OS。在18名应答者中，有7名患者复发（3名CD7+，3名CD7-和1名未知）。 最近，Tan等人报告了CD7 CAR-T细胞I期研究中包含的T-ALL患者的长期（24-27个月）随访结果。在中位27个月的随访后，ORR和CRR分别为95%和85%，其中35%的患者接受了HSCT；20名患者中有6名复发，其中4名患者肿瘤细胞失去了CD7表达。在24个月的随访后，PFS和OS分别为37%和42%，中位PFS和OS分别为11和18.3个月。（表1）治疗后超过30天观察到的严重不良事件包括5次感染和1次4级肠道GvHD。在30天内，所有20名患者都出现了细胞减少症，而3名患者在输注后8、12.5和13个月出现了晚期3级细胞减少症。 在20名患者中有5人（25%）出现了非复发性死亡，主要原因是感染；在一例中，由于接受了SCT巩固治疗的患者发生了植入综合征。在所有患者中，非CAR CD7+ T和NK细胞在CD7 CAR-T细胞输注后15天内被清除，直到最后一次随访时在所有患者中几乎都无法检测到，除了一名患者。在2名患者中，长期监测T细胞表型显示中心记忆T细胞逐渐增加，并且在一名患者中，可以测量到低水平的原始和干细胞记忆T细胞亚群。 CAR-T细胞是通过自然CD7阴性T细胞或通过自然选择获得的CD7阴性CAR-T细胞生成的。从不表达CD7抗原的T淋巴细胞生成CAR-T细胞代表了一种潜在的替代CD7基因消除或阻断的方法。在这种情况下，Freiwa和同事提供了证据，表明自然发生的CD7- T细胞存在于健康受试者中，并且代表可以用于CAR-T细胞生成的功能效应T淋巴细胞。这些CD7- T细胞占T淋巴细胞的0.7-19%，主要具有CD4+记忆表型。从这些CD7-开始生成的CAR-T细胞主要表现出CD4+记忆表型，并且在体外和小鼠异种移植模型中对抗原暴露具有显著的抗肿瘤活性；重要的是，这些CAR-T细胞绕过了同种攻击。 Lu等人描述了通过体外自然选择过程获得CD7- CAR-T细胞的不同方法。特别是，这些作者比较了三种不同的方法来生成针对CD7的CAR-T细胞，并在临床前研究中评估了它们的特性：NS7CAR T细胞首先转导T细胞与CD7靶向载体，然后在两周的细胞培养过程中经历自然选择过程；Neg7CAR T细胞是通过转导CD3+CD7- T淋巴细胞与CD7靶向载体获得的；KO7CAR T细胞是通过CRISPR/CAS9基因编辑沉默CD7表达的T细胞生成的。与分选的CD7- CAR-T细胞和CD7敲除CAR-T细胞相比，NS7CAR T细胞显示出相似或更优的治疗特性，包括更高比例的CD8+记忆T细胞和更高比例的CAR+细胞。使用这些NS7CAR T细胞，对14名R/R T-ALL患者和6名T-LBL患者进行了I期临床研究；19名患者在骨髓中实现了MRD CR，5/9在髓外实现了CR。14名患者在接受NS7CAR-T细胞治疗后进行了allo-HSCT（10名巩固治疗，4名挽救治疗），没有复发；6名未接受allo-HSCT的患者中，有4名在中位时间54天时仍处于CR。只有一名患者经历了3级CRS。 Zhang和同事报告了在60名R/R T-ALL（35）和T-LBL（25）患者中使用CD7 CAR-T细胞NS7CAR在三个不同剂量水平：5x10^5/Kg、1-1.5x10^6/Kg和2x10^6/Kg治疗的结果。治疗后28天，94%的患者实现了骨髓CR；在32名EMD患者中，78%显示出客观反应，其中56%处于CR，22%处于PR；2年OS和PFS分别为63.5%和53.7%。重要的是，与未进行移植的10名患者相比，37名CR患者进行巩固HSCT的PFS明显更好（分别为67%和15%）；在未进行移植的10名患者中，有8名复发。在有或没有EMD的患者中，OS和PFS没有观察到差异，而有之前移植史的患者显示出较低的1年OS率（49.4% vs 77.6%）。具有复杂细胞遗传学改变的患者与没有这些改变的患者相比，OS和PFS显著降低（分别为30% vs 79%和25% vs 64.2%）；同样，携带TP53基因突变的患者显示出显著较低的OS（25% vs 77.9%）。安全性概况可接受，80%的患者出现1-2级CRS，11%的患者出现3-4级。两名患者（3.3%）经历了1级ICANS，1名患者（1.7%）经历了4级。CRS和ICANS的发生与NS7CAR的增殖无关。37名患者（61.7%）在输注后第30天或之后出现了未恢复的3级或更高级别的细胞减少。 自体和异体CD7 CAR-T细胞疗效的比较。Zhang等人对自体和异体CD7 CAR-T细胞治疗T细胞恶性肿瘤进行了比较分析。研究涉及10名R/RT-ALL和T-LBL患者，其中5名接受了自体CD7 CAR-T细胞治疗，5名接受了异体CD7 CAR-T细胞治疗；CAR-T细胞是Pan等人描述的Intrablock抗CD7 CAR-T细胞。尽管患者数量非常有限，但尝试了接受自体和异体CD7 CAR-T细胞治疗的患者之间的一些比较：CR率在异体中高于自体（分别为80%和40%）；复发率在异体中高于自体患者（分别为100%和25%）；CAR-T细胞在体内的存活率在异体中高于自体患者。 避免CD7 CAR-T细胞同种攻击的替代方法。最近，提出了两种避免CD7 CAR-T细胞同种攻击的替代方法，而无需进行基因组操作。Ye等人提出的一种方法是基于在制备CAR-T细胞期间，使用含有与CAR相同结合域的自由抗CD7单克隆抗体阻断T细胞膜上的CD7抗原。用抗CD7抗体培养的CAR-T细胞显示出抑制同种攻击、提高细胞活性，并能有效地介导对CD7阳性白血病细胞的细胞毒性。另一种方法是基于在这些细胞的体外扩增过程中向CD7 CAR-T细胞添加伊布替尼或达沙替尼，这些是关键CAR/CD3ζ信号激酶的药理学抑制剂：添加这些抑制剂可以挽救未编辑CD7 CAR-T细胞的体外扩增，在撤除抑制剂后恢复CAR-T细胞在体内介导的完全细胞毒性。使用这种方法制备的CAR-T细胞被证明适用于癌症治疗目的。 基于CD5靶向的T-ALL CAR-T细胞治疗。除了CD7，其他在正常和白血病T淋巴细胞上表达的膜抗原也是CAR-T细胞的合适靶标。其中之一是CD5；CD5在正常细胞上的表达仅限于T淋巴细胞和B1细胞。正如CD7的情况一样，CAR-T细胞上的CD5表达会导致CD5 CAR-T细胞的同种攻击。由于CD5靶向的CAR-T细胞治疗可能是治疗T细胞恶性肿瘤的一个有吸引力的策略，一些实验研究已经描述了针对CD5抗原的CAR-T细胞的特性。因此，Dai等人报告了开发具有完全人类重链-only抗原识别域的CD5靶向双表位CAR；通过CRISPR/CAS9基因编辑敲除CD5的T淋巴细胞与编码抗CD5的慢病毒载体转导生成的CAR-T细胞，在临床前模型中对白血病性淋巴T细胞展现出强大的细胞毒性。Ho等人提供了证据，表明CAR和CAR-T细胞上认知抗原的亲和力影响CAR-T同种攻击的强度。因此，研究表明，在CD5表达下调的T淋巴细胞中表达单链片段变量（scFv）会诱导低强度的同种攻击，从而产生具有最大化抗CD25效应活性的CAR-T细胞。另一项近期研究报告了开发和描述了通过CRISPR/CAS9基因编辑敲除CD5和CD7基因，以减轻CD5和CD7基因敲除的CAR-T细胞，表达抗CD5和抗CD7的完全人类重链-only域。这些CD5/CD7双特异性CAR-T细胞对T细胞恶性肿瘤展现出强大的抗肿瘤活性。很少有临床研究探索了CD5 CAR-T细胞在T细胞恶性肿瘤中的安全性和有效性。2019年，Hill等人报告了一项I期剂量递增研究（MAGENTA研究）的结果，该研究调查了在T细胞中表达时产生最小和短暂同种攻击的自体CD5导向CAR-T细胞。这种治疗被视为异体HSCT的桥梁。这项研究包括了9名患者，其中4名患者显示出客观反应，其中3名在血管免疫母细胞性T细胞淋巴瘤、外周T细胞淋巴瘤和T-ALL患者中实现了CR。输注后，PB CD3+细胞数量有所下降，但没有完全的T细胞无能。2021年，同一作者报告了在接受自体CD5 CAR-T细胞治疗的另外9名R/R T细胞淋巴瘤患者中观察到的结果。这四名反应患者中的三名随后进行了HSCT，其中两名分别在29个月和24个月后仍然存活并且处于CR。临床反应与输注的细胞剂量或T细胞扩增程度无关。Pan等人报告了一项I期研究的初步结果，该研究涉及治疗五名CD7阴性T-ALL患者在CD7 CAR-T细胞治疗后复发并接受了先前HSCT供体来源的CD5 CAR-T细胞；所有这5名患者在第30天实现了CR，并在中位随访27个月时保持MRD阴性。尽管这些结果是有希望的，但需要更长时间的随访来评估反应的持续时间和功能性免疫系统的重建。Patel和同事开发了一种新的CD5 CAR-T细胞制剂，Senza 5TM，这是一种自体CD5 CRISPR-CAS9敲除抗CD5 CAR-T产品，对CD5靶标具有高特异性；他们的策略，>90%的CD5 KO和>30%的CAR转导，允许生成两种主要的细胞群体：一种是CD5 KO CAR-T细胞，另一种是CD5KO正常未转导细胞。预计CD5 KO CAR-T5细胞将针对CD5阳性T-白血病/淋巴瘤细胞，但会导致对正常T细胞的毒性，这将通过在输注后具有生存优势的CD5 KO正常T细胞来减轻。将在I期临床研究中评估自体Senza 5TM CART5细胞在CD5阳性T细胞淋巴瘤患者中的效果。Chun等人最初报告了开发了一种通过CRISPR-CAS9基因编辑消除CD5表达的抗CD5 CAR-T细胞群体：CRISPR-CASp KO的CD5一致增强了CAR-T细胞的抗肿瘤活性，通过增加CAR介导的激活和增殖。 针对CD37的CAR-T细胞治疗T细胞恶性肿瘤。CD37是四跨膜蛋白超家族的一种跨膜蛋白。部分T细胞淋巴瘤在其细胞膜上表达CD37。Scarfs等人报告了以CD37为靶点的CAR-T细胞（CAR37）的开发，其中4-1BB作为共刺激域。CAR-T细胞在周围T细胞淋巴瘤模型中显示出抗原特异性激活、细胞因子产生和细胞毒性活性。在CAR-37细胞中未观察到显著的同种相残相关事件。迄今为止，唯一进行中的涉及CD37导向CAR-T细胞（NCT 04136275）的试验涉及CD37阳性血液系统恶性肿瘤的患者，包括白血病、B细胞和T细胞淋巴瘤。在初步的I期报告中，4名患者接受了CD37 CAR-T细胞治疗，其中包括1名CTCL患者，在输注后第28天实现了CR。 CD70靶向CAR-T细胞在T细胞淋巴瘤中的应用。CD70是一种II型跨膜糖蛋白，是Tnf配体家族的成员。CD70与其配体CD27相互作用。CD70表现出一些特性，使其成为某些血液系统恶性肿瘤的合适治疗靶点：CD70仅在激活的T和B细胞、NK细胞和树突状细胞上短暂表达；CD70在某些血液系统恶性肿瘤中广泛表达，包括一些B细胞淋巴瘤和系统性T细胞淋巴瘤；CD70与其配体CD27的相互作用在T和B淋巴细胞激活中诱导共刺激信号。 在患者衍生的异种移植模型中，使用抗体-药物偶联物靶向CD70在CTCL中产生了显著的抗肿瘤活性。 I期COBAL-LYM剂量递增研究评估了异体抗CD70 CAR-T细胞（CTX 130）在R/R患者中的PTCL或CTCL。CTX 130细胞是经过CRISPR/CAS9基因编辑改良的异体T淋巴细胞，以消除TCRα、MHC-I的表达，通过β2-微球蛋白破坏和CD70，然后转导含有编码抗CD70的慢病毒载体。15名T细胞淋巴瘤患者接受了CTX 130治疗；在PTCL（ORR 75%）和CTCL（ORR 67%）患者中观察到反应；29%的患者实现了CR。 T细胞受体靶向CAR-T细胞作为T淋巴瘤治疗策略。另一种针对T细胞恶性肿瘤的靶向策略基于T细胞受体β链恒定域1和2（TRBC1和TRBC2）的最终独占表达。正常T淋巴细胞包含TRBC1+和TRBC2+细胞组分，而T细胞恶性肿瘤仅限于其中之一。45靶向TRBC1的CAR-T细胞可以识别并杀死正常和恶性TRBC1+细胞，保留TRBC2+ T细胞。 最近，一项I/II期临床研究（AUTO4）的结果涉及使用TRBC1导向的自体CAR-T细胞治疗10名R/R T细胞淋巴瘤患者，采用四个平坦剂量水平。40%的患者实现了CR。最常见的治疗相关不良事件是细胞减少症（贫血和中性粒细胞减少症）；然而，30%的患者有3级或更高的不良事件，PCR观察到没有CAR-T细胞扩增。随着随访时间的延长，接受最高剂量（450x10^6）治疗的50%患者在6个月和9个月时分别保持了完全的代谢反应。 使用CAR-T细胞治疗靶向CCR4在T细胞恶性肿瘤中的应用。趋化因子受体CCR4（也称为CD194）是一种七跨膜G蛋白偶联细胞膜分子，对造血系统细胞有选择性表达：特别是，CD4+CD25+Foxp3+调节细胞、TH2和TH7 T细胞主要表达CCR4。CCR4在许多T细胞恶性肿瘤中高度表达，包括ATL、CTCL、MF和SS，是这些疾病的生化治疗靶点。因此，mogamulizumab，一种去岩藻糖化的人性化抗体，经过工程改造以发挥增强的抗体依赖性细胞毒性，靶向CCR4，已被批准用于治疗R/R CTCL、MF、SS和ATLL。 这些观察结果为开发和评估靶向CCR4的CAR-T细胞提供了强有力的理由。因此，Perera等人产生了一个慢病毒载体，用于T细胞的遗传工程，以表达一个靶向CCR4的CAR，使用来自抗人CCR4抗体的人源化可变重链和κ轻链，与mogamulizumab不同。 CCR4靶向CAR-T细胞有效地溶解了患者衍生的CTCL细胞系，并在小鼠异种移植模型的ATL中发挥了强大的抗肿瘤活性。 Watanabe等人最近探索了靶向CCR4的CAR-T细胞的开发：在这些细胞的体外扩增过程中，同种相残事件特别耗尽了Th2和Tregs，同时保留了CD8+和Th1细胞。 在扩增过程结束时，产生了一种具有针对表达CCR4的T细胞恶性肿瘤的强大抗肿瘤效力的CAR-T细胞群。 CCR9在T-ALL中的靶向。最近的一项研究表明，CCR9在超过70%的T-ALL病例中表达，包括在R/R患者中超过85%的阳性率，与正常T细胞的低阳性率（<5%）相比。51靶向CCR9的CAR-T细胞对同种相残有抵抗力，并在体外和体内都具有强大的抗白血病活性，即使在抗原密度低的情况下。这些观察结果表明，抗CCR9 CAR-T细胞可能是R/R T-ALLs潜在的有希望的治疗策略。 靶向CD2的CAR-T细胞疗法。Xiang等人报告了一种异体“通用”CD2靶向CAR-T细胞（UCART2）的开发，其中CD2抗原被删除以防止同种相残，T细胞受体被移除以防止移植物抗宿主病（GvHD）；UCART2细胞对T-ALL表现出显著的疗效，并延长了T-ALL植入的免疫缺陷小鼠的生存期。使用rhIL-7-hyFc（一种长效重组人IL-7），在原发性患者T-ALL模型中延长了UCART2的持续时间和增加了生存率。根据这些观察，建议异体抗同种相残的UCART2与rhIL7-hyFc联合使用，可能是治疗T-ALL的合适方法。 靶向CD38的CAR-T细胞疗法。最近的一项研究报告了靶向CD38抗原的CAR-T细胞的临床前活性。CD38抗原是多发性骨髓瘤和T-ALL中经过验证的肿瘤抗原。激活的T细胞上的CD38表达并未损害CD38-CAR-T细胞的扩增和体外功能。在用原发性T-ALL细胞异种移植的小鼠中，CD38-CAR-T细胞介导了延长的生存期。 结论 CAR-T细胞疗法治疗T细胞恶性肿瘤仍处于起步阶段，在其被引入这些疾病的标准治疗策略之前，还需要更多的研究。 有几个因素阻碍了CAR-T细胞技术在T细胞恶性肿瘤治疗中的成功开发：（i）肿瘤污染，与制造的CAR-T细胞产品与白血病/淋巴瘤T细胞的混合有关；（ii）T细胞再生障碍，作为不希望的靶向扩展到正常T细胞的后果；（iii）同种相残，与CAR-T细胞不仅靶向恶性T细胞，还靶向其他表达目标抗原的CAR-T细胞的细胞毒性有关。 已经开发了一些策略来消除或减轻这些限制；因此，异体CAR-T细胞绕过了CAR-T细胞与肿瘤细胞污染的问题。另一方面，已经开发了各种策略来减轻同种相残，从使用CRISPR-CAS9技术或基础编辑的基因编辑到细胞内阻断或自然选择。然而，这些策略中的一些解决了一个问题，但同时也引发了其他问题。 尽管存在这些限制，只有一些基于足够数量的T细胞恶性肿瘤患者、至少两年随访的研究，提供了初步的鼓励结果，这些结果需要在更大规模的前瞻性研究中得到确认。 未来的研究必须阐明：（i）CAR-T细胞在恶性T细胞表面要靶向的“最佳”膜抗原；（ii）自体和异体CAR-T细胞在安全性和有效性方面的比较评估；（iii）CAR-T细胞疗法单独或作为异体HSCT的桥梁的作用。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。