IFN family x IFNA1

免疫疗法通过利用宿主免疫系统对抗恶性肿瘤，彻底改变了肿瘤学的治疗格局，然而免疫相关不良事件（irAEs）对治疗的可持续性和患者预后构成了巨大挑战。 《International Immunopharmacology》近日发表综述，系统分析了关键免疫疗法（包括免疫检查点抑制剂[ICI]、嵌合抗原受体T[CAR-T]细胞疗法、癌症疫苗和溶瘤病毒[OV]）诱导的 irAEs 的机制与治疗。 文末有原文PDF链接 引言 癌症免疫疗法在过去几年中已成为治疗多种恶性肿瘤患者越来越受欢迎的治疗选择，并获得了2018年诺贝尔生理学或医学奖的认可，这标志着肿瘤内科临床实践的重大进步。免疫疗法与传统癌症治疗方法（如化疗和放疗）相比的优势在于，它利用人体自身的免疫系统来识别和攻击癌细胞，减少对正常细胞的损伤，具有更好的耐受性和更少的副作用，并可能提供更持久的免疫记忆以降低复发风。癌症免疫疗法主要包括免疫检查点抑制剂（ICI）、嵌合抗原受体T（CAR-T）细胞疗法、癌症疫苗和溶瘤病毒（OV）。尽管这些疗法已取得成功，但它们也与一系列新的副作用相关，通常称为免疫相关不良事件（irAEs）。 irAEs 通常是自身免疫性疾病，可在免疫治疗后影响身体的任何器官，其发生率取决于治疗方式、给药剂量、所用免疫治疗方法的类别以及患者的具体特征，因此这些毒性反应在临床治疗和管理中构成了多方面的挑战。目前的临床实践中 irAEs 的管理主要采用皮质类固醇作为一线治疗，免疫抑制剂作为二线治疗。然而这些用于治疗 irAEs 的疗法也存在潜在的缺点，例如，皮质类固醇本身具有显著的副作用，即使在短期使用中，也包括但不限于静脉血栓栓塞风险、精神状态改变、葡萄糖耐受不良、骨折和机会性感染。使用高剂量免疫抑制剂可能对免疫疗法的疗效产生不利影响，并可能降低患者生存率。因此，开发新的治疗方法以安全有效地处理 irAEs 而不影响免疫疗法的有效性至关重要。近期的临床前研究进展包括将免疫治疗药物富集于肿瘤部位、阻断 irAEs 触发因素、调节微生物组等，为将治疗疗效与毒性脱钩提供了有前景的途径。 近年来有大量综述总结了 irAEs 的机制、临床表现和管理，但大多数要么关注单一类型的免疫疗法，要么将其讨论局限于传统的临床管理策略，缺乏对 irAEs 疗效-毒性脱钩策略的全面分析。此外，现有综述很少将临床前技术与临床转化潜力联系起来，并且缺乏对将脱钩策略转化为临床实践的瓶颈和解决方案的清晰分析。为了解决这些差距，作者在 PubMed 和 Web of Science 上从各数据库建库至 2026 年 1 月进行了全面的文献检索。我们使用了包括癌症免疫治疗、irAEs、ICIs、机制、临床管理和其他核心关键词，并纳入了关注 irAEs 机制、临床表现和治疗策略的研究，同时排除了那些与癌症免疫治疗无关的研究。基于对 irAEs 上述方面的总结和分析，本文旨在审视 irAEs 的潜在机制，描绘其临床控制措施，并填补 irAEs 管理的临床前创新与临床应用之间的空白，为 irAEs的基础研究和临床开发提供新的视角。 irAEs 的机制与特征 癌症免疫疗法通过利用免疫系统彻底改变了肿瘤学，包括 ICIs、过继细胞疗法（ACT）、癌症疫苗和 OVs。它们可以增强抗肿瘤免疫，但可能无意中引发对健康组织的免疫攻击，即 irAEs。不同免疫疗法中 irAEs 的发展源于免疫稳态的破坏，通常涉及自身反应性 T 细胞活化和细胞因子驱动的炎症。这一过程的核心是对自身抗原的耐受性丧失。对于 ICIs 而言，检查点阻断移除了 T 细胞上的生理“刹车”，使其能够同时针对健康组织和肿瘤细胞被激活；类似地，ACT 引入了具有增强细胞毒性的 T 细胞，这些 T 细胞可能与表达靶抗原的正常细胞发生交叉反应；癌症疫苗虽然旨在引发肿瘤特异性反应，但存在通过肿瘤抗原和自身抗原之间的分子模拟诱导脱靶免疫的风险。 OVs 在病毒裂解过程中释放大量肿瘤相关抗原，以及通过 Toll 样受体和 RIG-I 样受体放大先天免疫信号的特异性分子模式（PAMP），从而加剧了这种风险。这些机制最终导致一个共同的结果：促炎细胞因子（如 IL-6、IFN-γ 和 TNF-α）水平升高，这些细胞因子在皮肤、胃肠道和肝脏等免疫活性器官中驱动组织炎症。此外，这四种策略的机制、器官特异性风险和其他方面存在显著差异。ICI 毒性反映自身免疫发病机制，ACT 取决于细胞因子风暴，疫苗主要引发局部反应，而 OVs 则混合了病毒细胞病变和免疫刺激。揭示这些途径将指导开发更安全的疗法和精准管理方案，最终改善癌症免疫治疗的风险-获益平衡。理解它们的差异对于优化治疗安全性至关重要（表 1）。 免疫检查点抑制剂 ICIs 是一类通过阻断癌细胞用来逃避检测的蛋白质并恢复针对多种癌症的 T 细胞细胞毒性来增强抗癌免疫反应的免疫治疗药物。ICIs 引起的 irAEs 发病通常延迟（通常在治疗后数周至数月），表明其发生需要一个自身抗原暴露、T 细胞克隆扩增、细胞因子分泌等多阶段过程（图 1）。 图1.ICI引起的 irAE示意图。(A)T细胞在攻击肿瘤细胞的同时可能损伤正常细胞。(B)过度活化的 T细胞可能分泌炎症介质。(C)ICIs可能与正常组织表达的免疫检查点配体结合。(D)肠道微生物组可以释放某些代谢物过度激活免疫细胞。 ICI 诱导的 irAEs 根植于其靶分子独特的器官特异性表达模式和生理作用。CTLA-4 主要表达于淋巴器官和粘膜组织（如肠固有层）中的 Treg 细胞上，与 CD28 竞争结合 CD80/86 以维持外周耐受。CTLA-4 阻断诱导的 Treg 耗竭和功能抑制在肠道免疫活性环境中被放大，从而解释了为何结肠炎是 CTLA-4 抑制剂最具特征性的毒性。相比之下，PD-1 在外周器官的耗竭 T 细胞和组织驻留记忆 T 细胞上高表达，而 PD-L1 在肺、甲状腺和肝脏的上皮细胞上组成性表达。PD-1/PD-L1 抑制剂（例如帕博利珠单抗）阻止 T 细胞耗竭信号，并破坏这些器官中的组织特异性耐受，导致优先诱导肺炎和甲状腺炎。组织学上，受影响的组织表现出致密的 CD4+/ CD8+ T 细胞浸润，通常伴有浆细胞和肉芽肿，具体的 T 细胞亚群和细胞因子谱由器官的免疫微环境决定。 ICI 相关 irAEs 的不同器官趋向性源于粘膜和外周组织耐受之间的根本差异。粘膜耐受是一个以肠道为中心的网络，由 CTLA-4 介导的粘膜/淋巴组织中的 Treg 抑制所保障，该网络被 CTLA-4 阻断所破坏。PD-1/PD-L1 协调的外周耐受抑制表达 PD-L1 的外周器官（肺、甲状腺、肝）中耗尽/组织驻留记忆 T 细胞 ，这种耐受性差异解释了 ICI 特异性 irAE 特征，并为针对粘膜或外周 irAE 的靶向干预提供了机制基础。 当免疫细胞被激活时，会分泌各种细胞因子。某些细胞因子如 IL-1β、IL-6、IL-10 和 IL-17 在 irAEs 的发生中起重要作用。例如，IL-6 可激活 JAK-STAT 信号通路，反过来加剧炎症反应。IL-6 还可促进 Th17 细胞的分化，导致皮肤和肠道等组织发生炎症损伤。IL-10 是另一个对 irAEs 有显著影响的因子，它通过抑制炎症细胞因子（如 TNF-α、IL-6 和 IL-1）的产生，从而减轻炎症反应。 ICIs 中 irAEs 的发展也受到肠道微生物组的影响。微生物产生的代谢产物（例如短链脂肪酸）可能调节免疫反应，肠道微生物还可通过影响宿主免疫系统来增强 ICIs 的抗肿瘤效果，但同时也可能增加 irAEs 的风险，表现出一种“疗效-毒性耦合效应”。因此，肠道微生物组在 ICIs 治疗中具有双重作用，其影响的确切机制仍有待研究。 过继细胞疗法 ACT 是一种免疫治疗策略，涉及从癌症患者体内分离出肿瘤反应性免疫细胞，然后在体外进行扩增和功能表征，以增强其抗肿瘤活性，然后再回输给患者。这些经过改造的免疫细胞可以通过细胞毒性机制直接介导肿瘤细胞杀伤，或通过调节肿瘤微环境间接增强抗肿瘤免疫反应。CAR-T 细胞疗法在急性淋巴细胞白血病、非霍奇金淋巴瘤和其他血液肿瘤中取得了显著疗效，部分患者实现了完全缓解。肿瘤浸润淋巴细胞疗法（TIL）在黑色素瘤等实体瘤中也显示出一定的有效性。另一方面，T 细胞受体工程 T 细胞疗法（TCR-T）在治疗消化道肿瘤方面非常有效，并且研究已证实 NK 细胞疗法在治疗多种实体瘤中的疗效。 尽管 ACT 取得了显著成就，但其通过快速、大规模的免疫激活诱导的 irAEs 限制了其应用。CAR-T 细胞与肿瘤抗原结合后，会释放细胞毒性颗粒（穿孔素、颗粒酶 B）和促炎细胞因子（IL-6、IFN-γ、GM-CSF），触发巨噬细胞和内皮细胞活化的正反馈循环，这一级联反应导致细胞因子释放综合征（CRS）（图 2），其特征为发烧、低血压和多器官功能障碍。严重的 CRS 可能进展为毛细血管渗漏综合征或噬血细胞性淋巴组织细胞增多症（HLH）。神经毒性是 CAR-T 疗法的另一个标志，源于细胞因子介导的血脑屏障破坏以及 T 细胞与脑内皮细胞的直接相互作用，导致免疫效应细胞相关神经毒性综合征。由于靶抗原也在正常组织中表达，改造后的免疫细胞可能会攻击正常组织，造成器官损伤。例如，某些 CAR-T 细胞疗法可能对心脏和肝脏等器官产生毒性。对于使用供体细胞的过继细胞疗法，如异基因TIL 疗法，患者体内可能会对供体细胞产生免疫排斥反应，影响治疗效果和安全性。 图 2. CAR-T 产生 CRS 的示意图。 CAR T 细胞与癌细胞上的靶抗原结合，导致癌细胞破坏。濒死细胞释放 DAMP，激活巨噬细胞，促使它们释放细胞因子。这种强大的免疫激活可以有效清除癌症，但也可能导致 CRS。 癌症疫苗 癌症疫苗（CVs）是一种免疫疗法，通过递送作为细胞或片段的肿瘤特异性抗原（TSA），训练免疫系统选择性地靶向和摧毁癌细胞。这些抗原激活免疫反应以对抗特定癌症，降低复发风险，并增强抗肿瘤免疫，CVs 归类为主动免疫疗法。 与癌症疫苗相关的 irAEs 的潜在机制包含多种因素。癌症疫苗（包括基于 mRNA 的和树突状细胞疫苗）主要引起局限于注射部位的轻度 irAEs（红斑、硬结），这是由于佐剂诱导的先天免疫细胞募集所致。全身性反应（发烧、疲劳）与树突状细胞迁移至淋巴结和随后的 T 细胞启动相关。靶向肿瘤特异性新抗原的疫苗最大限度地减少了交叉反应性，而靶向共享抗原的疫苗可能罕见地诱导葡萄膜炎或神经病变。长期风险仍不确定，因为持续存在的疫苗引发的 T 细胞理论上可能随着年龄增长或表位扩展而打破对自身抗原的耐受。这些机制可能相互作用，共同促成 irAEs 的发生。 溶瘤病毒 OVs 是一类能够特异性复制并诱导癌细胞凋亡，同时保护正常组织免受损伤的病毒。OVs 选择性地在癌细胞中复制并裂解它们，同时不伤害健康组织，无论是作为天然毒株（例如呼肠孤病毒、新城疫病毒）还是经过基因工程改造以优化肿瘤趋向性、增强复制和免疫激活的变体。通过破坏肿瘤，OVs 释放肿瘤抗原，这些抗原被树突状细胞捕获，以启动 T 细胞介导的抗肿瘤免疫。四种 OV 疗法已获临床批准，它们与化疗、放疗或免疫疗法的协同作用凸显了广阔的治疗潜力。 虽然 OVs 疗法刺激抗肿瘤免疫反应，但也可能引起一些免疫相关的不良反应。OVs 进入体内并感染肿瘤细胞后，会介导肿瘤细胞裂解，导致肿瘤相关抗原、病毒 PAMP 和受损细胞释放的损伤相关分子模式（DAMP）的释放。这些释放的分子随后激活先天免疫系统，引发大量促炎细胞因子释放到血液中。这种全身性炎症反应是引起流感样症状（如发烧、疲劳和寒战）的原因。这些症状通常是由于 OVs 激活免疫系统，导致免疫细胞释放大量细胞因子所致。部分患者可能对 OVs 产生过敏反应，表现为皮疹和瘙痒等皮肤症状。当 OVs 与 ICIs（例如 PD-1/PD-L1 阻断剂）联合使用时，它们可以通过招募和激活大量 T 细胞浸润，将免疫学上的“冷”肿瘤转化为“热”肿瘤。然而，这些高度活化的 T 细胞有时可能表现出降低的特异性，导致意外靶向与肿瘤细胞共享表位的正常组织。这种免疫耐受的丧失会导致炎症性不良事件，如皮疹、结肠炎和肝炎，造成器官损伤。在某些临床试验中，患者在 OVs 治疗后可能出现白细胞减少症或淋巴细胞减少症，可能与 OVs 激活免疫系统有关，导致免疫细胞消耗增加。 尽管共同基于免疫失调和自身耐受丧失，但不同免疫疗法之间 irAEs 的机制和轨迹也存在显著差异。ICIs 移除外周耐受检查点，允许延迟的自身反应性 T 细胞浸润到肺和结肠等器官。CAR-T 疗法通过快速的 T 细胞激活和涉及 IL-6 和 IFN-γ 的细胞因子风暴，驱动急性细胞因子释放综合征和神经毒性，这与 ICI 的动力学不同。癌症疫苗诱导轻微的、局部的先天免疫反应，罕见由抗原交叉反应引起的全身效应。OVs 通过 PAMP 介导的炎症引发流感样症状，严重毒性通常仅在与 ICIs 联合使用时发生。这些机制上的区别定义了特定疗法的干预节点：对于 ICIs，肠道微生物群组成和 Treg 功能至关重要。在 CAR-T 疗法中，中和 IL-6 和 GM-CSF 至关重要。对于癌症疫苗，安全性取决于抗原设计的特异性。而对于 OVs，控制病毒复制对于减轻 irAEs 至关重要。理解这些差异能够实现精准、个性化的 irAEs 管理。 不同 irAEs 的临床表现和治疗 irAEs 的管理主要为皮质类固醇，如甲基强的松龙和泼尼松，它们利用其抗炎和免疫抑制特性。推荐对严重的 irAEs 使用高剂量皮质类固醇，随后在 4-6 周内逐渐减量，并最终在额外 4 周或更长时间内停药。对于对皮质类固醇无反应的患者，可以考虑使用其他免疫抑制剂。选项包括霉酚酸酯、钙调神经磷酸酶抑制剂如他克莫司和环孢素、静脉注射免疫球蛋白、维得利珠单抗、利妥昔单抗、细胞因子靶向疗法（如英夫利西单抗和阿达木单抗），以及信号通路靶向药物（如托法替尼和西罗莫司）。 血浆置换可作为严重病例的临时干预措施，而激素替代疗法是内分泌相关 irAEs 的首选。严重或难治性病例需要住院和多学科管理，且可能导致免疫疗法的暂时或永久停止。 来自 ESMO、癌症免疫治疗学会（SITC）毒性管理工作组和国家综合癌症网络（NCCN）的指南为经常发生的 irAEs 提供了全面的治疗流程。irAEs 可能发生在全身各种组织和器官中（图 3），并且针对 irAEs 的治疗根据受影响部位而有所不同（表 2）。 图3. 临床 irAEs 的示意图。 最常受影响的器官和常见的特定 irAEs 列在方框中。 皮肤 irAEs 皮肤毒性是一种常见的早期免疫治疗反应，发生在前六周内，其发生率因免疫治疗类型和组合而异，例如使用伊匹木单抗的患者可能会出现皮疹和瘙痒。 在严重病例中，需要口服或静脉注射糖皮质激素治疗，并可能需要停止免疫治疗。在接受免疫治疗的患者中，皮肤 irAEs 的发生与更高的总生存期（OS）和无进展生存期（PFS）相关，表明皮肤 irAEs 可能作为治疗疗效的预后生物标志物。 胃肠道 irAEs 胃肠道免疫相关不良事件（GI irAEs）很常见，通常在免疫治疗开始后 6 至 8 周出现，可表现为结肠炎、腹泻、胃炎等。抗 CTLA-4 疗法与比 PD-1/PD-L1 抑制剂更严重的 GI irAEs 相关。 对于轻度病例，可以使用洛哌丁胺或阿托品等止泻药；严重病例需要口服或静脉注射糖皮质激素，有时还需要免疫抑制剂。目前缺乏预测性生物标志物，因此让胃肠病学家和外科医生参与至关重要。同时，研究肠道微生物组可能会为这些不良事件带来新的策略。 肝脏 irAEs 免疫疗法相关肝毒性是一种无症状的肝损伤，主要表现为肝酶水平异常；通常发生在治疗开始后 6-14 周，可以通过肝脏组织病理学确认。 其发生率为 2-10% ，与 PD-L1 抑制剂相比，使用 PD-1 抑制剂的患者观察到更高的风险。此外，用于原发性肝癌的 ICIs 比用于其他实体瘤的 ICIs 具有更高的肝毒性风险。根据 NCCN 指南，对于出现肝毒性的患者应暂时停止免疫治疗，并且必须持续监测实验室指标。对于 ≥ 2 级肝毒性可加用糖皮质激素，而 4 级肝毒性需要永久停止免疫治疗。其管理取决于肝毒性的严重程度，并且由于 irAEs 可能表明更好的治疗结果，平衡安全性和疗效对于获得最佳的患者长期预后至关重要。 肺部 irAEs 肺部 irAEs 发生在 2.5% - 10% 的免疫治疗患者中，并且是与 PD-1/PD-L1 抑制剂相关的致死率最高的 irAEs。患有预先存在的肺部疾病或有吸烟史的患者预后更差。它通常比其他 irAEs 出现得晚，通常在治疗开始后几个月。症状是非特异性的，CT 扫描显示多种表现，如机化性肺炎、间质性肺炎、急性呼吸窘迫综合征、细支气管炎和过敏性肺炎。与其他 irAEs 不同，肺部毒性不能预测更好的免疫治疗结果或延长 PFS 和 OS。对于治疗，轻度至中度病例通常涉及类固醇和免疫抑制剂，而严重病例需要立即停止免疫治疗。 心脏 irAEs 免疫治疗相关的心脏毒性患病率为 1.14%，罕见但致死率高，可表现为心肌炎、心力衰竭或应激性心肌病。心肌炎通常发生在 ICIs 治疗开始后约 34 天，大多数病例在三个月内。患者通常表现为肌钙蛋白升高和心电图异常。半数患者显示 LVEF 降低，一些活检显示以 T 细胞为主的心肌浸润，类似于移植排斥。心脏 irAEs 通常需要停止免疫治疗并立即使用糖皮质激素，强烈推荐进行心内膜心肌活检以确认诊断。 肾脏 irAEs 肾脏 irAEs 发生在大约 1.7% 的免疫治疗患者中，主要表现为无症状的急性肾损伤（AKI），其严重程度范围从轻度到重度。急性间质性肾炎（AIN）也很常见，而肾小球疾病则较少见。 由于 AKI 的各种原因，诊断肾脏 irAEs 很困难。如果排除了其他原因，可能需要进行肾活检。对于 AIN，糖皮质激素通常效果很好，大多数患者可缓解。类似地，皮质类固醇对其他肾脏 irAEs 如 ATI 和 MCD 也有效。部分患者在停止免疫治疗并服用皮质类固醇后肾功能恢复，但如果恢复免疫治疗，AIN 复发可能会更严重。 大多数患者可通过及时治疗完全康复，有时可以耐受重新引入免疫治疗。然而对于已有肾功能不全的患者，复发性 AKI 可能加速向终末期肾病的进展，因此重新引入 ICIs 需要谨慎。 神经 irAEs 神经 irAEs 影响中枢和周围神经系统，表现为自身免疫性脑炎、重症肌无力、格林-巴利综合征、周围神经病变、无菌性脑膜炎和横贯性脊髓炎。它们通常发生在免疫治疗的前三个月内，但也可能在治疗停止后出现。 初始治疗为糖皮质激素治疗。如果在 48-72 小时内没有显著改善，可以考虑使用免疫抑制剂如霉酚酸。静脉注射免疫球蛋白是二线选择，血浆置换可用于抗体介导的神经 irAEs。 其他 irAEs irAEs 还包括内分泌、风湿病和血液学毒性。例如，甲状腺功能障碍是最常见的内分泌 irAE（使用 PD-1/PD-L1 抑制剂发生率为 5%-20%，使用 CTLA-4 抑制剂罕见），通常在治疗后 4-7 周出现，通常表现为短暂的甲状腺毒症，进展为永久性甲状腺功能减退症；有症状的甲状腺功能亢进症可以用 β-阻滞剂控制症状。垂体炎与 CTLA-4 抑制剂密切相关（发生率 5%-10%，中位发病 2-3 个月），症状包括头痛和视力障碍，需要立即进行糖皮质激素替代治疗。ICI 相关的 1 型糖尿病（<1%）罕见但危及生命，需要及时进行糖皮质激素、激素或胰岛素替代。 风湿病学 irAEs 主要包括关节炎、风湿性多肌痛（PMR）和肌炎。关节炎（1%-7%）和 PMR（2%-3%）的发病时间不一，通常在治疗后几个月出现，而肌炎的中位发病时间仅为一个月。管理基于严重程度：1 级使用 NSAIDs，继续 ICIs 治疗；2 级需要中断 ICIs 并口服泼尼松；3-4 级需要停止 ICIs，使用高剂量糖皮质激素，如无反应则使用 DMARDs。相比之下，血液学 irAEs 罕见（发生率 < 1%）但危及生命，占延迟住院 irAEs 的 21.7%（中位发病 1.7-2 个月）。 irAEs 的新兴策略 尽管传统方法（如皮质类固醇）可以控制 irAEs，但其广泛的免疫抑制特性常常与抗肿瘤疗效相冲突，造成了临床管理中的关键挑战。因此，下一代 irAEs 管理策略的最终目标是实现“疗效与毒性的脱钩”。本节审视了一系列新兴策略，重点将放在这些方法如何通过增强靶向性、干预特定通路或重塑全身免疫稳态，为精准和安全的免疫治疗提供颠覆性解决方案。 免疫治疗药物在肿瘤部位的富集 irAEs 发生的一个主要原因是免疫治疗药物对肿瘤组织的靶向性不足，导致免疫系统攻击正常组织，大量研究致力于通过使用先进材料来提高免疫治疗的肿瘤靶向效率。作者总结了一些代表性的材料，这些材料可以进一步增强抗肿瘤免疫并管理 irAEs。 纳米颗粒可用于药物递送，并在免疫治疗中显示出获益，它能增强抗肿瘤免疫并降低全身毒性。Jin 等人开发了一种吸入式纳米颗粒递送系统，使用壳聚糖（CS）作为载体递送 aPD-L1 以治疗肺转移（图 4）。带正电荷的 CS 与带负电荷的粘蛋白相互作用，延长 aPD-L1 在粘膜中的滞留时间，并增强其跨粘膜吸附和渗透（图 4A）。在鼠模型中，CS/aPD-L1 制剂显示出有希望的疗效，irAEs 较少，且重要器官未见显著的组织病理学变化（图 4B-D）。该策略的优势在于其非侵入性和直接靶向肺部病变，显著减少了全身性抗体暴露，为治疗与肺转移相关的 irAEs 提供了一个理想的范例。然而其应用具有高度的器官特异性，难以扩展到其他组织。Park 等人引入了一种新型脂质体纳米颗粒（piLNP），用于封装与吲哚青绿连接的抗 PD-L1 抗体片段，以增强肿瘤靶向。结果显示，静脉注射的 piLNP 能有效靶向 mouse 模型中的 4T1 肿瘤，并且通过激活特异性 T 细胞和光热疗法，经 piLNP 治疗的小鼠能够抑制 4T1 肿瘤的生长和肺转移。至关重要的是，与 PD-L1 抗体相比，piLNP 未在小鼠中诱导显著的炎症或组织损伤，也未增加血清肝酶水平，表明它们可以在增强抗肿瘤效果的同时显著减少 irAEs 的产生。 图 4. (A) CS/aPD-L1 吸入抑制肺转移的示意图。 (B) 吸入 PBS、游离 IgG-Cy5.5、CS-IgG-Cy5.5 24 小时后收集的小鼠肺部荧光成像。 (C) 第 15 天接受指定治疗后收集的代表性小鼠肺部照片。 (D) 不同治疗后小鼠肺表面的肺转移灶数量。 这项研究代表了一种先进的“多功能诊疗一体化”设计。它将抗体片段递送与近红外光触发的物理消融相结合，实现了免疫调节和直接杀伤的协同效应。虽然有效，但这种联合疗法的复杂性给临床转化带来了重大障碍，包括激光穿透深度的限制、光热剂的安全性问题以及大规模生产的挑战。它展示了纳米技术的巨大潜力，但可能主要适用于特定类型的浅表或可及性肿瘤。Su 等人引入了一种新型的肿瘤酸性响应性纳米囊泡（NCPA），能够将 CD47/PD-L1 抗体共同递送到目标部位释放，增加 CD47/PD-L1 抗体在肿瘤内的积累，从而提高治疗疗效。与传统递送平台相比，NCPA 表现出优越的包封效率，同时有效规避了经常损害治疗完整性的不良生化修饰。这项工作代表了双特异性抗体递送和克服生物制剂体内降解的关键一步。其 pH 响应特性展示了对肿瘤微环境智能利用的追求。然而，肿瘤异质性和 pH 微环境的变异性可能会影响其释放动力学的均匀性。此外，虽然同时阻断 CD47 和 PD-L1 可能产生强效的协同抗肿瘤作用，但需要对潜在的血液学毒性风险保持警惕，这为其治疗窗口的确定引入了新的复杂性。这些研究表明，纳米颗粒作为递送系统可以通过增强药物对肿瘤部位的靶向性来降低 irAEs 的发生率。 递送 ICIs 同时减少潜在副作用的另一种替代方法是将抗体连接到天然存在的细胞颗粒上。这些颗粒具有多种优势，包括能够逃避免疫系统、在循环中停留更长时间以及有效靶向特定区域。天然的细胞颗粒，如血小板，在治疗多种疾病方面特别有用。它们在血液中循环的时间相对较长，并对肿瘤产生特异性反应。受血小板内在特性的启发，Wang 等人通过共价结合将抗 PDL1 抗体连接到血小板表面。通过利用血小板迁移到手术伤口部位并与循环肿瘤细胞（CTC）相互作用的固有特性，抗体可以精确地递送到肿瘤微环境和血液中的 CTC。这种方法减少了抗体在非靶组织中的分布，最大限度地降低了系统性非特异性免疫激活的风险，并提高了治疗效果（图 5A）。血小板激活后，血小板来源的微粒（PMP）从质膜上产生。抗 PDL1 抗体可以随着这些 PMP 一起从血小板表面释放，随后结合到肿瘤细胞和抗原呈递细胞（APC）上的 PDL1（图 5B）。最后，他们发现该系统可用于实现 aPD-L1 的靶向和受控递送，并减少脱靶效应（图 5C-D）。这项研究超越了传统纳米材料的被动或主动靶向，利用血小板对手术创伤和肿瘤微环境的先天趋向性，实现了药物递送无与伦比的时空精度。该策略的局限性在于其高度特定的应用场景（术后辅助治疗），同时对于个体血小板功能变异和潜在的免疫原性，也提出了更严格的质量控制要求。 图 5. (A) 通过血小板将 aPDL1 递送至原发肿瘤切除部位的示意图。 (B) 激活前（左）和激活后（中、右）P–aPDL1 的 TEM 图像。 (C) 代表性肺部照片和 (D) H&E 染色的肺切片，来自接受指定治疗后的小鼠。 尽管上述临床前研究在动物模型中显示出有希望的疗效，但其向临床实践的转化仍面临重大挑战。安全性问题包括器官特异性限制、光热剂风险、血液学毒性和血小板免疫原性；可行性挑战可能涉及器官特异性、可扩展性差、肿瘤异质性和术后应用受限；关键终点应关注肿瘤生长抑制、irAE 发生率、全身药物暴露和靶向递送精度。 根据 ClinicalTrials 数据库，部分利用先进材料靶向递送肿瘤免疫治疗药物的药物已进入临床试验（表 3）。例如，BNT111 脂质体 mRNA 肿瘤疫苗在保持可控安全性的同时增强了肿瘤特异性免疫反应。这利用了纳米递送平台进行精准免疫调节，提高了疗效，同时减少了脱靶毒性和全身性不良反应。 阻断 irAEs 触发因素的产生 细胞因子（包括 IL、TNF、IFN、CSF、趋化因子和其他相关物质）通过细胞因子与细胞膜受体结合，随后激活相关信号通路，在诱导炎症和调节免疫反应中发挥作用。一些基础研究已证明 irAEs 与细胞因子水平异常相关。 IL-6 通常启动炎症过程，并可能持续较长时间。IL-6 可通过其受体激活下游信号，包括 JAK-STAT、PI3K-AKT 和 CRPs 等。Hailiemichael 等人研究了免疫相关性小肠结肠炎的致病机制，并确定 IL-6/Th17 通路是某些 irAEs 的潜在介质。他们的发现表明，ICIs 治疗与 IL-6 阻断相结合可能通过减少其他免疫细胞的浸润来降低 irAEs 的风险。这项研究的意义在于其机制揭示，即 IL-6 是连接治疗疗效和毒性的可靶向枢纽。核心挑战仍然是如何精确定位干预的时机和剂量，以避免在免疫治疗启动阶段产生不必要的抑制。Liang 等人设计了一种与抗炎性 IL-6 抗体偶联的温度敏感性水凝胶。当 IL-6 水平异常升高时，这些抗体会结合 IL-6，降低其水平并减少炎症。在 CRS 期间，这种机制迅速降低过量的 IL-6，减轻相关症状（图 6A）。值得注意的是，IL-6 吸附水凝胶（IL6S）不会干扰 CAR-T 细胞的肿瘤杀伤能力或与 CAR-T 细胞增殖和活化相关的人 IL-2 等细胞因子。因此，IL6S 在不影响 CAR-T 疗法抗肿瘤疗效的情况下抑制了 CRS。IL6S 在缓解低血压、心率下降、体重减轻和发烧等 CRS 相关症状方面比游离抗体更有效（图 6B-E）。它还获得了更高的治疗评分，减少了血管渗漏，并改善了 CRS 小鼠的毛发状况（图 6F-H）。该技术可能通过创建一个“细胞因子储库”来避免与全身免疫抑制相关的感染风险，该储库在局部和持续地去除 IL-6。这种“细胞因子吸附”策略为管理 irAEs 开辟了一条新途径，但其对其他细胞因子驱动的 irAEs 的适用性以及水凝胶材料的长期安全性需要进一步验证。 图 6. (A) IL-6 阻断可消除免疫治疗毒性并促进肿瘤免疫。(B) IL6s 阻止 CAR-T 细胞诱导的细胞因子释放风暴及相关不良反应。 (C-F) 不同时间点的血压 (C)、心率 (D)、体重 (E) 和体温 (F)。 (G) 显示不同治疗方案评分的雷达图。 (H) CD11b+ 细胞染色的代表性免疫组化切片。 (I) 不同治疗组小鼠毛发的代表性图像。 TNF-α 由巨噬细胞、中性粒细胞、肥大细胞等释放，也可由肿瘤细胞产生，与其受体结合会激活 NF-κB 信号，诱导炎症并促进肿瘤细胞增殖。TNF 是一种关键的促炎细胞因子，在许多炎症性疾病和免疫反应中至关重要。其上调是 ICIs 引起的 irAEs 的关键因素。使用 DSS 诱导的结肠炎 mouse 模型（图 7A-B），研究人员发现，将 TNF 抑制剂与 ICIs 联合使用可减少体重减轻（图 7C）、结肠壁增厚（图 7D-E）和炎症细胞浸润（图 7F）。这表明 TNF 阻断显著改善了免疫检查点抑制剂治疗的安全性，减少了严重的 irAEs，并帮助患者更好地耐受治疗。这项研究代表了 irAEs 的“预防性干预”而非“事后治疗管理”的突破。它表明，对特定通路进行抢先干预可以实现安全性与疗效的分离。然而，将这种预防策略转化为临床实践需要精确的生物标志物来识别高风险患者，从而避免不必要的干预。IFN-I 代表了人体内最大的干扰素家族，在调节机体的抗肿瘤免疫反应和免疫治疗反应中起着关键作用。它可以通过协调多种先天性和适应性免疫细胞的活动来促进抗肿瘤免疫。然而其水平也与 irAEs 的出现有关。一项研究已证明 IFN-I 可用作 irAE 发展程度的标志物。所有这些研究共同表明，阻断细胞因子是减轻 irAEs 的一种高效方法。 图 7. (A) 将 TNF 抑制剂与 ICIs 结合可以降低毒性。(B) 对 DSS 诱导的结肠炎小鼠腹腔注射（i.p.）抗 PD-1 和抗 CTLA-4 单克隆抗体，联合 TNF 阻断或不联合 TNF 阻断。 (C) 小鼠体重归一化随访，作为结肠炎严重程度的替代指标。 (D) 代表性超声评估和 (E) 肠壁厚度量化。 (F) 苏木精和伊红（H&E）染色切片中结肠壁炎症严重程度的量化。 为了转化这些临床前研究，细胞因子阻断策略的考虑因素包括安全性问题（如确保精确的干预时机/剂量）。可行性挑战涉及验证对不同细胞因子驱动的 irAEs 的适用性，以及解决患者对细胞因子反应的异质性。关键终点应侧重于监测全身免疫抑制，并使用靶细胞因子水平来指导应用。 除了上述临床前探索，多种靶向细胞因子的疗法已进入临床评估阶段（表 3）。多种免疫调节剂正在进行 I/II 期临床试验，主要用于类固醇难治性病例或在 ICIs 再激发期间进行预防。Secukinumab（抗 IL-17A）正在测试用于预防 irAEs，而英夫利西单抗和维得利珠单抗正在评估用于治疗 ICI 相关结肠炎。托法替尼正在研究用于治疗类固醇难治性结肠炎，乌司奴单抗用于治疗腹泻和结肠炎。托珠单抗（抗 IL-6R）在已完成的 II 期研究中显示出疗效，并且正在进行预防 irAEs 的试验。这些临床试验的结果将为该策略的临床应用提供关键证据。 间接调节 神经调节 近年来，通过调节神经反应来减轻小鼠 irAEs 的研究取得了进展。研究表明，β-阻滞剂可调节交感神经信号并改善肿瘤的免疫微环境。例如，在抗 PD-L1 检查点免疫疗法联合放疗中，β-阻滞剂可以克服免疫检查点阻断疗法的副作用；在乳腺癌治疗中，β-阻滞剂与新辅助化疗联合使用耐受性良好，并能降低乳腺癌细胞侵袭的生物标志物，同时增加抗癌免疫的生物标志物。此外研究人员揭示，激活身体-大脑轴内的特定神经回路可以抑制促炎反应并增强抗炎状态。通过采用单细胞 RNA 测序和功能成像，他们发现不同的迷走神经亚群对促炎和抗炎细胞因子作出反应，将外周炎症信号传递到脑干的孤束核尾侧。他们发现，激活 TRPA1 可显著减少炎症因子（图 8A-C），表明 TRPA1 可以强烈增强抗炎反应并抑制促炎反应。这表明，靶向神经通路可能减轻免疫治疗诱导的炎症不良反应。神经免疫调节是一个有前景但研究不足的前沿领域。尽管靶向“脑-身体轴”为控制 irAEs 提供了前所未有的系统性调节视角，但高度特异性的神经调节工具仍然稀缺。此外，其复杂的作用机制具有不可预测的脱靶效应风险，表明在真正实现临床转化之前还有很长的路要走。 图 8. 通过间接调节减少 irAEs 的策略。(A) TRPA1 迷走神经元的化学遗传学激活。 将 hM3Dq 靶向双侧递送至 Trpa1-cr 小鼠的结状神经节。对照动物接受 AAV-DIO-mCherry。(B) TRPA1 迷走神经元的化学遗传学激活抑制炎症。 (C) 热图描绘了来自响应 IL-10 的 TRPA1 迷走神经元的 z-score 归一化荧光轨迹。 (D) 双歧双歧杆菌缓解肠道炎症 irAE 的机制。 肠道微生物调节 肠道微生物组与肠道内免疫细胞之间的相互作用对于维持全身免疫稳态至关重要。在生理条件下，身体和肠道微生物组之间维持着适度的免疫反应以防御病原体入侵，但在疾病状态下，这种平衡被破坏，导致肠道微生物组紊乱，从而触发机体的免疫级联反应。目前越来越多的研究表明，肠道微生物组及其代谢产物与 irAEs 的发生发展密切相关。调节肠道微生物组是一种减轻 irAEs 非常有效的方法。 Wang 等人进行的一项研究表明，双歧双歧杆菌可以在 CTLA-4 阻断条件下优化共生肠道微生物组的组成，并通过 IL-10 信号通路增强 Tregs 的功能和代谢，从而减轻肠道炎症 irAEs（图 8D）。这项研究在功能水平上揭示了特定益生菌菌株的作用机制，而不仅仅是检查微生物组组成的相关性，还确定了特定菌株及其下游免疫机制是发挥治疗效果的关键。虽然这为开发下一代“精准益生菌”提供了蓝图，但其疗效高度依赖于菌株和个体，这仍然是实现标准化治疗的主要障碍。此外，Nunez 等人发现，给予 aCTLA-4 后小鼠结肠炎的发展取决于其肠道微生物组的组成。此外该研究揭示，肠道炎症的潜在机制是由产生 IFNγ 的 CD4+ T 细胞不受控制的激活以及通过 Fcγ 受体信号传导的调节性 T 细胞减少所驱动的。因此，缺乏 Fc 结构域的抗 CTLA-4 纳米抗体可以引发抗肿瘤反应而不诱发结肠炎。这项研究的结果提出了一种潜在的方法，可以在保持 CTLA-4 阻断的抗肿瘤刺激作用的同时减轻肠道 irAEs。 这项工作在分子水平上解构了 ICIs 毒性的一个核心机制，阐明了抗体 Fc 片段在 irAEs 中先前被忽视的不利作用。 间接 irAE 缓解策略的转化考虑因素应侧重于安全性（如干预的精确性）、可行性（包括工具的稀缺性和标准化），以及与评估治疗效果和安全性结果相关的终点。 目前正在进行临床试验的 irAE 间接疗法涉及调节肠道微生物群（表 3）。例如，一个团队采用来自健康供体的粪便微生物群移植（FMT）通过调节肠道菌群来减轻 ICI 诱导的腹泻，为 FMT 作为 irAEs 的挽救治疗提供了转化证据。 实验性联合治疗 某些化合物与 ICIs 联合使用有可能在保持癌症免疫治疗疗效的同时降低 irAEs 的发生率。一项研究确定了氯法齐明（抗生素）是一种潜在的药物，可以增强抗 PD-1 和 CTLA4 免疫疗法的抗肿瘤效果，同时减轻小鼠的 irAEs，这表明它作为一种治疗策略，具有在不影响抗肿瘤疗效的情况下提高患者生存率的潜力。药物再利用是一种有吸引力的转化策略。作为一种已确定安全性的药物，如果其疗效得到证实，氯法齐明可以显著缩短临床开发时间。然而其作用机制尚未完全阐明，可能涉及对免疫细胞的直接影响。 此外，越来越多的证据支持将中药（TCM）与 ICIs 相结合，以在减轻 irAEs 的同时增强疗效。例如，CFF-1 配方通过 EGFR/JAK1/STAT3 通路下调前列腺癌中的 PD-L1，而桑叶衍生的化合物 Moracin 直接结合 PD-L1 的 E158 残基，破坏 PD-1/PD-L1 相互作用，并与抗 PD-1 治疗产生协同作用。值得注意的是，这种天然产物对 PD-L1 的直接靶向作用模拟了抗体的机制，同时提供了口服生物利用度和独特的药代动力学特征。此外，ICI 诱导的结肠炎与炎症性肠病（IBD）在病理特征上具有共同点——包括 Th17/Treg 失衡、M1 巨噬细胞极化和肠道微生物群失调。像葛根芩连汤这样的中药配方以及小檗碱等化合物可以通过调节这些通路来改善结肠炎，为将其重新用于治疗 ICI 诱导的结肠炎提供了强大的转化基础。因此，这些已阐明的机制将中药定位为下一代 irAEs 管理策略中有价值的组成部分。 尽管中药-ICI 联合疗法在减轻 irAEs 方面显示出探索性前景，但现有证据基础受到若干限制。中药配方的显著异质性严重损害了研究结果的可重复性，而大多数支持性证据来自小规模临床前研究和动力不足、研究设计不一致的临床队列。此外，对其机制的理解仍不完整，具有未表征的直接分子靶点，并且中药与 ICI 之间药代动力学相互作用定义不清。所有这些因素都阻碍了此类组合的标准化临床转化。 对于药物再利用策略的转化，其安全性由其已有的安全性数据支持。缩短临床开发时间的可行性很高，但受限于与免疫细胞相关的、尚未完全阐明的机制。终点应涉及阐明其免疫调节机制。对于基于 TCM 的策略，安全性聚焦于 TCM 的生物相容性和避免与 ICIs 的相互作用。可行性受到 TCM 多组分特性的挑战，需要标准化和严格的临床试验。终点应包括病理通路的正常化。 目前多种药物已在临床试验中被重新用于治疗 irAEs（表 3）：JAK 抑制剂包括 itacitinib 和 tofacitinib（II 期）、美沙拉秦（II 期）和阿巴西普（II 期），所有这些药物都为化合物与 ICIs 联合使用提供了关键的临床证据。除了抗炎药物，抗血管生成药物也已进入临床试验。IMpower150 研究评估了 阿替利珠单抗联合贝伐珠单抗（一种抗血管生成药物）治疗非鳞状非小细胞肺癌的疗效和安全性。该研究表明，与单独使用贝伐珠单抗、卡铂和紫杉醇相比，阿替利珠单抗、贝伐珠单抗、卡铂和紫杉醇的联合方案在不同患者亚组中均显示出可控的安全性和有前景的抗肿瘤活性。这项研究表明，联合疗法可以通过改变肿瘤微环境来增强 ICIs 的疗效，可能改变 irAEs 的谱系和严重程度。然而这种联合疗法也引入了抗 VEGF 药物特有的毒性，使 irAEs 管理复杂化，并需要多学科团队进行密切监测。此外，越来越多的临床证据也支持将中药与 ICIs 结合以增强疗效同时减轻 irAEs。一项包含 41 项随机对照试验（2612 名患者）的荟萃分析显示，与单独使用 ICIs 相比，中药联合 ICIs 显著提高了客观缓解率和疾病控制率，同时降低了不良事件的发生率。从机制上讲，中药 + ICIs 增加了 CD4+ / CD8+ T 细胞比率并降低了肿瘤标志物，表明抗肿瘤免疫增强。值得注意的是，这种联合疗法的不良事件源于不同的药物，因此鉴别诊断至关重要。免疫疗法主要诱导 irAEs（例如肺炎、结肠炎、肝炎），而联合药物则引起非免疫毒性，如高血压、神经毒性和局部组织纤维化。表4总结了鉴别诊断的关键点以指导精准管理。 结论与未来展望 免疫疗法在癌症治疗中的广泛应用显著改善了患者的预后，但 irAEs 仍然是一个主要的临床挑战，核心障碍在于 irAEs 的机制复杂性和个体异质性。不同免疫疗法之间的毒性机制差异显著：ICIs 常诱导多器官自身免疫样炎症，而 CAR-T 细胞疗法则以细胞因子风暴为主。这种多样性不仅源于治疗靶点的特异性，还源于遗传易感性、肠道微生物群组成和肿瘤微环境之间的动态相互作用。然而目前对这些机制的理解仍停留在现象学层面，关键的分子驱动因素（例如致病性 T 细胞克隆或炎症通路）尚未完全明确，限制了精准干预措施的开发。 现有的 irAEs 治疗方法常常抑制抗肿瘤免疫，造成“疗效-毒性”困境。皮质类固醇作为一线疗法，能迅速控制炎症，但长期使用可能使患者易发生免疫抑制相关的感染或肿瘤进展。广谱免疫抑制剂可部分替代类固醇，但由于其非特异性作用，存在进一步损害治疗获益的风险。针对特定通路（如抑制 IL-6 或 TNF-α）的靶向疗法在临床试验中显示出希望，但其对肿瘤-免疫微环境的长期影响需要更深入的评估。实现免疫调节的时空精准性对于克服这一僵局至关重要。 缺乏稳健的生物标志物系统是另一个关键瓶颈。尽管血清细胞因子谱（例如，IL-6、IFN-γ 升高）或肠道微生物特征（例如，拟杆菌门/厚壁菌门比率失调）与 irAEs 风险相关，但其预测价值尚未在大型多中心队列中得到验证。缺乏可靠的预警生物标志物延迟了临床干预，迫使严重病例中断治疗。未来的努力必须整合多组学数据（基因组、代谢组、微生物组）与人工智能模型，构建用于个性化 irAEs 管理的动态风险预测框架。 转化挑战困扰着新型药物递送系统。工程化策略（纳米颗粒、水凝胶或血小板介导的载体）在临床前模型中显示出降低的全身毒性，但在可扩展的制造、长期生物相容性和人体免疫原性方面面临障碍。例如，pH 响应性纳米载体可能由于患者间异质性而表现出可变的肿瘤靶向释放效率，影响治疗的一致性。此外，联合疗法（如 ICIs 与抗血管生成药物）的协同效应和重叠毒性通过传统的试验设计评估不足，需要创新的研究框架。 展望未来，克服 irAEs 的挑战需要集中在三个前沿方向：首先，未来的研究必须超越相关性，专注于揭示因果关系。利用单细胞多组学技术，旨在通过纵向临床样本绘制 irAEs 前后免疫细胞的动态演化图谱，以识别致病性 T 细胞克隆、关键抗原驱动因素和调节节点。同时，将采用患者来源的类器官与免疫细胞共培养，在体外重建器官特异性 irAEs，为机制研究和高通量药物筛选提供一个强大的平台。其次，未来的干预措施必须是动态的、可逆的和空间特异性的。一方面，开发微环境激活的前药，例如，仅在 irAEs 相关炎症组织中高度表达的酶（如颗粒酶 B）激活时才释放其活性形式的 JAK/STAT 抑制剂。另一方面，将新型递送系统的应用扩展到 ICIs 之外，将 IL-6 和 TNF-α 吸附剂递送到局部淋巴器官，实现无全身影响的“免疫过滤”。第三，克服 irAEs 的最终途径在于预防。这需要整合多维生物标志物，包括宿主基因组因素、基线血清细胞因子谱、肠道微生物组特征和肿瘤分子标志物。通过构建动态风险预测模型，可以在治疗前识别高风险患者。通过实时监测 ctDNA 和循环细胞因子等数据，可以在治疗期间实现早期干预警报，从而推进治疗干预的窗口期。最后，基于多模态数据构建人工智能驱动的决策系统，以指导个性化的治疗优化。只有在机制理解、技术创新和临床实施的协同进步下，irAEs 才能从“不可避免的代价”演变为“可预测和可管理的合并症”，最终重新定义癌症免疫治疗的风险-获益范式。 最终目标是通过机制驱动的创新将治疗疗效与 irAEs 脱钩。通过深度整合机制洞见的深度、技术创新的精准度和临床数据的广度，未来十年可能将 irAEs 从一种不可避免的负担转变为免疫治疗中可预测和可管理的方面，重新定义肿瘤学的风险-获益范式，使更多患者能够安全地从中获益。 点击文字下载原文Mechanistic insights and therapeutic innovation in immune-related adverse events.pdf

以下内容由ReviewAssistant工具生成 使用方法的可以联系：414391587@qq.comAbstract 邦迪布焦埃博拉病毒（Bundibugyo virus, BDBV）是埃博拉病毒属中导致人类严重出血热疾病的重要病原体之一，自2007年首次在乌干达暴发以来，已多次引发具有较高病死率的疫情。与扎伊尔埃博拉病毒（EBOV）相比，BDBV在致病性、免疫应答特征及与宿主的相互作用方面存在显著差异，且现有获批的疫苗和抗体疗法主要针对EBOV，对BDBV无效。本文系统综述了BDBV的发现与流行病学、病毒学特征、致病机制与宿主相互作用、动物模型、天然感染与疫苗诱导的免疫应答，以及包括广谱中和抗体、疫苗和抗病毒药物在内的防治策略研究进展，并探讨了当前研究的挑战与未来方向，以期为推动针对BDBV及其他埃博拉病毒的广谱防治手段开发提供全面参考。引言 埃博拉病毒属（Ebolavirus）属于丝状病毒科（Filoviridae），目前国际病毒分类委员会（ICTV）确认的该属成员包括扎伊尔埃博拉病毒（Zaire ebolavirus, EBOV）、苏丹埃博拉病毒（Sudan ebolavirus, SUDV）、塔伊森林埃博拉病毒（Taï Forest ebolavirus, TAFV）、雷斯顿埃博拉病毒（Reston ebolavirus, RESTV）和邦迪布焦埃博拉病毒（Bundibugyo ebolavirus, BDBV）共五个种，此外，近年来还发现了邦巴利病毒（Bombali virus, BOMV）这一暂定新种[1, 2]。在这些病毒中，EBOV、SUDV和BDBV是导致人类严重出血热疾病并引发反复疫情的主要致病种，其感染引发的埃博拉病毒病（Ebola virus disease, EVD）病死率极高，对全球公共卫生安全构成了持续且不可预测的威胁[3, 4, 5]。 自1976年EBOV和SUDV首次被发现以来，这两种病毒已在非洲中部和西部地区引发了多次大规模疫情，其中2013-2016年的西非大流行造成了超过11000人死亡，凸显了其巨大的破坏力[6, 7]。相比之下，BDBV作为一种相对较晚被发现的病原体，于2007年在乌干达西部邦迪布焦地区的一次出血热疫情中首次被鉴定[7, 8]。该次疫情的病死率约为25%至40%，低于扎伊尔埃博拉病毒（病死率可高达90%）和苏丹埃博拉病毒（病死率约50%）[9, 10]。随后在2012年，刚果民主共和国的伊西罗地区再次暴发了BDBV疫情，实验室确诊病例38例，死亡13例[11, 12]。尽管BDBV的致死率相对较低，但其作为一种重要的人类病原体的地位不容忽视。研究表明，BDBV在体外感染人外周血单核细胞（PBMCs）时，其病毒复制效率、促炎性细胞因子（如TNF-α、IL-1β等）的产生水平以及巨噬细胞凋亡的诱导速度均低于EBOV，这可能是其致病性相对较弱的免疫病理学基础[13]。此外，BDBV的VP24蛋白与核转运蛋白karyopherin alpha的结合亲和力显著低于EBOV的VP24，导致其抑制宿主I型干扰素信号通路的能力减弱，这也从分子层面解释了其毒力的差异[14, 15]。 尽管BDBV的临床严重性可能不及EBOV，但其研究的重要性和紧迫性却因多种因素而日益凸显。首先，BDBV疫情的监测与确认常存在严重滞后。例如，2007年的乌干达疫情从最初病例出现到最终确认为新型埃博拉病毒，间隔长达约3个月，这极大地延误了防控时机，导致了病毒的持续人际传播[16]。其次，现有的多数针对埃博拉病毒的实验性疫苗和抗体疗法，包括已获批的Ervebo（rVSV-ZEBOV）疫苗以及ZMapp等单克隆抗体鸡尾酒疗法，均高度特异性地针对EBOV，而对BDBV和SUDV无效[3, 17, 4, 18]。例如，Janssen公司的埃博拉疫苗方案（Ad26.ZEBOV/MVA-BN-Filo）所诱导的免疫反应主要针对EBOV GP，对BDBV等异种病毒的交叉反应性极低[19]。这种“一种病毒，一种对策”的现状，在面对由多种埃博拉病毒在流行区域重叠出现或新病毒不断涌现的复杂局面时，显得极为被动和脆弱[20, 21]。因此，开发能够同时针对包括BDBV在内的多种致病性埃博拉病毒的广谱防治手段，已成为当前丝状病毒研究领域的一项核心且紧迫的任务。 近年来，针对广谱中和抗体的筛选与鉴定取得了令人瞩目的进展，为泛埃博拉病毒治疗带来了希望。研究者们从自然感染的幸存者体内或通过工程化免疫策略，成功分离出了多种能够交叉中和EBOV、SUDV和BDBV的广谱单克隆抗体，如ADI-15878、EBOV-520、CA45、FVM04以及BDBV223等[22, 23, 24, 25, 26]。这些抗体识别的表位主要集中在糖蛋白（GP）上相对保守的区域，包括内部融合环（IFL）、GP2的茎部区域（stalk）以及受体结合位点（RBS）等[27, 28, 29]。基于这些广谱抗体构建的鸡尾酒疗法，如MBP134（包含ADI-15878和ADI-23774）和rEBOV-515/rEBOV-442组合，已在雪貂和非人灵长类动物模型中展现出对EBOV、SUDV和BDBV感染的有效保护作用[3, 17, 4]。此外，针对BDBV的特异性单抗（如BDBV289）在恒河猴模型中进行的单药治疗也实现了高达100%的保护效果，证明了抗体疗法对抗BDBV感染的可行性[30]。这些突破性进展不仅深化了我们对埃博拉病毒免疫逃逸机制和中和表位的认知，更为设计通用的疫苗和免疫治疗策略指明了方向。 本综述旨在系统性地梳理和探讨BDBV的病原学特征、流行病学规律、致病与免疫逃逸的分子机制，以及当前在动物模型、广谱疫苗和抗体药物研发方面的最新进展。通过全面整合现有研究证据，我们将重点阐述BDBV作为重要但研究相对不足的病原体的独特地位，分析当前广谱对策研发面临的挑战与机遇，并展望未来实现针对所有致病性埃博拉病毒的“泛保护”目标的研究路径。BDBV的发现、流行病学与暴发历史 BDBV的发现、流行病学与暴发历史关键信息总结 名称 内容/功能 引用(PMID) BDBV发现与鉴定 2007年乌干达本布焦地区疫情中发现，通过抗原捕获ELISA、IgM/IgG ELISA及随机引物焦磷酸测序确认为埃博拉病毒属第五个物种 [7, 1] 2007年疫情规模 192例疑似病例，42例（22%）实验室确诊，从病例出现到确诊存在约3个月滞后 [16, 8] BDBV基因组特征 与塔伊森林埃博拉病毒核苷酸差异约32%，表面糖蛋白与VP35蛋白氨基酸差异分别超过27%和23% [7] 2012年刚果伊西罗疫情 38例实验室确诊病例，13例死亡；分子流行病学表明非单一溢出事件引起，病毒出现时间比此前公认早约50天 [11, 12] 环境采样作用 通过实时荧光定量PCR发现低水平病毒基因组RNA，助力识别最后一条活跃传播链 [31] 致死性感染免疫特征 与高水平病毒抗原、低水平促炎细胞因子（IL-1α、IL-1β、IL-6、TNF-α）及高水平IL-10相关，提示非炎症因子风暴驱动 [32] 常见临床症状 非血性腹泻（81%）、剧烈头痛（81%）、乏力（77%），出血症状仅见于27%患者且与不良预后相关 [10] 体外复制特征 在人PBMCs中复制效率低1-2个对数级，诱导的促炎细胞因子水平低2-10倍 [13] 幸存者后遗症 感染后约29个月普遍存在眼部问题、关节痛等；抗体介导的Fc效应功能与听力丧失风险降低相关 [33, 34] 长期多系统症状 16年观察显示头痛（35%）和视力障碍（22.5%）最常见 [35] 传播危险因素 无防护处理遗体显著相关（调整比值比3.83，95% CI 1.78-8.23） [8] 垂直传播机制 胎盘合体滋养层细胞检出病毒抗原，提示滋养层感染可能是垂直传播机制之一 [36] 病死率（CFR） 约25%-40%，显著低于EBOV和SUDV；2007年约25%-40%，2012年约34% [9, 10, 11] VP24蛋白功能差异 与karyopherin alpha结合亲和力低约10倍，抑制I型干扰素信号能力减弱 [14] VP35蛋白功能差异 抑制效率低于EBOV VP35 [37] STAT1敲除小鼠模型 嵌合病毒可引起100%致死性感染 [38] 家养雪貂模型 唯一已知的BDBV均一致死性动物模型 [39, 40] 埃及果蝠接种实验 实验性接种后未出现病毒血症，可能并非高效储存宿主 [41] 蝙蝠细胞系易感性 BDBV在多种蝙蝠细胞系中能有效复制 [42] 血清学调查宿主范围 在新加坡果蝠和几内亚猪群中检测到交叉反应抗体，暗示宿主范围可能更广 [43, 44] 病例管理方案 支持治疗，包括口服补液、营养补充和心理支持，并统一使用抗疟药和抗生素 [10] 临床数据收集挑战 因担心纸质病历传播病毒，高质量临床数据收集面临困难 [10] 本迪布焦病毒（Bundibugyo virus, BDBV）于2007年乌干达本迪布焦地区不明原因出血热疫情中被发现。通过抗原捕获ELISA、IgM/IgG ELISA及随机引物焦磷酸测序，确认其为埃博拉病毒属第五个物种[7, 1]。在29份疑似标本中，9份显示感染证据，但针对扎伊尔和苏丹埃博拉病毒的实时荧光定量RT-PCR均为阴性[7]。此次疫情共192例疑似病例，42例（22%）实验室确诊，从病例出现到确诊存在约3个月滞后，凸显加强监测与诊断能力的必要性[16, 8]。全基因组分析显示，BDBV与塔伊森林埃博拉病毒核苷酸差异约32%，其表面糖蛋白与VP35蛋白的氨基酸差异分别超过27%和23%，可能影响抗原性与致病性[7]。 2012年，刚果民主共和国伊西罗地区再次暴发BDBV疫情。分子流行病学表明，疫情并非由单一溢出事件引起，且病毒出现时间比此前公认早约50天[11]。疫情导致38例实验室确诊病例，13例死亡，住院患者普遍出现发热（100%）和乏力（88.9%）[12]。环境采样通过实时荧光定量PCR发现低水平病毒基因组RNA，助力识别最后一条活跃传播链[31]。 临床特征上，BDBV感染严重程度相对较低。对2007年44例患者分析表明，致死性感染与高水平病毒抗原、低水平促炎细胞因子（IL-1α、IL-1β、IL-6、TNF-α）及高水平IL-10相关，提示致病机制并非主要由炎症因子风暴驱动[32]。26例住院病例分析显示，最常见症状为非血性腹泻（81%）、剧烈头痛（81%）和乏力（77%），出血症状仅见于27%的患者，且多与不良预后相关[10]。体外研究证实，BDBV在人PBMCs中复制效率低1-2个对数级，诱导的促炎细胞因子水平低2-10倍[13]。幸存者长期随访发现，感染后约29个月普遍存在眼部问题、关节痛等后遗症，且抗体介导的Fc效应功能与听力丧失风险降低相关[33, 34]。一项长达16年的观察研究进一步揭示，幸存者持续存在多系统症状，以头痛（35%）和视力障碍（22.5%）最常见[35]。 传播模式主要通过直接接触体液或尸体。2007年疫情中，无防护处理遗体显著相关（调整比值比3.83，95% CI 1.78-8.23）[8]。2012年一例孕妇感染后，免疫组化在胎盘合体滋养层细胞检出病毒抗原，提示滋养层感染可能是垂直传播机制之一[36]。 BDBV病死率（CFR）约25%-40%，显著低于EBOV和SUDV。2007年疫情基于56例确诊病例的CFR约40%[9]，纳入全部93例可能和确诊病例则约25%[10]；2012年疫情CFR约34%[11]。毒力差异与蛋白功能相关：BDBV的VP24蛋白与karyopherin alpha结合亲和力低约10倍，抑制I型干扰素信号能力减弱[14]；VP35蛋白抑制效率也低于EBOV VP35[37]。 动物模型中，嵌合病毒可在STAT1敲除小鼠中引起100%致死性感染[38]。家养雪貂是唯一已知的BDBV均一致死性动物模型[39, 40]。埃及果蝠实验性接种后未出现病毒血症，可能并非高效储存宿主[41]，但BDBV在多种蝙蝠细胞系中能有效复制[42]。血清学调查在新加坡果蝠和几内亚猪群中检测到交叉反应抗体，暗示其宿主范围可能更广[43, 44]。 病例管理遵循支持治疗方案，包括口服补液、营养补充和心理支持，并统一使用抗疟药和抗生素[10]。因担心纸质病历传播病毒，高质量临床数据收集面临挑战[10]。BDBV的病毒学与分子特征 BDBV编码蛋白及其功能特征 名称 内容/功能 引用(PMID) NP（核蛋白） 核衣壳核心成分；C端结构域在不同埃博拉病毒中具有结构保守性，但也存在物种特异性抗原区域，可用于血清学鉴别诊断 [45, 46, 47] VP35（病毒蛋白35） 干扰素（IFN）拮抗剂，抑制IFN的诱导产生；BDBV VP35对I型IFN信号通路的抑制效率低于EBOV VP35，可能与致病性较弱有关 [37] VP40（病毒蛋白40） 基质蛋白，负责病毒组装和出芽；其表达足以产生病毒样颗粒（VLPs）；不同埃博拉病毒的VP40肽段序列存在微小差异，可用于基于质谱的物种特异性病毒载量定量 [48, 49] GP（糖蛋白） 决定病毒嗜性、致病性和宿主免疫应答的核心抗原；形成三聚体，由GP1（含受体结合域和粘蛋白样结构域）和GP2（介导膜融合）通过二硫键连接；RNA编辑效率在埃博拉病毒属中最高 [50, 51, 52] sGP（分泌型糖蛋白） 由未经编辑的GP mRNA编码；N端序列与GP相同，包含受体结合区；在感染细胞中被弗林蛋白酶切割后释放Δ-肽片段 [53] ssGP（小分泌型糖蛋白） 由编辑位点插入两个或更多腺苷酸的GP mRNA编码；N端序列与GP相同，包含受体结合区，但C端结构各异 [53, 52] VP30（病毒蛋白30） 转录调控因子，参与病毒RNA合成 [48, 45] VP24（病毒蛋白24） IFN信号拮抗剂，通过与核转运蛋白karyopherin alpha相互作用阻断STAT1的核转位；BDBV VP24与karyopherin alpha的结合亲和力比EBOV VP24低约10倍，蛋白稳定性降低，可能与毒力较低有关 [14, 54] L（RNA依赖性RNA聚合酶） 与VP35和NP等形成复制复合物；基于BDBV小基因组系统的研究显示，BDBV和EBOV的聚合酶复合物对抗病毒药物的敏感性存在差异 [55] BDBV的基因组为单股负链RNA，长度约18.9 kb，其基因顺序为3'-NP-VP35-VP40-GP-VP30-VP24-L-5'，共编码七种结构蛋白：核蛋白（NP）、病毒蛋白35（VP35）、病毒蛋白40（VP40）、糖蛋白（GP）、病毒蛋白30（VP30）、病毒蛋白24（VP24）和RNA依赖性RNA聚合酶（L）[48, 45]。此外，GP基因还编码分泌型糖蛋白（sGP）和小分泌型糖蛋白（ssGP）[56]。BDBV作为埃博拉病毒属的一个独立物种，于2007年乌干达疫情中被首次发现，其基因组序列与其他埃博拉病毒存在30-45%的核苷酸差异，这种差异在抗原性和致病性上均有体现[7, 57]。在埃博拉病毒属中，不同病毒种间所有病毒蛋白的平均氨基酸一致性为60%至80%[56]。系统发育分析表明，BDBV与塔伊森林病毒（Taï Forest virus）的亲缘关系最近，而与扎伊尔病毒（EBOV）和苏丹病毒（SUDV）相距较远[58, 59]。值得注意的是，BDBV的正式分类学地位和命名经历了演变：2010年，国际病毒分类委员会（ICTV）基于系统发育和序列差异数据，正式提议创建新的埃博拉病毒物种Bundibugyo ebolavirus，其对应的病毒命名为Bundibugyo virus，缩写为BDBV，从而确立了BDBV在丝状病毒科分类体系中的独立地位[1]。 在BDBV编码的蛋白中，糖蛋白（GP）是决定病毒嗜性、致病性和宿主免疫应答的核心抗原。与其他埃博拉病毒一样，BDBV的GP基因转录需经过RNA编辑才能表达完整的跨膜GP。RNA编辑是埃博拉病毒属的一个普遍特征，但不同种间的编辑效率存在差异，其中BDBV表现出最高的编辑程度，而雷斯顿病毒（RESTV）最低[52]。这一过程通过在GP基因的编辑位点（7个连续尿苷酸）插入一个非模板编码的腺苷酸，导致开放阅读框移码，从而产生全长GP。未经编辑的mRNA则编码分泌型糖蛋白（sGP），而编辑位点插入两个或更多腺苷酸则产生小分泌型糖蛋白（ssGP）[52, 53]。sGP和ssGP的N端序列与GP相同，包含受体结合区（RBR），但其C端结构各异，且sGP在感染细胞中被弗林蛋白酶切割后，会释放一个称为Δ-肽的小片段[53]。 BDBV GP的结构与功能是疫苗和抗体研发的焦点。GP在病毒表面形成三聚体，由GP1和GP2两个亚基通过二硫键连接而成。GP1包含受体结合域和高度糖基化的粘蛋白样结构域（mucin-like domain），而GP2则介导病毒与宿主细胞膜的融合[50, 51]。BDBV GP的糖基化模式与其他埃博拉病毒存在差异，其N-连接和O-连接糖基化位点的分布和修饰程度影响了病毒的抗原性和免疫逃逸能力[51]。结构生物学研究揭示了BDBV GP上多个关键的抗体中和表位。例如，广谱中和抗体ADI-15878通过靶向GP2内部融合环（internal fusion loop, IFL）上的高度保守疏水残基，能够中和包括BDBV在内的所有已知埃博拉病毒[29, 28]。另一个由BDBV幸存者记忆B细胞分离得到的抗体BDBV223，则识别GP2柄部的一个保守表位，其结合可干扰GP三聚体的组装并稳定单体分离构象，从而抑制BDBV和EBOV的感染[26]。此外，抗体1C3和1C11识别GP三聚体上的四级结构表位，1C11通过桥接相邻原聚体的融合环发挥作用，而1C3则同时锚定三个受体结合位点，这两种抗体均显示出对多种埃博拉病毒的广谱保护活性[60]。值得注意的是，去除粘蛋白样结构域和糖帽（glycan cap）后，GP暴露出更多保守表位，康复者血浆对BDBV等异种病毒的中和活性显著增强，这为广谱疫苗设计提供了重要思路[61]。 在序列和抗原性差异方面，BDBV与其他埃博拉病毒存在显著不同。血清学研究表明，不同埃博拉病毒感染者产生的抗体交叉反应性有限。例如，在BDBV疫情幸存者中，IgG抗体主要针对同源BDBV GP，而对EBOV和SUDV GP的反应较弱[57]。然而，部分EBOV幸存者体内可检测到针对BDBV和SUDV GP的交叉中和抗体，提示存在保守的广谱表位[62]。基于GP的疫苗研究也证实了这种抗原差异性：表达EBOV GP的rVSV疫苗仅能提供对BDBV的部分交叉保护（75%存活率），而表达BDBV同源GP的疫苗则能完全保护非人灵长类动物[63, 64]。这些差异主要源于GP氨基酸序列的变异，尤其是在受体结合区和糖基化帽等免疫优势区域的差异[65, 66]。 除GP外，BDBV的其他蛋白也在病毒生命周期和致病机制中发挥重要作用。VP40是基质蛋白，负责病毒组装和出芽，其表达足以产生病毒样颗粒（VLPs）[48]。不同埃博拉病毒的VP40肽段序列存在微小差异，这已被用于开发基于质谱的物种特异性病毒载量定量方法[49]。VP35是关键的干扰素（IFN）拮抗剂，能抑制IFN的诱导产生。研究发现，BDBV VP35对I型IFN信号通路的抑制效率低于EBOV VP35，这可能与其致病性相对较弱有关[37]。VP24是另一种重要的IFN信号拮抗剂，通过与核转运蛋白karyopherin alpha相互作用阻断STAT1的核转位。BDBV VP24与karyopherin alpha的结合亲和力比EBOV VP24低约10倍，导致其抑制IFN信号的能力减弱，且蛋白稳定性降低，这可能是BDBV毒力低于EBOV的分子基础之一[14, 54]。NP是核衣壳的核心成分，其C端结构域在不同埃博拉病毒中具有结构保守性，但也存在物种特异性的抗原区域，可用于血清学鉴别诊断[45, 46, 47]。L蛋白作为RNA聚合酶，与VP35和NP等形成复制复合物。基于BDBV小基因组系统的研究显示，BDBV和EBOV的聚合酶复合物对抗病毒药物的敏感性存在差异，提示物种特异性抗病毒策略的必要性[55]。 在致病性方面，BDBV通常被认为毒力低于EBOV。自2007年首次发现以来，BDBV已引起两次有记录的疫情（2007年和2012年），累计平均病死率约为33%，显著低于EBOV感染的平均病死率（排除2013-2016年西非疫情后约为72%）[56]。相比之下，SUDV的平均病死率约为53%，而TAFV和RESTV在人类中分别仅引起一例非致死性感染和无症状感染[56]。这种物种间毒力差异的分子基础，部分可归因于上述VP35和VP24等IFN拮抗蛋白的功能差异，同时也与GP介导的免疫激活和病毒进入效率有关[56]。 综上所述，BDBV在基因组结构、蛋白功能、尤其是GP的抗原特性方面，既保留了埃博拉病毒属的共性，又展现出显著的物种特异性。RNA编辑对GP表达的精细调控、GP上保守与可变表位的共存、以及各蛋白在免疫拮抗功能上的差异，共同塑造了BDBV独特的病毒学和致病特征。深入理解这些分子特征，对于开发针对BDBV乃至泛埃博拉病毒的广谱诊断、疫苗和治疗策略至关重要。BDBV的致病机制与宿主相互作用 BDBV致病机制与宿主相互作用的关键分子特征比较 名称 内容/功能 引用(PMID) BDBV VP35 对I型IFN信号通路抑制效率低于EBOV VP35，STAT1磷酸化和核转位受抑制程度较弱 [37] BDBV VP24 (bVP24) 与KPNA结合亲和力比eVP24低约10倍，抑制IFN诱导基因表达的能力减弱，半衰期更短 [14] eVP24-KPNA界面突变重组EBOV 削弱VP24-KPNA相互作用可降低致病性 [15] 九种丝状病毒VP24 包括BDBV在内的八种VP24均能抑制IFN诱导的MxA和IFITM3启动子激活，但效力存在差异 [54] BDBV VP24/VP35 (RIG-I/MDA5通路) 在RIG-I和MDA5依赖的IFN-β和IFN-λ1启动子激活调控中表现出差异化调节能力 [67] BDBV (人PBMCs感染) 病毒产量比EBOV低1至2个对数级 [13] 四种埃博拉病毒mRNA 存在共同转录模式，但不同基因表达水平存在差异，影响病毒蛋白化学计量和复制效率 [68] BDBV RNA编辑 RNA编辑程度在埃博拉病毒属中最高，影响GP和sGP表达比例，调节免疫逃逸和致病性 [52] BDBV (STAT-1敲除小鼠) 致死率仅20%，远低于EBOV (40%) 和SUDV (100%) [69] BDBV (IFN α/β和γ受体双敲除小鼠) 未引起死亡，提示其致病性高度依赖对IFN系统的逃避能力 [70] BDBV组织蛋白酶依赖性 对CatB和CatL的偏好性介于扎伊尔埃博拉病毒和苏丹病毒之间，影响细胞嗜性和进入效率 [71] GP蛋白酶切割 是暴露NPC1结合位点的关键步骤，CatB和CatL对EBOV复制并非绝对必需 [72] BDBV GP与ADI-15878复合物 晶体结构揭示了融合环区域的保守性 [29, 28] BDBV (体外PBMCs感染) 诱导的TNF-α、MCP-1、IL-1β、MIP1-α和IL-10水平仅为EBOV感染组的1/10至1/2，巨噬细胞死亡显著延迟和减少 [13] 2007年乌干达疫情患者血清学 致死性感染与高水平病毒抗原、低水平促炎细胞因子及高水平IL-10相关 [32] 恒河猴模型存活者 表现出更强的适应性免疫激活，包括更高抗体滴度和细胞毒性T细胞、记忆B细胞及浆细胞相关转录本上调 [73] 幸存者长期抗体反应 具有多功能性，Fc介导的ADCP等效应功能与听力损失等后遗症风险降低相关 [34] EBOV和BDBV细胞间传播 通过依赖肌动蛋白和TIM-1蛋白的细胞间连接直接传播，逃避中和抗体作用 [74] 细胞间传播定量分析方法 基于免疫荧光，通过添加中和抗体区分游离病毒感染和细胞间传播，精确量化BDBV传播效率 [75] 抗体BDBV223 靶向GP MPER，诱导病毒在质膜积聚，抑制细胞间传播的活性依赖宿主限制因子BST2/tetherin [74] Bundibugyo病毒（BDBV）于2007年在乌干达出血热疫情中首次发现[7]，其病死率约为25%至40%，远低于扎伊尔埃博拉病毒（EBOV）的90%[9, 8]。这种相对较低的致病性与其干扰素（IFN）拮抗能力、复制动力学、细胞进入机制及细胞因子应答特征密切相关。 VP24和VP35对干扰素信号通路的抑制能力差异 BDBV的VP35对I型IFN信号通路的抑制效率低于EBOV VP35，导致STAT1磷酸化和核转位受抑制程度较弱[37]。BDBV VP24（bVP24）与核转运蛋白karyopherin alpha（KPNA）的结合亲和力比EBOV VP24（eVP24）低约10倍，抑制IFN诱导基因表达的能力减弱，半衰期更短[14]。构建eVP24-KPNA界面点突变的重组EBOV证实，削弱该相互作用可降低致病性[15]。对九种丝状病毒VP24的系统分析表明，包括BDBV在内的八种VP24均能抑制IFN诱导的MxA和IFITM3启动子激活，但效力存在差异[54]；在RIG-I和MDA5依赖的IFN-β和IFN-λ1启动子激活调控中也表现出差异化调节能力[67]。这些研究揭示了BDBV VP24和VP35对IFN系统相对较弱的拮抗作用是其致病性较低的重要分子基础。 病毒复制动力学与细胞嗜性 体外感染人PBMCs时，BDBV的病毒产量比EBOV低1至2个对数级[13]。对四种埃博拉病毒mRNA的分析揭示了共同转录模式，但不同基因表达水平存在差异，可能影响病毒蛋白化学计量和复制效率[68]。BDBV的RNA编辑程度在埃博拉病毒属中最高，影响GP和sGP的表达比例，进而调节免疫逃逸和致病性[52]。STAT-1敲除小鼠感染BDBV后致死率仅20%，远低于EBOV（40%）和SUDV（100%）[69]；而在IFN α/β和γ受体双敲除小鼠中，BDBV未引起死亡，提示其致病性高度依赖对IFN系统的逃避能力[70]。 细胞进入机制：组织蛋白酶依赖性与NPC1受体 BDBV进入依赖内体半胱氨酸蛋白酶切割GP以暴露NPC1结合域。扎伊尔埃博拉病毒和塔伊森林病毒强烈依赖CatB，苏丹病毒和雷斯顿病毒更依赖CatL，BDBV对这两种蛋白酶的偏好性可能介于其间，影响细胞嗜性和进入效率[71]。尽管CatB和CatL对EBOV复制并非绝对必需[72]，GP蛋白酶切割仍是暴露NPC1结合位点的关键步骤。BDBV GP与广谱中和抗体ADI-15878复合物的晶体结构揭示了融合环区域的保守性[29, 28]。 促炎细胞因子应答特征 体外PBMCs感染模型中，BDBV诱导的TNF-α、MCP-1、IL-1β、MIP1-α和IL-10水平仅为EBOV感染组的1/10至1/2，巨噬细胞死亡显著延迟和减少[13]。2007年乌干达疫情患者血清学分析证实，致死性感染与高水平病毒抗原、低水平促炎细胞因子（IL-1α、IL-1β、IL-6、TNF-α）及高水平IL-10相关[32]，表明BDBV致死性并非主要由过度炎症导致。恒河猴模型研究显示，存活者表现出更强的适应性免疫激活，包括更高抗体滴度和细胞毒性T细胞、记忆B细胞及浆细胞相关转录本上调[73]。幸存者长期抗体反应具有多功能性，其Fc介导的ADCP等效应功能与听力损失等后遗症风险降低相关[34]。 病毒通过细胞间连接传播的机制 EBOV和BDBV均能通过依赖肌动蛋白和TIM-1蛋白的细胞间连接直接传播，逃避中和抗体作用[74]。已开发基于免疫荧光的定量分析方法，通过添加中和抗体区分游离病毒感染和细胞间传播，精确量化BDBV的传播效率[75]。靶向GP MPER的抗体BDBV223能诱导病毒在质膜积聚，其抑制细胞间传播的活性依赖宿主限制因子BST2/tetherin[74]，为开发针对该保守传播途径的抗病毒策略提供了靶点。 综上所述，BDBV相对较低的致病性是VP24和VP35对IFN信号通路拮抗能力较弱、复制动力学较慢、细胞因子诱导水平较低以及独特进入和传播机制的综合体现。BDBV感染的动物模型 BDBV感染的动物模型总结 动物模型 关键特征与病理表现 应用价值 引用(PMID) 雪貂 首个致死性小动物模型；使用野生型BDBV即可建立致死性感染；4天出现病毒血症，8-9天死亡；出现瘀点性皮疹、淋巴细胞和血小板减少、肝肾功能及凝血功能异常。 评估BDBV疫苗和抗体的保护效力。 [39]; [40]; [20] IFNα/βR-/-小鼠 可导致可重复的疾病体征，表现为体重下降和部分致死。 测试野生型埃博拉病毒的致病性。 [76] STAT1 KO小鼠 BDBV感染导致20%死亡率；毒力低于SUDV和MARV。 研究BDBV体内致病性及筛选抗病毒药物。 [69] STAT1 KO小鼠（嵌合病毒） 利用BDBV-GP与EBOV骨架构建的嵌合病毒可引起100%致死性感染。 用于BDBV特异性抗体的体内筛选。 [38] 豚鼠 野生型BDBV致病性有限；用于评估疫苗诱导的交叉保护性免疫应答。 早期疫苗评估，揭示种属特异性保护局限；评估多克隆抗体体内保护效力。 [77]; [78] 非人灵长类（食蟹猴/恒河猴） 模拟人类疾病关键特征（病毒血症、临床症状、死亡）；金标准模型。 评估BDBV疫苗和抗体疗效的决定性模型；桥接基础研究与临床应用。 [18]; [79]; [30]; [80] BDBV感染的动物模型 为深入理解本迪布焦病毒（Bundibugyo virus, BDBV）的致病机制并推动疫苗及抗体的研发，建立能够模拟人类疾病特征的动物模型至关重要。目前，已有多种动物模型被用于BDBV的研究，包括雪貂、干扰素受体缺陷小鼠、豚鼠和非人灵长类动物，它们在易感性、病理表现和应用价值上各有特点。 雪貂模型是BDBV研究中首个被报道的致死性小动物模型，具有里程碑意义。研究证实，使用野生型、未经适应性传代的BDBV临床分离株即可在雪貂中建立致死性感染模型，这使其成为目前唯一已知的BDBV致死性小动物模型，也是唯一能够导致BDBV均一致死感染的动物模型[39]。感染BDBV的雪貂在4天内出现病毒血症，并在感染后8至9天内死亡，濒死期可观察到瘀点性皮疹。该模型忠实地再现了人类丝状病毒病的多项核心特征，包括淋巴细胞和血小板的显著减少、肝肾功能相关的关键生化指标紊乱以及凝血功能异常[40]。因此，雪貂模型在评估BDBV疫苗和抗体的保护效力方面具有重要价值，例如，在评估一种三价副流感病毒载体埃博拉疫苗时，雪貂模型被用于验证该疫苗对BDBV等多种埃博拉病毒的攻毒保护效果[20]。 在啮齿类动物模型中，干扰素（IFN）信号通路缺陷的小鼠为BDBV研究提供了便利。I型干扰素α/β受体缺陷小鼠（IFNα/βR-/-）被用于测试多种野生型埃博拉病毒的致病性。研究发现，BDBV在该小鼠模型中可导致可重复的疾病体征，表现为体重下降和部分致死[76]。此外，信号转导与转录激活因子1基因敲除（STAT1 KO）小鼠模型也被用于评估不同丝状病毒的易感性。在STAT1 KO小鼠中，BDBV感染可导致20%的死亡率，虽然其毒力低于苏丹病毒（SUDV）和马尔堡病毒（MARV），但该模型为研究BDBV的体内致病性及筛选抗病毒药物提供了平台[69]。为进一步优化BDBV抗体的体内筛选，研究者通过将BDBV的糖蛋白（GP）与埃博拉病毒（EBOV）的内部蛋白骨架进行嵌合，构建了一种复制competent 的嵌合病毒。该病毒能够在STAT1 KO小鼠中引起100%的致死性感染，并被从BDBV感染幸存者体内分离的单克隆抗体BDBV223完全保护，从而验证了该模型用于BDBV特异性抗体筛选的适用性[38]。 豚鼠模型在埃博拉病毒疫苗的早期评估中发挥了重要作用。尽管野生型BDBV对豚鼠的致病性有限，但该模型被广泛用于评估疫苗诱导的交叉保护性免疫应答。例如，在使用重组水泡性口炎病毒（rVSV）载体疫苗的研究中，豚鼠模型被用来证明，只有表达同源GP的疫苗才能提供针对扎伊尔埃博拉病毒（ZEBOV）攻毒的保护，而表达异源GP的疫苗则无效，这揭示了早期疫苗的种属特异性保护局限[77]。此外，豚鼠模型也被用于评估多克隆抗体产品的体内保护效力，例如，一种针对EBOV的马源多克隆抗体在豚鼠攻毒模型中展现了83%至100%的保护效果，同时该抗体在体外对BDBV等多种埃博拉病毒也具有中和活性[78]。 非人灵长类动物（NHP）模型，尤其是猕猴，是评估BDBV疫苗和抗体疗效的金标准。食蟹猴感染BDBV后能够模拟人类疾病的关键特征，包括病毒血症、临床症状和死亡，使其成为评估候选医疗对策的决定性模型。在疫苗研究方面，基于rVSV载体的单价疫苗（rVSVΔG/BDBV-GP）在食蟹猴攻毒后20-23分钟进行暴露后接种，实现了83%的保护率，显著高于该模型约21%的自然存活率[18]。一种减毒的四价泛丝状病毒疫苗（rVSV-Filo）在免疫食蟹猴7天后，即可提供针对BDBV、MARV和SUDV攻毒的100%快速保护[79]。在抗体治疗方面，NHP模型同样至关重要。从BDBV感染幸存者体内分离的人源单克隆抗体BDBV289，在恒河猴模型中作为单一疗法，即使在攻毒后8天开始治疗，仍能提供高达100%的保护[30]。此外，由两种广谱中和抗体FVM04和CA45组成的鸡尾酒疗法，在食蟹猴模型中于感染后4天给药，可有效保护动物抵抗EBOV和SUDV的感染，为开发包含BDBV在内的泛埃博拉病毒免疫疗法奠定了基础[80]。这些研究共同表明，NHP模型在桥接基础研究与临床应用之间发挥着不可替代的作用。针对BDBV的天然与疫苗诱导免疫应答 BDBV感染幸存者的天然与疫苗诱导免疫应答特征总结 名称 内容/功能 引用(PMID) 幸存者IgG抗体 感染后约29个月仍可检测到针对GP的高水平IgG [33] 人源单克隆抗体（mAb） 多具强效中和活性，主要靶向GP聚糖帽区域 [22] BDBV223抗体 交叉中和EBOV和BDBV，靶向GP2茎部保守区域，干扰GP三聚体组装 [26] BDBV289抗体 恒河猴模型中感染后8天治疗仍提供100%保护，显著降低病毒载量 [30] 抗体依赖性增强作用（ADE） 亚中和浓度下丝状病毒幸存者mAb普遍存在 [81] 抗体依赖性细胞吞噬作用（ADCP） 与GP特异性IgG1水平密切相关，高ADCP活性者听力损失几率降低 [34] T细胞应答（恒河猴模型） 存活者表现出更高抗体滴度及细胞毒性T细胞、记忆B细胞和浆细胞数量 [73] 长期后遗症（后埃博拉综合征） 感染后29个月出现眼部问题、听力损失、关节痛等；16年后头痛（35%）、视觉障碍（22.5%）及嗜碱性粒细胞升高 [33, 35] 抗体交叉反应性（EBOV幸存者） 血清IgG能与BDBV和SUDV蛋白交叉反应，程度与系统发育距离相关 [82, 62] 抗体交叉反应性（BDBV幸存者） 免疫反应对BDBV GP高度特异性，交叉反应性极低 [19] BDBV223中和局限性 无法中和SUDV，因SUDV GP茎部D624N多态性破坏关键盐桥 [26] 交叉反应与GP序列同源性 小鼠模型中交叉反应程度与GP序列同源性相关 [83] GP1 F88保守区域肽段免疫 获得广泛交叉识别多种埃博拉病毒GP的抗体 [84] BDBV223阻断细胞间传播 靶向GP MPER，依赖BST2/tetherin增强病毒颗粒捕获阻断传播 [74] 靶向聚糖帽抗体阻断传播 阻断细胞间传播不依赖BST2 [74] rVSV载体疫苗（单价BDBV GP） 食蟹猴模型中提供83%暴露后保护 [18] rVSV载体疫苗（表达EBOV GP） 对BDBV攻毒提供部分交叉保护（75%） [63, 64] 四价rVSV-Filo疫苗 攻毒前7天单次接种实现100%快速保护 [79] HPIV3载体疫苗（三价） 单次鼻内接种在豚鼠和雪貂中诱导广泛中和抗体并提供完全保护，机制涉及Fc效应功能 [20, 85] DNA初免/Ad5加强疫苗 对BDBV攻毒仅提供部分保护；但表达EBOV和SUDV GP的方案在无交叉反应抗体下实现100%存活，保护依赖CD4+和CD8+ T细胞 [21] Ad26.ZEBOV/MVA-BN-Filo方案 对其他丝状病毒交叉反应性有限 [19] 佐剂重组蛋白疫苗（三价GP+IVAX-1） 在小鼠中诱导强大抗体和T细胞交叉反应性；展示在脂质纳米颗粒上可提升Th1细胞因子 [83] 删除黏蛋白样结构域SUDV GP免疫 增强交叉反应性结合抗体，但中和活性广度有限 [84] 双价VLP疫苗（EBOV+SUDV GP） 在恒河猴中增强免疫应答广度，为包含BDBV的广谱疫苗提供基础 [86] 纳米颗粒疫苗（I3-01v9展示GP三聚体） 在小鼠中诱导比可溶性GP三聚体更强的抗体反应 [87] 广谱中和抗体MBP134 有效中和包括BDBV在内的所有致病性埃博拉病毒 [17] 广谱中和抗体鸡尾酒rEBOV-515/rEBOV-442 有效中和包括BDBV在内的所有致病性埃博拉病毒 [4] 保守表位（融合环、HR2-MPER） 广谱中和抗体识别的靶点，是广谱疫苗设计基础 [24, 27, 66] BDBV223识别的GP2茎部区域 序列一致性达90%，为疫苗免疫原设计提供结构模板 [26] BDBV289验证的聚糖帽区域 验证了聚糖帽区域作为治疗性抗体靶点的价值 [30] 三价GP+IVAX-1佐剂策略 代表一种有前景的广谱疫苗路径 [83] BDBV223 BST2依赖性阻断机制 为诱导双重作用机制抗体的疫苗设计提供新维度 [74] GP1 F88保守区域肽段抗体 为开发泛埃博拉病毒诊断试剂提供工具 [84] DNA初免/rAd5加强疫苗的交叉保护 完全依赖于细胞免疫，强调诱导强效细胞免疫对广谱保护的重要性 [21] 1. BDBV感染幸存者的天然免疫应答特征 抗体结合与中和活性：BDBV感染可诱导针对GP的高水平IgG抗体，幸存者在感染后约29个月仍可检测到[33]。从幸存者记忆B细胞分离的人源单克隆抗体（mAb）多具强效中和活性，主要靶向GP聚糖帽区域[22]。部分抗体如BDBV223能交叉中和EBOV和BDBV，其靶向GP2亚基茎部保守区域。晶体结构显示，BDBV223重链CDR H3环绕GP2茎部α-螺旋，与残基620-635形成广泛接触，其结合会干扰GP三聚体组装，稳定一种可能阻碍膜融合的构象[26]。BDBV289抗体在恒河猴模型中，即使感染后8天开始治疗，也能提供100%保护，并显著降低病毒载量（P=0.0087），保护效果与血清中高浓度循环抗体相关[30]。然而，亚中和浓度下，丝状病毒幸存者mAb普遍存在抗体依赖性增强作用（ADE）[81]。 Fc效应功能：对2007年BDBV疫情幸存者的研究发现，多数幸存者表现出强大的抗体效应功能活性，特别是抗体依赖性细胞吞噬作用（ADCP），其与GP特异性IgG1水平密切相关。较高ADCP活性的幸存者发生听力损失的几率显著降低[34]。 T细胞应答：在BDBV感染的恒河猴模型中，存活者表现出更高的抗体滴度及转录组学上更高的细胞毒性T细胞、记忆B细胞和浆细胞数量，表明适应性免疫激活对控制感染至关重要[73]。 长期后遗症：BDBV幸存者会经历“后埃博拉综合征”。感染后约29个月，幸存者报告了更多眼部问题、听力损失、关节痛等健康问题[33]。感染后16年的研究进一步证实了持续的多系统症状，如头痛（35%）和视觉障碍（22.5%），并发现嗜碱性粒细胞升高等异常[35]。 抗体交叉反应性：EBOV幸存者血清IgG能与BDBV和SUDV蛋白发生交叉反应，程度与系统发育距离相关[82, 62]。然而，针对2007年BDBV疫情幸存者的分析显示，其免疫反应对BDBV GP具有高度特异性，交叉反应性极低[19]。BDBV223无法中和SUDV，因SUDV GP茎部D624N多态性破坏了关键盐桥[26]。小鼠模型研究证实，交叉反应程度与GP序列同源性相关[83]。利用GP1中高度保守的F88区域肽段免疫，可获得广泛交叉识别多种埃博拉病毒GP的抗体[84]。 抗体介导的细胞间传播阻断机制：BDBV和EBOV可通过细胞间连接传播，依赖肌动蛋白聚合和TIM-1。靶向GP MPER的抗体BDBV223是抑制此传播的最有效抗体，其作用依赖宿主限制因子BST2/tetherin，通过增强BST2对病毒颗粒的捕获来阻断传播。靶向聚糖帽的抗体则不依赖BST2[74]。2. 疫苗诱导的针对BDBV的免疫应答 病毒载体疫苗：rVSV载体疫苗：表达BDBV GP的单价rVSV疫苗在食蟹猴模型中提供83%的暴露后保护[18]。表达EBOV GP的rVSV疫苗对BDBV攻毒仅提供部分交叉保护（75%），而同源BDBV GP疫苗则提供完全保护[63, 64]。四价rVSV-Filo疫苗攻毒前7天单次接种，即可实现100%快速保护[79]。HPIV3载体疫苗：表达EBOV、SUDV和BDBV GP的三价HPIV3疫苗，单次鼻内接种即可在豚鼠和雪貂中诱导广泛中和抗体并提供完全保护[20]，其保护机制涉及Fc效应功能[85]。腺病毒载体疫苗：DNA初免/Ad5加强策略（表达EBOV和SUDV GP）对BDBV攻毒仅提供部分保护[21]。Ad26.ZEBOV/MVA-BN-Filo方案对其他丝状病毒交叉反应性有限[19]。值得注意的是，表达EBOV和SUDV GP的DNA初免/rAd5加强疫苗，在未检测到交叉反应性抗体的情况下，仍能实现食蟹猴对BDBV攻毒的100%存活，保护作用与识别BDBV GP肽段的CD4+和CD8+ T细胞应答密切相关[21]。 蛋白亚单位及纳米颗粒疫苗：佐剂重组蛋白疫苗：联合佐剂（如IVAX-1）的EBOV、SUDV和BDBV重组GP可在小鼠中诱导强大抗体和T细胞交叉反应性[83]。三价GP与IVAX-1联用可实现广谱抗体反应；当三价GP展示在脂质纳米颗粒上时，Th1细胞因子可提升至可检测水平[83]。删除黏蛋白样结构域的SUDV GP免疫策略能增强交叉反应性结合抗体，但中和活性广度有限[84]。VLP疫苗：整合EBOV和SUDV GP的双价VLP疫苗在恒河猴中增强了免疫应答广度[86]，为开发包含BDBV的广谱疫苗提供了基础。纳米颗粒疫苗：通过结构指导设计，将稳定化的EBOV、SUDV和BDBV GP三聚体展示在自组装蛋白纳米颗粒I3-01v9上，在小鼠中诱导了比可溶性GP三聚体更强的抗体反应[87]。 泛埃博拉病毒抗体与疫苗设计启示：广谱中和抗体（如MBP134和rEBOV-515/rEBOV-442鸡尾酒）能有效中和包括BDBV在内的所有致病性埃博拉病毒[17, 4]，其识别的保守表位（如融合环、HR2-MPER）是广谱疫苗设计的基础[24, 27, 66]。BDBV223识别的GP2茎部保守区域（序列一致性达90%）为疫苗免疫原设计提供了结构模板[26]。BDBV289的治疗效力验证了聚糖帽区域作为靶点的价值[30]。三价GP与IVAX-1佐剂联用策略代表了一种有前景的广谱疫苗路径[83]。BDBV223通过BST2依赖性机制阻断细胞间传播的发现，为诱导双重作用机制抗体的疫苗设计提供了新维度[74]。利用GP1 F88保守区域肽段产生的抗体，为开发泛埃博拉病毒诊断试剂提供了工具[84]。DNA初免/rAd5加强疫苗实现的对BDBV的交叉保护完全依赖于细胞免疫，强调了诱导强效细胞免疫对于广谱保护的重要性[21]。广谱抗埃博拉病毒防治策略：聚焦BDBV 广谱抗埃博拉病毒防治策略：聚焦BDBV关键分子、策略与机制总结 名称 内容/功能 引用(PMID) ADI-15878 靶向GP2融合环的人源抗体，中和所有五种埃博拉病毒，在动物模型中提供保护 [88, 28, 29] CA45 靶向GP2内融合环的抗体，中和EBOV、SUDV、BDBV和RESTV，动物模型中提供完全保护 [24] 6D6 靶向融合环的抗体，与EBOV和BDBV GP复合物结构证实该区域免疫脆弱性 [27] 1C11 桥接相邻GP原聚体融合环的抗体，识别四级结构表位，强效中和与保护 [60] BDBV223 靶向GP2茎部，中和BDBV和EBOV，可能干扰三聚体组装 [26] EBOV-520 靶向GP基部，中和EBOV、BDBV和SUDV，通过直接中和病毒实现保护 [23] rEBOV-515 + rEBOV-442 识别非重叠表位的抗体鸡尾酒，在NHP中对EBOV、BDBV和SUDV显示高效治疗性保护 [4] FVM04 靶向GP受体结合位点，交叉中和EBOV和SUDV，对BDBV活性较弱 [25] 1C3 识别GP三聚体顶端四级结构表位，以1:3化学计量比结合，阻断NPC1受体结合位点 [60] MBP134鸡尾酒(ADI-15878 + ADI-23774) 中和所有埃博拉病毒，第二代MBP134^AF在雪貂和NHP中证实广谱治疗性保护 [17, 3] FVM04 + CA45鸡尾酒 在NHP中感染后4天给药抵抗EBOV和SUDV致死性攻击 [80] 1C3 + 1C11鸡尾酒 识别四级结构表位，协同中和（联合指数0.63），在NHP中完全保护EBOV和SUDV感染 [60] 单价rVSV-EBOV GP疫苗 为NHP提供针对BDBV的75%部分交叉保护 [63] rVSV-BDBV GP疫苗 作为暴露后预防，为食蟹猴提供83%保护 [18] 减毒四价rVSV-Filo疫苗 单次免疫为NHP提供针对MARV、SUDV和BDBV的100%快速保护，对EBOV 80%保护 [79] HPIV3载体三价鼻喷疫苗 单次免疫在豚鼠和雪貂中诱导针对EBOV、SUDV和BDBV的保护性免疫 [20] 双价VLP疫苗(EBOV + SUDV GP) 在恒河猴中增强免疫应答广度 [86] I3-01v9纳米颗粒展示三聚体疫苗 展示EBOV、SUDV和BDBV GP三聚体，在小鼠中展现良好免疫原性 [87] 三价重组GP蛋白疫苗（辅以佐剂） 在小鼠中显示出良好的交叉反应性 [83] 法匹拉韦(Favipiravir) 在IFNAGR KO小鼠模型中对EBOV感染展现治疗效果 [70] 胆固醇偶联钉合肽 基于HR2序列设计的融合抑制肽，在体外和体内对EBOV和MARV显示抑制作用 [2] BDBV VP24 与karyopherin alpha结合亲和力比EBOV VP24低约10倍，干扰素拮抗能力减弱 [14] BDBV感染PBMCs特征 病毒产量、促炎细胞因子水平及巨噬细胞死亡速度均低于EBOV [13, 32] 埃博拉病毒属中，扎伊尔（EBOV）、苏丹（SUDV）和本迪布焦埃博拉病毒（BDBV）是导致人类严重疾病的主要病原体[16, 9]。BDBV于2007年首次发现，病死率约25-40%，但现有多数获批的疫苗和抗体疗法主要针对EBOV，对BDBV无效[7, 8, 3]。因此，开发广谱防治策略至关重要。本节将系统阐述靶向BDBV及其他埃博拉病毒的广谱中和抗体、抗体鸡尾酒疗法、广谱疫苗策略及抗病毒药物的研究进展。1. 广谱中和抗体及其作用机制 靶向融合环（Fusion Loop）的抗体：GP2亚基的内融合环（IFL）序列高度保守，是广谱抗体的重要靶点。人源抗体ADI-15878能有效中和所有五种埃博拉病毒，并在啮齿类和雪貂模型中提供针对EBOV、SUDV和BDBV的保护[88, 28]。其通过诱导契合机制结合GP2融合环的疏水区域及一个高度保守的疏水口袋，实现跨种属中和[29, 28]。抗体CA45同样靶向IFL，有效中和EBOV、SUDV、BDBV和RESTV，并在多种动物模型中提供完全保护[24]。抗体6D6与EBOV和BDBV GP复合物的结构证实了该区域的免疫脆弱性[27]。抗体1C11通过桥接相邻GP原聚体的融合环，识别四级结构表位，实现强效中和与保护[60]。其足迹跨越两个GP单体，互补决定区形成的疏水口袋将融合肽从GP表面拉离，阻止膜融合所需的构象变化[60]。 靶向GP茎部（Stalk）和基部（Base）的抗体：BDBV223靶向GP2茎部，能中和BDBV和EBOV，其结合可能通过稳定GP单体分离构象干扰三聚体组装[26]。EBOV-520靶向GP基部，能有效中和EBOV、BDBV和SUDV，其保护作用主要通过直接中和病毒实现[23]。rEBOV-515和rEBOV-442识别非重叠表位，其鸡尾酒疗法在非人灵长类动物（NHP）模型中对EBOV、BDBV和SUDV均显示高效治疗性保护[4]。 靶向受体结合域（RBS）的抗体：FVM04靶向GP受体结合位点内的独特表位，可交叉中和EBOV和SUDV，对BDBV活性较弱[25]。1C3抗体识别GP三聚体顶端中心的四级结构表位，以独特的1:3化学计量比结合，一个Fab同时锚定三个受体结合位点，其轻链主导的相互作用源于CDRL1深入GP“杯状”结构底部，从而阻断NPC1受体结合位点，阻止病毒进入[60]。2. 广谱抗体鸡尾酒疗法 MBP134鸡尾酒：由ADI-15878和ADI-23774组成，能有效中和所有埃博拉病毒。其第二代产品MBP134^AF在雪貂和NHP模型中证实了针对EBOV、SUDV和BDBV的广谱治疗性保护[17, 3]。 FVM04 + CA45鸡尾酒：在NHP模型中，感染后4天给药可抵抗EBOV和SUDV的致死性攻击。补充抗马尔堡病毒抗体MR191后，对马尔堡病毒也实现100%保护[80]。 1C3 + 1C11鸡尾酒：两种抗体均识别四级结构表位，不结合sGP，具有协同中和作用（联合指数0.63），在NHP模型中实现对EBOV和SUDV感染的完全保护[60]。病毒逃逸实验显示，两者的逃逸突变位点互不重叠，可有效覆盖病毒逃逸[60]。 rEBOV-515 + rEBOV-442鸡尾酒：具有协同中和活性并能抵抗病毒逃逸，在NHP中对EBOV、BDBV和SUDV感染实现高效治疗性保护[4]。3. 广谱疫苗策略 多价病毒载体疫苗：表达EBOV GP的单价rVSV疫苗可为NHP提供针对BDBV的75%部分交叉保护[63]。表达BDBV GP的rVSV疫苗作为暴露后预防，为食蟹猴提供83%的保护[18]。减毒四价rVSV-Filo疫苗单次免疫可为NHP提供针对MARV、SUDV和BDBV的100%快速保护，以及对EBOV的80%保护[79]。基于HPIV3载体的三价鼻喷疫苗单次免疫即可在豚鼠和雪貂中诱导针对EBOV、SUDV和BDBV的保护性免疫[20]。 组合疫苗与纳米颗粒展示：包含EBOV和SUDV GP的双价VLP疫苗在恒河猴中增强了免疫应答广度[86]。通过糖蛋白稳定化和纳米颗粒展示（如I3-01v9）设计的展示EBOV、SUDV和BDBV GP三聚体的新一代疫苗，在小鼠中展现出良好的免疫原性[87]。辅以佐剂的三价重组GP蛋白疫苗在小鼠中显示出良好的交叉反应性[83]。4. 抗病毒药物研究 法匹拉韦（Favipiravir）：在IFNAGR KO小鼠模型中对EBOV感染展现治疗效果[70]。 融合抑制肽：基于HR2序列设计的胆固醇偶联钉合肽，在体外和体内对EBOV和MARV显示抑制作用[2]。 宿主限制因子与病毒蛋白功能差异：BDBV VP24与karyopherin alpha的结合亲和力比EBOV VP24低约10倍，导致其干扰素拮抗能力减弱，这可能是BDBV毒力较低的原因之一[14]。此外，BDBV感染PBMCs后的病毒产量、促炎细胞因子水平及巨噬细胞死亡速度均低于EBOV [13, 32]。诊断与监测 布尼亚病毒（BDBV）诊断与监测方法总结 名称 内容/功能 引用(PMID) 单步法FRET-PCR 通过独特解链温度（双峰：48.9°C和53.5°C）和扩增子大小（146 bp）鉴别五种埃博拉病毒属物种，灵敏度达10拷贝RNA/反应，实现“一管多检” [89] RT-LAMP 针对核蛋白基因的物种特异性引物组，对BDBV检出限为256拷贝/反应，检测时间约16.1分钟，适用于资源匮乏现场 [90] RealStar Filovirus Screen RT-PCR试剂盒 泛丝状病毒检测，可检测所有埃博拉病毒属和马尔堡病毒属成员，95%检出概率下灵敏度为11至67 RNA拷贝/反应 [91] 靶向L基因的泛丝状病毒RT-qPCR 经临床验证可有效检出BDBV等四种致病性丝状病毒 [92] 便携式不依赖冷链的RT-qPCR 针对野生动物监测，可从非人灵长类尸体拭子中检出EBOV，为BDBV野外溢出早期预警提供可能 [93] ReEBOV抗原RDT 对重组扎伊尔埃博拉病毒VP40抗原检测具有高特异性（血清95%，全血97%），能检出包括BDBV在内的三种致病性埃博拉病毒物种，且无交叉反应 [6] 核蛋白（NP）靶向策略 NP含量丰富（每个EBOV病毒粒子约3200个分子）且抗原性强，是理想靶抗原；其C端半区存在保守区域和物种特异性区域 [47] 抗NP单克隆抗体组合 四株mAbs识别所有已知埃博拉病毒属物种，两株仅对EBOV反应，组合使用可实现物种鉴别 [47] 抗NP高变区兔抗血清 针对NP氨基酸630-650高变区制备，可实现物种特异性检测 [47] 基于Luminex的多重血清学检测 对EBOV抗体检测敏感性和特异性分别达95.7%和94.4%以上 [94] ELISA血清学调查（乌干达矿工） 发现乌干达金矿区矿工感染丝状病毒风险是对照组的5.4倍 [95] ELISA血清学调查（刚果民主共和国医护人员） 针对EBOV、SUDV和BDBV糖蛋白的IgG血清反应性为2.2%-4.6%，提示存在未被识别的既往感染 [96] 免疫层析试纸条-智能手机POCT平台 检测抗埃博拉病毒IgG，针对SUDV糖蛋白的单重检测灵敏度达100%、特异度达98%，为BDBV幸存者抗体快速筛查提供借鉴模式 [97] 环境样本实时PCR筛查 在2012年刚果民主共和国BDBV暴发中，从医院和住宅环境样本中检出低水平BDBV基因组RNA，引导锁定最后一条活跃传播链 [31] 布尼亚病毒（Bundibugyo virus, BDBV）的实验室诊断核心在于早期、快速且精准的病原体检测与物种鉴别。鉴于BDBV与其他丝状病毒在致病性及流行病学特征上的差异，开发能区分病毒种类的诊断方法对指导临床治疗、隔离及追踪传播链至关重要[16, 98]。 在核酸检测方面，RT-PCR是金标准。单步法FRET-PCR通过独特解链温度（双峰：48.9°C和53.5°C）和扩增子大小（146 bp）鉴别五种埃博拉病毒属物种，灵敏度达10拷贝RNA/反应，其设计基于全基因组比对，在保守区设通用引物和探针，高变区设物种特异性下游引物，实现“一管多检”[89]。RT-LAMP针对核蛋白基因的物种特异性引物组，对BDBV检出限为256拷贝/反应，检测时间约16.1分钟，适用于资源匮乏现场[90]。泛丝状病毒检测策略在早期预警中具重要价值：RealStar Filovirus Screen RT-PCR试剂盒可检测所有埃博拉病毒属和马尔堡病毒属成员，95%检出概率下灵敏度为11至67 RNA拷贝/反应[91]；另一靶向L基因的泛丝状病毒RT-qPCR方法经临床验证可有效检出BDBV等四种致病性丝状病毒[92]。针对野生动物监测，一种便携式、不依赖冷链的RT-qPCR方法在模拟中非和西非环境下可从非人灵长类尸体拭子中检出EBOV，为BDBV野外溢出早期预警提供可能[93]。 抗原快速检测不可或缺。ReEBOV抗原RDT对重组扎伊尔埃博拉病毒VP40抗原检测具有高特异性（血清95%，全血97%），能检出包括BDBV在内的三种致病性埃博拉病毒物种，且无交叉反应[6]。核蛋白（NP）因其含量丰富（每个EBOV病毒粒子约3200个分子）且抗原性强，是理想靶抗原[47]。针对EBOV NP的单克隆抗体研究鉴定出NP C端半区七个抗原区域，包括两个在所有五种埃博拉病毒属物种中高度保守的区域及若干物种特异性区域；其中四株mAbs识别所有已知物种，两株仅对EBOV反应，组合使用可实现物种鉴别[47]。此外，针对NP氨基酸630-650高变区制备的兔抗血清可实现物种特异性检测[47]。这些表位图谱数据为开发区分物种的快速诊断试剂奠定了基础[47]。 血清学方法在回顾性诊断和流行病学调查中作用关键。基于Luminex的多重检测方法对EBOV抗体检测敏感性和特异性分别达95.7%和94.4%以上[94]。ELISA调查发现，乌干达金矿区矿工感染丝状病毒风险是对照组的5.4倍[95]；在刚果民主共和国医护人员中，针对EBOV、SUDV和BDBV糖蛋白的IgG血清反应性为2.2%-4.6%，提示存在未被识别的既往感染[96]。一种基于免疫层析试纸条和智能手机阅读器的POCT平台检测抗埃博拉病毒IgG，针对SUDV糖蛋白的单重检测灵敏度达100%、特异度达98%，为BDBV幸存者抗体快速筛查提供了借鉴模式[97]。 环境样本检测可补充传统监测。在2012年刚果民主共和国BDBV暴发中，对医院和住宅环境样本进行实时PCR筛查，成功检出低水平BDBV基因组RNA，引导锁定最后一条活跃传播链，证实环境采样可作为确认阳性病例和填补监测空白的关键工具[31]。综合运用上述多维检测体系，对BDBV疫情的早期发现与精准防控具决定性意义。挑战与展望 BDBV研究面临的挑战与未来展望总结 名称 内容/功能 引用(PMID) STAT1敲除小鼠模型 对BDBV易感，但免疫缺陷背景无法模拟健全宿主反应，病毒仅表现中等毒力 [69] IFNAGR KO小鼠模型 对BDBV和TAFV不致死 [70] 雪貂模型 首个对BDBV一致致死的小动物模型，能重现人类丝状病毒病关键特征，但缺乏免疫学试剂 [39, 40] 食蟹猴模型 最接近人类疾病，但BDBV感染非均一致死，约60%存活率，评价保护效力需更大样本量 [73] EBOV骨架嵌合BDBV GP病毒 在STAT1敲除小鼠中引起100%致死性感染，提示BDBV内部蛋白致病性贡献可能弱于EBOV [38] ADCP活性 BDBV幸存者体内抗体效应功能，与降低听力损失等后遗症风险相关 [34] rVSV-ZEBOV疫苗认知调查 仅32%接种者知晓该疫苗仅针对EBOV，不保护BDBV或SUDV [99] 2007年乌干达BDBV疫情分析 自然感染后免疫反应交叉反应性极低，提示需要多价疫苗策略 [19] 埃及果蝠实验感染 BDBV等多种埃博拉病毒在蝙蝠体内复制和排毒非常有限 [41] 几内亚非流行区血清学调查 发现人群对BDBV等多种正埃博拉病毒存在抗体反应 [100] 家猪血清学与实验感染 检测到针对EBOV、BDBV和RESTV糖蛋白的交叉反应抗体，实验感染可导致排毒和种内传播 [44, 101] 获批EBOV疫苗和单抗疗法 具有严格种属特异性，对BDBV和SUDV无效 [3, 4] 广谱中和抗体ADI-15878 靶向保守表位的广谱中和抗体 [27, 28] 广谱中和抗体BDBV223 靶向保守表位的广谱中和抗体 [26] 广谱中和抗体EBOV-520 靶向保守表位的广谱中和抗体 [23] MBP134鸡尾酒疗法 在动物模型中展现广谱保护效力，但面临临床转化挑战 [17, 4] HR2-MPER表位支架免疫原 将BDBV223识别表位移植到支架蛋白上，成功诱导广谱反应性抗体 [66] GP三聚体纳米颗粒疫苗策略 通过稳定构象、纳米颗粒展示和糖基化修饰开发新一代疫苗 [87] 双特异性纳米抗体BA2-1A10 在啮齿类模型中提供针对三种病毒的强效广谱保护 [5] 四价rVSV载体疫苗(rVSV-Filo) 在非人灵长类模型中展现对BDBV等四种丝状病毒的快速保护效果 [85, 79] 多重血清学方法与便携式分子诊断工具 用于推广非洲地方性监测网络 [94, 93] BDBV幸存者长期追踪研究 揭示持续存在的多系统后遗症，要求纳入长期临床关怀和社会支持体系 [35] 尽管针对BDBV的研究取得显著进展，该领域仍面临诸多关键挑战。 动物模型的局限性是当前研究的首要瓶颈。STAT1敲除小鼠对BDBV易感，但免疫缺陷背景无法完全模拟免疫健全宿主反应，且BDBV仅表现出中等毒力[69]。IFNAGR KO小鼠对BDBV和TAFV甚至不致死[70]。雪貂模型能使用野生型病毒复制出致死性疾病，是首个对BDBV均一致死的小动物模型，并能重现人类丝状病毒病的关键特征[39, 40]，但缺乏丰富的免疫学试剂。非人灵长类模型虽最接近人类疾病，但BDBV感染在食蟹猴中并非均一致死，约60%的存活率使得评价疫苗或药物的完全保护效力需要更大样本量[73]。此外，通过将EBOV糖蛋白替换为BDBV的GP构建的嵌合病毒，能在STAT1敲除小鼠中引起100%致死性感染，为体内筛选提供了新工具，但也提示BDBV内部蛋白在致病性上的贡献可能弱于EBOV[38]。 免疫保护的关联因素不明是另一核心挑战。BDBV感染幸存者体内存在强大的抗体效应功能活性，且ADCP与降低听力损失等后遗症风险相关[34]。然而，自然感染或疫苗接种后，何种免疫指标能准确预测保护效力仍缺乏共识。一项调查显示，仅32%的接种者知晓rVSV-ZEBOV疫苗仅针对EBOV，不保护BDBV或SUDV，凸显了免疫保护的种属特异性局限[99]。对2007年乌干达BDBV疫情幸存者和接触者的分析表明，自然感染后产生的免疫反应交叉反应性极低，提示未来需要不同的多价疫苗策略[19]。 病毒储存宿主和生态学未知严重阻碍了源头防控。实验感染埃及果蝠的研究显示，BDBV等多种埃博拉病毒在蝙蝠体内的复制和排毒非常有限[41]。然而，血清学调查揭示出更复杂的生态图景：在几内亚非流行区发现人群对BDBV等多种正埃博拉病毒存在抗体反应[100]；在家猪群体中检测到针对EBOV、BDBV和RESTV糖蛋白的交叉反应抗体，且猪对BDBV的实验感染可导致排毒和种内传播[44, 101]。这些发现表明家猪可能作为潜在的中间或放大宿主，但其流行病学意义亟待阐明。 广谱疫苗和抗体的临床转化障碍是应对未来疫情的关键挑战。目前获批的EBOV疫苗和单克隆抗体疗法均具有严格的种属特异性，对BDBV和SUDV无效[3, 4]。尽管已鉴定出多种靶向保守表位的广谱中和抗体，如ADI-15878[27, 28]、BDBV223[26]及EBOV-520[23]，且其鸡尾酒疗法（如MBP134）在动物模型中展现出广谱保护效力[17, 4]，但临床转化仍面临生产成本高昂、协同作用机制复杂、病毒逃逸风险以及临床试验伦理和操作困难等挑战。 展望未来，研究方向应聚焦于以下几个层面：基于结构的免疫原设计：利用高分辨率结构生物学信息，精准设计展示保守中和表位的免疫原。例如，将BDBV223识别的HR2-MPER表位移植到支架蛋白上，成功设计出能诱导广谱反应性抗体的免疫原[66]。通过稳定GP三聚体构象、展示在纳米颗粒上并进行糖基化修饰等策略，有望开发新一代疫苗[87]。泛埃博拉病毒疫苗/抗体的优化：继续筛选和工程化改造具有更高效力、更广谱性和更低逃逸风险的抗体。例如，基于纳米抗体的双特异性抗体BA2-1A10在啮齿类模型中提供了针对三种病毒的强效广谱保护[5]。同时，应探索多价疫苗策略，如三价副流感病毒载体疫苗或四价rVSV载体疫苗（rVSV-Filo），后者在非人灵长类模型中已展现出对BDBV等四种丝状病毒的快速保护效果[85, 79]。加强非洲地方性监测和跨学科合作：必须在非洲潜在疫源地建立长效、敏感的监测网络，推广多重血清学方法（如Luminex技术）和便携式分子诊断工具[94, 93]。尤为重要的是，需整合生态学、兽医学、人类医学和社会科学等多学科力量，开展“全健康”理念下的协同研究，深入探究病毒在非流行区的隐匿循环模式及其社会生态驱动因素[100]。同时，对BDBV幸存者的长期追踪研究揭示了其持续存在的多系统后遗症[35]，要求在疫情应对中纳入长期的临床关怀和社会支持体系。结论 综上所述，本迪布焦病毒（Bundibugyo virus, BDBV）作为埃博拉病毒属中一个独特的物种，其发现打破了该属仅由扎伊尔、苏丹、科特迪瓦和雷斯顿四种病毒构成的传统认知，揭示了埃博拉病毒更高的遗传多样性[7, 1]。BDBV在致病性上展现出与扎伊尔埃博拉病毒（EBOV）和苏丹病毒（SUDV）不同的特征，其病死率约为25-40%，低于EBOV但依然对公共卫生构成严重威胁[9, 8]。系统发育与进化分析表明，BDBV与塔伊森林病毒亲缘关系较近，其氨基酸使用模式遵循线性进化规律，这为理解病毒演化提供了重要框架[58, 102]。BDBV的致病力差异可部分归因于其分子水平的特性，例如其VP24蛋白对宿主干扰素信号通路的拮抗能力弱于EBOV，导致病毒复制减缓、促炎细胞因子释放减少以及巨噬细胞死亡延迟[13, 14, 103]。此外，BDBV在RNA编辑程度上高于其他埃博拉病毒，这可能影响其糖蛋白的表达与功能[52]。 近年来，针对BDBV及其他埃博拉病毒的广谱中和抗体和疫苗研究取得了突破性进展，为应对未来疫情提供了有力工具。在抗体方面，从BDBV感染幸存者体内分离出的多种人源单克隆抗体，如BDBV223和BDBV289，不仅对BDBV具有中和活性，还能交叉中和EBOV，其靶向的GP2茎部或糖基化帽区等保守表位为广谱抗病毒药物设计提供了结构基础[26, 30]。更为重要的是，一系列真正意义上的泛埃博拉病毒抗体被成功鉴定，如ADI-15878、EBOV-520和CA45等，它们通过识别融合环、GP基部等高度保守的脆弱位点，能够中和包括BDBV、EBOV和SUDV在内的所有致病性埃博拉病毒，并在动物模型中展现出保护效力[27, 23, 24, 88]。基于这些广谱抗体构建的鸡尾酒疗法，如MBP134和rEBOV-515/rEBOV-442组合，在非人灵长类动物模型中实现了对BDBV、EBOV和SUDV攻击的完全保护，标志着泛埃博拉病毒治疗策略的重大飞跃[3, 17, 4]。在疫苗领域，以重组水疱性口炎病毒（rVSV）为载体的疫苗平台展现出快速保护的潜力，单次接种表达EBOV糖蛋白的rVSV疫苗即可在非人灵长类动物中提供针对BDBV的交叉保护，而专门构建的rVSVΔG/BDBV-GP疫苗更能在暴露后短时间内提供有效保护[63, 18]。此外，多价疫苗策略，如三价人副流感病毒载体疫苗和四价泛丝状病毒VesiculoVax疫苗，均能诱导针对BDBV等多种病毒的广谱免疫应答，为开发无需冷链且能同时防御多种埃博拉病毒的疫苗奠定了基础[85, 79, 20]。 尽管取得了显著进展，但BDBV的长期健康影响、潜在的动物宿主以及跨物种传播风险仍需持续关注。幸存者队列研究揭示了BDBV感染后长达数年的多系统后遗症，包括神经、肌肉骨骼和眼部症状，这凸显了完善幸存者关怀体系的必要性[33, 35]。血清学调查在乌干达、几内亚等地的蝙蝠、猪和人群中检测到BDBV抗体，提示病毒可能在自然界中存在隐匿循环，其溢出风险不容忽视[41, 44, 96]。因此，持续投入基础研究以深入解析BDBV的复制、致病和跨种传播机制，并加速推动广谱疫苗和抗病毒药物的临床转化，是巩固已有成果、防范未来埃博拉病毒病疫情的根本保障。Supplementary Studies / Further Reading补充研究/ 延伸阅读 除上述核心研究外，一系列工作从致病性、检测诊断、血清流行病学及动物模型等维度，丰富了对本迪布焦病毒（Bundibugyo virus, BDBV）及其他埃博拉病毒的认识。 在病毒致病性与免疫逃逸机制方面，不同埃博拉病毒种的毒力差异与其干扰宿主天然免疫的能力密切相关。与扎伊尔埃博拉病毒（EBOV）相比，BDBV的VP24蛋白与核转运蛋白α的亲和力约低10倍，导致其对I型干扰素信号通路的抑制减弱且半衰期更短，这可能是BDBV致病性较低的原因之一[14]。一项系统分析比较了所有已知埃博拉病毒和马尔堡病毒干扰素拮抗蛋白的活性，揭示了不同病毒种在抑制干扰素诱导和信号传导方面的效能差异，其中雷斯顿病毒（RESTV）VP24的拮抗作用较弱[103]。用人外周血单核细胞（PBMCs）感染BDBV的研究显示，与EBOV相比，BDBV复制效率低1-2个对数级，诱导的促炎细胞因子（如TNF-α、IL-1β等）水平低2-10倍，且巨噬细胞死亡更晚、程度更低，从宿主反应角度揭示了BDBV致死率（约30-40%）远低于EBOV（可达90%）的潜在机制[13]。 在检测与诊断领域，针对保守抗原的广谱抗体和核酸检测方法为研究热点。利用小鼠和护士鲨免疫库，通过噬菌体展示筛选出针对EBOV VP40蛋白的鼠源单链可变区片段（scFv）及针对核蛋白（NP）的鲨鱼IgNAR V抗体，为开发快速免疫诊断试剂提供了工具[104]。另一项研究通过免疫小鼠产生了针对埃博拉病毒包膜糖蛋白（GP₁,₂）的兔源和鼠源多克隆及单克隆抗体，在ELISA、FACS和Western blot中均表现出良好灵敏度和特异性，部分抗体还能检测感染细胞，显示出临床诊断潜力[84]。基于下一代测序的病原体检测方法，通过设计针对苏丹、埃博拉、雷斯顿、塔伊森林和本迪布焦病毒的特异性捕获探针，实现了在单一反应中同时筛查多种丝状病毒，对资源有限地区的生物监测和疫情早期发现具有重要意义[105]。Corning HYPERFlask细胞培养瓶则为大规模制备病毒抗原提供了高效方案，对诊断试剂和疫苗研发至关重要[106]。 血清流行病学调查为理解埃博拉病毒的生态学和传播动态提供了关键数据。一项系统综述和荟萃分析汇总了1961年至2016年间51项关于埃博拉病毒IgG血清阳性率的研究，通过将人群分为已知病例接触者、疫区无接触者及非疫区人群进行分析，为评估无症状感染频率及其对传播动力学的影响提供了基线数据[107]。针对印度尼西亚加里曼丹岛353只健康婆罗洲猩猩的血清学筛查发现，18.4%的样本呈埃博拉病毒抗体阳性，1.7%呈马尔堡病毒抗体阳性，且交叉反应性很低，提示亚洲地区可能存在丝状病毒的潜在储存宿主或扩增宿主[108]。 在疫苗与抗体研发方面，多项研究致力于开发广谱保护性免疫策略。通过反复免疫小鼠，利用工程化改造的丝状病毒糖蛋白引导B细胞应答至保守表位，获得了多种泛埃博拉病毒甚至泛丝状病毒的单克隆抗体，可交叉中和并保护小鼠抵御埃博拉病毒和苏丹病毒的攻击[109]。从重复免疫的食蟹猴体内也分离出了针对糖蛋白上新型保守表位的泛埃博拉病毒和泛丝状病毒单克隆抗体，其中包括首个结合于埃博拉病毒和马尔堡病毒融合环保守表位的抗体[110]。利用免疫信息学方法，预测了埃博拉病毒糖蛋白上保守的B细胞和T细胞表位，其中“WIPAGIGVTGVIIA”等肽段显示出高抗原性评分，为基于表位的广谱疫苗提供了候选分子[111]。一种通过挖掘免疫动物引流淋巴结中高度扩增的B细胞配对VH:VL抗体库的快速发现平台，无需传统筛选即可获得大量针对埃博拉病毒样颗粒（VLPs）的特异性单克隆抗体，加速了免疫诊断试剂开发[112]。针对核蛋白（NP）这一高丰度保守蛋白，研究人员通过免疫小鼠产生了大量单克隆抗体，能通过Western blot和免疫荧光共聚焦显微镜特异性检测包括EBOV、SUDV、BDBV、MARV、TAFV和RESTV在内的多种丝状病毒NP[113]。 最后，在病毒进化和持续性研究方面，埃博拉病毒糖蛋白第544位氨基酸的自发突变（A544V）能显著增强病毒在组织培养中的入侵效率和适应性选择，提示体外传代和分离过程中需警惕关键位点突变[114]。一项关于丝状病毒在患者和幸存者体内存在与持续时间的快速系统综述，全面梳理了马尔堡病毒和不同种埃博拉病毒（包括BDBV）在人体各种体液中的RNA检出证据，为感染控制指南和传播风险评估提供了关键依据[115]。 ## References 1. Jens H Kuhn, Stephan Becker, Hideki Ebihara, Thomas W Geisbert, Karl M Johnson, Yoshihiro Kawaoka, et al. Proposal for a revised taxonomy of the family Filoviridae: classification, names of taxa and viruses, and virus abbreviations. Arch Virol. 2010;155(12):2083-103. PMID: 21046175. doi: 10.1007/s00705-010-0814-x. 2. Antonello Pessi, Sandra L Bixler, Veronica Soloveva, Sheli Radoshitzky, Cary Retterer, Tara Kenny, et al. Cholesterol-conjugated stapled peptides inhibit Ebola and Marburg viruses in vitro and in vivo. Antiviral Res. 2019;171:104592. PMID: 31473342. doi: 10.1016/j.antiviral.2019.104592. 3. Zachary A Bornholdt, Andrew S Herbert, Chad E Mire, Shihua He, Robert W Cross, Anna Z Wec, et al. A Two-Antibody Pan-Ebolavirus Cocktail Confers Broad Therapeutic Protection in Ferrets and Nonhuman Primates. Cell Host Microbe. 2019;25(1):49-58.e5. PMID: 30629918. doi: 10.1016/j.chom.2018.12.005. 4. Pavlo Gilchuk, Charles D Murin, Robert W Cross, Philipp A Ilinykh, Kai Huang, Natalia Kuzmina, et al. Pan-ebolavirus protective therapy by two multifunctional human antibodies. Cell. 2021;184(22):5593-5607.e18. PMID: 34715022. doi: 10.1016/j.cell.2021.09.035. 5. Meihua Wang, Xinghai Zhang, Wujian Li, Yanfeng Yao, Entao Li, Baoyue Zhang, et al. A highly potent nanobody-based bispecific therapeutic provides broad-spectrum protection against ebolavirus. Nat Commun. 2026;17(1). PMID: 41839884. doi: 10.1038/s41467-026-70464-6. 6. Robert W Cross, Matthew L Boisen, Molly M Millett, Diana S Nelson, Darin Oottamasathien, Jessica N Hartnett, et al. Analytical Validation of the ReEBOV Antigen Rapid Test for Point-of-Care Diagnosis of Ebola Virus Infection. J Infect Dis. 2016;214(suppl 3):S210-S217. PMID: 27587634. 7. Jonathan S Towner, Tara K Sealy, Marina L Khristova, César G Albariño, Sean Conlan, Serena A Reeder, et al. Newly discovered ebola virus associated with hemorrhagic fever outbreak in Uganda. PLoS Pathog. 2008;4(11):e1000212. PMID: 19023410. doi: 10.1371/journal.ppat.1000212. 8. Joseph F Wamala, Luswa Lukwago, Mugagga Malimbo, Patrick Nguku, Zabulon Yoti, Monica Musenero, et al. Ebola hemorrhagic fever associated with novel virus strain, Uganda, 2007-2008. Emerg Infect Dis. 2010;16(7):1087-92. PMID: 20587179. doi: 10.3201/eid1607.091525. 9. Adam MacNeil, Eileen C Farnon, Joseph Wamala, Sam Okware, Deborah L Cannon, Zachary Reed, et al. Proportion of deaths and clinical features in Bundibugyo Ebola virus infection, Uganda. Emerg Infect Dis. 2010;16(12):1969-72. PMID: 21122234. doi: 10.3201/eid1612.100627. 10. Paul Roddy, Natasha Howard, Maria D Van Kerkhove, Julius Lutwama, Joseph Wamala, Zabulon Yoti, et al. Clinical manifestations and case management of Ebola haemorrhagic fever caused by a newly identified virus strain, Bundibugyo, Uganda, 2007-2008. PLoS One. 2012;7(12):e52986. PMID: 23285243. doi: 10.1371/journal.pone.0052986. 11. Christine E Hulseberg, Raina Kumar, Nicholas Di Paola, Peter Larson, Elyse R Nagle, Joshua Richardson, et al. Molecular analysis of the 2012 Bundibugyo virus disease outbreak. Cell Rep Med. 2021;2(8):100351. PMID: 34467242. doi: 10.1016/j.xcrm.2021.100351. 12. Thomas Kratz, Paul Roddy, Antoine Tshomba Oloma, Benjamin Jeffs, Diana Pou Ciruelo, Olimpia de la Rosa, et al. Ebola Virus Disease Outbreak in Isiro, Democratic Republic of the Congo, 2012: Signs and Symptoms, Management and Outcomes. PLoS One. 2015;10(6):e0129333. PMID: 26107529. doi: 10.1371/journal.pone.0129333. 13. Manisha Gupta, Cynthia S Goldsmith, Maureen G Metcalfe, Christina F Spiropoulou, Christina F Spipopoulou, Pierre E Rollin Reduced virus replication, proinflammatory cytokine production, and delayed macrophage cell death in human PBMCs infected with the newly discovered Bundibugyo ebolavirus relative to Zaire ebolavirus. Virology. 2010;402(1):203-8. PMID: 20394957. doi: 10.1016/j.virol.2010.03.024. 14. Toni M Schwarz, Megan R Edwards, Audrey Diederichs, Joshua B Alinger, Daisy W Leung, Gaya K Amarasinghe, et al. VP24-Karyopherin Alpha Binding Affinities Differ between Ebolavirus Species, Influencing Interferon Inhibition and VP24 Stability. J Virol. 2017;91(4). PMID: 27974555. doi: 10.1128/JVI.01715-16. 15. Palaniappan Ramanathan, Bersabeh Tigabu, Rodrigo I Santos, Philipp A Ilinykh, Natalia Kuzmina, Olivia A Vogel, et al. Ebolavirus Species-Specific Interferon Antagonism Mediated by VP24. Viruses. 2023;15(5). PMID: 37243162. doi: 10.3390/v15051075. 16. Adam MacNeil, Eileen C Farnon, Oliver W Morgan, Philip Gould, Tegan K Boehmer, David D Blaney, et al. Filovirus outbreak detection and surveillance: lessons from Bundibugyo. J Infect Dis. 2011;204 Suppl 3:S761-7. PMID: 21987748. doi: 10.1093/infdis/jir294. 17. Anna Z Wec, Zachary A Bornholdt, Shihua He, Andrew S Herbert, Eileen Goodwin, Ariel S Wirchnianski, et al. Development of a Human Antibody Cocktail that Deploys Multiple Functions to Confer Pan-Ebolavirus Protection. Cell Host Microbe. 2019;25(1):39-48.e5. PMID: 30629917. doi: 10.1016/j.chom.2018.12.004. 18. Courtney Woolsey, Jamie Strampe, Karla A Fenton, Krystle N Agans, Jasmine Martinez, Viktoriya Borisevich, et al. A Recombinant Vesicular Stomatitis Virus-Based Vaccine Provides Postexposure Protection Against Bundibugyo Ebolavirus Infection. J Infect Dis. 2023;228(Suppl 7):S712-S720. PMID: 37290053. doi: 10.1093/infdis/jiad207. 19. Thembi Mdluli, Suzanne Wollen-Roberts, Mélanie Merbah, Bradley Beckman, Yifan Li, Aljawharah Alrubayyi, et al. Ebola virus vaccination elicits Ebola virus-specific immune responses without substantial cross-reactivity to other filoviruses. Sci Transl Med. 2025;17(792):eadq2496. PMID: 40173257. doi: 10.1126/scitranslmed.adq2496. 20. Delphine C Malherbe, J Brian Kimble, Caroline Atyeo, Stephanie Fischinger, Michelle Meyer, S Gabrielle Cody, et al. A Single-Dose Intranasal Combination Panebolavirus Vaccine. J Infect Dis. 2023;228(Suppl 7):S648-S659. PMID: 37469133. doi: 10.1093/infdis/jiad266. 21. Lisa E Hensley, Sabue Mulangu, Clement Asiedu, Joshua Johnson, Anna N Honko, Daphne Stanley, et al. Demonstration of cross-protective vaccine immunity against an emerging pathogenic Ebolavirus Species. PLoS Pathog. 2010;6(5):e1000904. PMID: 20502688. doi: 10.1371/journal.ppat.1000904. 22. Andrew I Flyak, Xiaoli Shen, Charles D Murin, Hannah L Turner, Joshua A David, Marnie L Fusco, et al. Cross-Reactive and Potent Neutralizing Antibody Responses in Human Survivors of Natural Ebolavirus Infection. Cell. 2016;164(3):392-405. PMID: 26806128. doi: 10.1016/j.cell.2015.12.022. 23. Pavlo Gilchuk, Natalia Kuzmina, Philipp A Ilinykh, Kai Huang, Bronwyn M Gunn, Aubrey Bryan, et al. Multifunctional Pan-ebolavirus Antibody Recognizes a Site of Broad Vulnerability on the Ebolavirus Glycoprotein. Immunity. 2018;49(2):363-374.e10. PMID: 30029854. doi: 10.1016/j.immuni.2018.06.018. 24. Xuelian Zhao, Katie A Howell, Shihua He, Jennifer M Brannan, Anna Z Wec, Edgar Davidson, et al. Immunization-Elicited Broadly Protective Antibody Reveals Ebolavirus Fusion Loop as a Site of Vulnerability. Cell. 2017;169(5):891-904.e15. PMID: 28525756. doi: 10.1016/j.cell.2017.04.038. 25. Katie A Howell, Xiangguo Qiu, Jennifer M Brannan, Christopher Bryan, Edgar Davidson, Frederick W Holtsberg, et al. Antibody Treatment of Ebola and Sudan Virus Infection via a Uniquely Exposed Epitope within the Glycoprotein Receptor-Binding Site. Cell Rep. 2016;15(7):1514-1526. PMID: 27160900. doi: 10.1016/j.celrep.2016.04.026. 26. Liam B King, Brandyn R West, Crystal L Moyer, Pavlo Gilchuk, Andrew Flyak, Philipp A Ilinykh, et al. Cross-reactive neutralizing human survivor monoclonal antibody BDBV223 targets the ebolavirus stalk. Nat Commun. 2019;10(1):1788. PMID: 30996276. doi: 10.1038/s41467-019-09732-7. 27. Jacob C Milligan, Diptiben V Parekh, Katherine M Fuller, Manabu Igarashi, Ayato Takada, Erica Ollmann Saphire Structural Characterization of Pan-Ebolavirus Antibody 6D6 Targeting the Fusion Peptide of the Surface Glycoprotein. J Infect Dis. 2019;219(3):415-419. PMID: 30203042. doi: 10.1093/infdis/jiy532. 28. Charles D Murin, Jessica F Bruhn, Zachary A Bornholdt, Jeffrey Copps, Robyn Stanfield, Andrew B Ward Structural Basis of Pan-Ebolavirus Neutralization by an Antibody Targeting the Glycoprotein Fusion Loop. Cell Rep. 2018;24(10):2723-2732.e4. PMID: 30184505. doi: 10.1016/j.celrep.2018.08.009. 29. Brandyn R West, Crystal L Moyer, Liam B King, Marnie L Fusco, Jacob C Milligan, Sean Hui, et al. Structural Basis of Pan-Ebolavirus Neutralization by a Human Antibody against a Conserved, yet Cryptic Epitope. mBio. 2018;9(5). PMID: 30206174. doi: 10.1128/mBio.01674-18. 30. Pavlo Gilchuk, Chad E Mire, Joan B Geisbert, Krystle N Agans, Daniel J Deer, Robert W Cross, et al. Efficacy of Human Monoclonal Antibody Monotherapy Against Bundibugyo Virus Infection in Nonhuman Primates. J Infect Dis. 2018;218(suppl_5):S565-S573. PMID: 29982718. doi: 10.1093/infdis/jiy295. 31. Jimmy Kapetshi, Hugues Fausther-Bovendo, Cindi Corbett, Anders Leung, Kamal Ait-Ikhlef, Justus Nsio, et al. Contribution of Environment Sample-Based Detection to Ebola Outbreak Management. J Infect Dis. 2018;218(suppl_5):S292-S296. PMID: 30325435. doi: 10.1093/infdis/jiy366. 32. Manisha Gupta, Adam MacNeil, Zachary D Reed, Pierre E Rollin, Christina F Spiropoulou Serology and cytokine profiles in patients infected with the newly discovered Bundibugyo ebolavirus. Virology. 2012;423(2):119-24. PMID: 22197674. doi: 10.1016/j.virol.2011.11.027. 33. Danielle V Clark, Hannah Kibuuka, Monica Millard, Salim Wakabi, Luswa Lukwago, Alison Taylor, et al. Long-term sequelae after Ebola virus disease in Bundibugyo, Uganda: a retrospective cohort study. Lancet Infect Dis. 2015;15(8):905-12. PMID: 25910637. doi: 10.1016/S1473-3099(15)70152-0. 34. Dominic Paquin-Proulx, Bronwyn M Gunn, Aljawharah Alrubayyi, Danielle V Clark, Matthew Creegan, Dohoon Kim, et al. Associations Between Antibody Fc-Mediated Effector Functions and Long-Term Sequelae in Ebola Virus Survivors. Front Immunol. 2021;12:682120. PMID: 34093585. doi: 10.3389/fimmu.2021.682120. 35. Raymond Ernest Kaweesa, Joseph Ssebwana Katende, Raymond Reuel Wayesu, Annie Daphine Ntabadde, Solomon Opio, Laban Kato, et al. Resilience and residuals beyond containment - The hidden burden of Bundibugyo Ebola virus survivorship sixteen years on: A cross-sectional observational study. New Microbes New Infect. 2026;69:101685. PMID: 41918761. doi: 10.1016/j.nmni.2025.101685. 36. Atis Muehlenbachs, Olimpia de la Rosa Vázquez, Daniel G Bausch, Ilana J Schafer, Christopher D Paddock, Jean Paul Nyakio, et al. Ebola Virus Disease in Pregnancy: Clinical, Histopathologic, and Immunohistochemical Findings. J Infect Dis. 2017;215(1):64-69. PMID: 27226206. doi: 10.1093/infdis/jiw206. 37. Zengguo Cao, Chenchen Liu, Cheng Peng, Yong Ran, Yulin Yao, Gengfu Xiao, et al. Ebola virus VP35 perturbs type I interferon signaling to facilitate viral replication. Virol Sin. 2023;38(6):922-930. PMID: 37839549. doi: 10.1016/j.virs.2023.10.004. 38. Philipp A Ilinykh, Jessica Graber, Natalia A Kuzmina, Kai Huang, Thomas G Ksiazek, James E Crowe, et al. Ebolavirus Chimerization for the Development of a Mouse Model for Screening of Bundibugyo-Specific Antibodies. J Infect Dis. 2018;218(suppl_5):S418-S422. PMID: 30060231. doi: 10.1093/infdis/jiy423. 39. Robert W Cross, Chad E Mire, Viktoriya Borisevich, Joan B Geisbert, Karla A Fenton, Thomas W Geisbert The Domestic Ferret (Mustela putorius furo) as a Lethal Infection Model for 3 Species of Ebolavirus. J Infect Dis. 2016;214(4):565-9. PMID: 27354371. doi: 10.1093/infdis/jiw209. 40. Robert Kozak, Shihua He, Andrea Kroeker, Marc-Antoine de La Vega, Jonathan Audet, Gary Wong, et al. Ferrets Infected with Bundibugyo Virus or Ebola Virus Recapitulate Important Aspects of Human Filovirus Disease. J Virol. 2016;90(20):9209-23. PMID: 27489269. doi: 10.1128/JVI.01033-16. 41. Megan E B Jones, Amy J Schuh, Brian R Amman, Tara K Sealy, Sherif R Zaki, Stuart T Nichol, et al. Experimental Inoculation of Egyptian Rousette Bats (Rousettus aegyptiacus) with Viruses of the Ebolavirus and Marburgvirus Genera. Viruses. 2015;7(7):3420-42. PMID: 26120867. doi: 10.3390/v7072779. 42. Megan R Miller, Rebekah J McMinn, Vikram Misra, Tony Schountz, Marcel A Müller, Andreas Kurth, et al. Broad and Temperature Independent Replication Potential of Filoviruses on Cells Derived From Old and New World Bat Species. J Infect Dis. 2016;214(suppl 3):S297-S302. PMID: 27354372. 43. Eric D Laing, Ian H Mendenhall, Martin Linster, Dolyce H W Low, Yihui Chen, Lianying Yan, et al. Serologic Evidence of Fruit Bat Exposure to Filoviruses, Singapore, 2011-2016. Emerg Infect Dis. 2018;24(1):114-117. PMID: 29260678. doi: 10.3201/eid2401.170401. 44. Solène Grayo, Alimou Camara, Bakary Doukouré, Isabelle Ellis, Cécile Troupin, Kerstin Fischer, et al. Geographic Disparities in Domestic Pig Population Exposure to Ebola Viruses, Guinea, 2017-2019. Emerg Infect Dis. 2024;30(4):681-690. PMID: 38526081. doi: 10.3201/eid3004.231034. 45. Laura E Baker, Jeffrey F Ellena, Katarzyna B Handing, Urszula Derewenda, Darkhan Utepbergenov, Daniel A Engel, et al. Molecular architecture of the nucleoprotein C-terminal domain from the Ebola and Marburg viruses. Acta Crystallogr D Struct Biol. 2016;72(Pt 1):49-58. PMID: 26894534. doi: 10.1107/S2059798315021439. 46. Malwina J Radwańska, Mateusz Jaskółowski, Elena Davydova, Urszula Derewenda, Tsuyoshi Miyake, Daniel A Engel, et al. The structure of the C-terminal domain of the nucleoprotein from the Bundibugyo strain of the Ebola virus in complex with a pan-specific synthetic Fab. Acta Crystallogr D Struct Biol. 2018;74(Pt 7):681-689. PMID: 29968677. doi: 10.1107/S2059798318007878. 47. Katendi Changula, Reiko Yoshida, Osamu Noyori, Andrea Marzi, Hiroko Miyamoto, Mari Ishijima, et al. Mapping of conserved and species-specific antibody epitopes on the Ebola virus nucleoprotein. Virus Res. 2013;176(1-2):83-90. PMID: 23702199. doi: 10.1016/j.virusres.2013.05.004. 48. Jiro Yasuda Ebolavirus Replication and Tetherin/BST-2. Front Microbiol. 2012;3:111. PMID: 22485110. doi: 10.3389/fmicb.2012.00111. 49. Qingbo Shu, Tara Kenny, Jia Fan, Christopher J Lyon, Lisa H Cazares, Tony Y Hu Species-specific quantification of circulating ebolavirus burden using VP40-derived peptide variants. PLoS Pathog. 2021;17(11):e1010039. PMID: 34748613. doi: 10.1371/journal.ppat.1010039. 50. Chad E Mire, Thomas W Geisbert Neutralizing the Threat: Pan-Ebolavirus Antibodies Close the Loop. Trends Mol Med. 2017;23(8):669-671. PMID: 28697885. doi: 10.1016/j.molmed.2017.06.008. 51. Amanda L Collar, Elizabeth C Clarke, Eduardo Anaya, Denise Merrill, Sarah Yarborough, Scott M Anthony, et al. Comparison of N- and O-linked glycosylation patterns of ebolavirus glycoproteins. Virology. 2017;502:39-47. PMID: 27984785. doi: 10.1016/j.virol.2016.12.010. 52. Masfique Mehedi, Stacy Ricklefs, Ayato Takada, Dan Sturdevant, Stephen F Porcella, Andrea Marzi, et al. RNA Editing as a General Trait of Ebolaviruses. J Infect Dis. 2023;228(Suppl 7):S498-S507. PMID: 37348869. doi: 10.1093/infdis/jiad228. 53. Sheli R Radoshitzky, Kelly L Warfield, Xiaoli Chi, Lian Dong, Krishna Kota, Steven B Bradfute, et al. Ebolavirus delta-peptide immunoadhesins inhibit marburgvirus and ebolavirus cell entry. J Virol. 2011;85(17):8502-13. PMID: 21697477. doi: 10.1128/JVI.02600-10. 54. Hira Khan, Lav Tripathi, Pekka Kolehmainen, Rickard Lundberg, Eda Altan, Jemna Heroum, et al. VP24 matrix proteins of eight filoviruses downregulate innate immune response by inhibiting the interferon-induced pathway. J Gen Virol. 2023;104(8). PMID: 37647113. doi: 10.1099/jgv.0.001888. 55. Corri B Levine, Chad E Mire, Thomas W Geisbert Comparison of Zaire and Bundibugyo Ebolavirus Polymerase Complexes and Susceptibility to Antivirals through a Newly Developed Bundibugyo Minigenome System. J Virol. 2021;95(20):e0064321. PMID: 34379503. doi: 10.1128/JVI.00643-21. 56. Satoko Yamaoka, Hideki Ebihara Pathogenicity and Virulence of Ebolaviruses with Species- and Variant-specificity. Virulence. 2021;12(1):885-901. PMID: 33734027. doi: 10.1080/21505594.2021.1898169. 57. Adam Macneil, Zachary Reed, Pierre E Rollin Serologic cross-reactivity of human IgM and IgG antibodies to five species of Ebola virus. PLoS Negl Trop Dis. 2011;5(6):e1175. PMID: 21666792. doi: 10.1371/journal.pntd.0001175. 58. Chengyuan Wu, Shiquan Ren, Jie Wu, Kelin Xia Magnus representation of genome sequences. J Theor Biol. 2019;480:104-111. PMID: 31398316. doi: 10.1016/j.jtbi.2019.08.004. 59. Y H Li, S P Chen Evolutionary history of Ebola virus. Epidemiol Infect. 2014;142(6):1138-45. PMID: 24040779. doi: 10.1017/S0950268813002215. 60. Jacob C Milligan, Carl W Davis, Xiaoying Yu, Philipp A Ilinykh, Kai Huang, Peter J Halfmann, et al. Asymmetric and non-stoichiometric glycoprotein recognition by two distinct antibodies results in broad protection against ebolaviruses. Cell. 2022;185(6):995-1007.e18. PMID: 35303429. doi: 10.1016/j.cell.2022.02.023. 61. Joanna Luczkowiak, Fatima Lasala, Marta Mora-Rillo, Jose R Arribas, Rafael Delgado Broad Neutralizing Activity Against Ebolaviruses Lacking the Mucin-Like Domain in Convalescent Plasma Specimens From Patients With Ebola Virus Disease. J Infect Dis. 2018;218(suppl_5):S574-S581. PMID: 29939289. doi: 10.1093/infdis/jiy302. 62. Matthew S Bramble, Nicole Hoff, Pavlo Gilchuk, Patrick Mukadi, Kai Lu, Reena H Doshi, et al. Pan-Filovirus Serum Neutralizing Antibodies in a Subset of Congolese Ebolavirus Infection Survivors. J Infect Dis. 2018;218(12):1929-1936. PMID: 30107445. doi: 10.1093/infdis/jiy453. 63. Darryl Falzarano, Friederike Feldmann, Allen Grolla, Anders Leung, Hideki Ebihara, James E Strong, et al. Single immunization with a monovalent vesicular stomatitis virus-based vaccine protects nonhuman primates against heterologous challenge with Bundibugyo ebolavirus. J Infect Dis. 2011;204 Suppl 3:S1082-9. PMID: 21987745. doi: 10.1093/infdis/jir350. 64. Chad E Mire, Joan B Geisbert, Andrea Marzi, Krystle N Agans, Heinz Feldmann, Thomas W Geisbert Vesicular stomatitis virus-based vaccines protect nonhuman primates against Bundibugyo ebolavirus. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7(12):e2600. PMID: 24367715. doi: 10.1371/journal.pntd.0002600. 65. Pavlo Gilchuk, Adrian Guthals, Stefano R Bonissone, Jared B Shaw, Philipp A Ilinykh, Kai Huang, et al. Proteo-Genomic Analysis Identifies Two Major Sites of Vulnerability on Ebolavirus Glycoprotein for Neutralizing Antibodies in Convalescent Human Plasma. Front Immunol. 2021;12:706757. PMID: 34335620. doi: 10.3389/fimmu.2021.706757. 66. Clara T Schoeder, Pavlo Gilchuk, Amandeep K Sangha, Kaitlyn V Ledwitch, Delphine C Malherbe, Xuan Zhang, et al. Epitope-focused immunogen design based on the ebolavirus glycoprotein HR2-MPER region. PLoS Pathog. 2022;18(5):e1010518. PMID: 35584193. doi: 10.1371/journal.ppat.1010518. 67. Felix B He, Hira Khan, Moona Huttunen, Pekka Kolehmainen, Krister Melén, Sari Maljanen, et al. Filovirus VP24 Proteins Differentially Regulate RIG-I and MDA5-Dependent Type I and III Interferon Promoter Activation. Front Immunol. 2021;12:694105. PMID: 35069519. doi: 10.3389/fimmu.2021.694105. 68. César G Albariño, Lisa Wiggleton Guerrero, Ayan K Chakrabarti, Stuart T Nichol Transcriptional analysis of viral mRNAs reveals common transcription patterns in cells infected by five different filoviruses. PLoS One. 2018;13(8):e0201827. PMID: 30071116. doi: 10.1371/journal.pone.0201827. 69. Olivier Escaffre, Terry L Juelich, Natasha Neef, Shane Massey, Jeanon Smith, Trevor Brasel, et al. STAT-1 Knockout Mice as a Model for Wild-Type Sudan Virus (SUDV). Viruses. 2021;13(7). PMID: 34372594. doi: 10.3390/v13071388. 70. Jason E Comer, Olivier Escaffre, Natasha Neef, Trevor Brasel, Terry L Juelich, Jennifer K Smith, et al. Filovirus Virulence in Interferon α/β and γ Double Knockout Mice, and Treatment with Favipiravir. Viruses. 2019;11(2). PMID: 30717492. doi: 10.3390/v11020137. 71. John Misasi, Kartik Chandran, Jin-Yi Yang, Bryden Considine, Claire Marie Filone, Marceline Côté, et al. Filoviruses require endosomal cysteine proteases for entry but exhibit distinct protease preferences. J Virol. 2012;86(6):3284-92. PMID: 22238307. doi: 10.1128/JVI.06346-11. 72. Andrea Marzi, Thomas Reinheckel, Heinz Feldmann Cathepsin B & L are not required for ebola virus replication. PLoS Negl Trop Dis. 2012;6(12):e1923. PMID: 23236527. doi: 10.1371/journal.pntd.0001923. 73. Courtney Woolsey, Viktoriya Borisevich, Krystle N Agans, Karla A Fenton, Robert W Cross, Thomas W Geisbert mBio. 2021;12(4):e0151721. PMID: 34372693. doi: 10.1128/mBio.01517-21. 74. Rodrigo I Santos, Philipp A Ilinykh, Colette A Pietzsch, Adam J Ronk, Kai Huang, Natalia A Kuzmina, et al. Blocking of ebolavirus spread through intercellular connections by an MPER-specific antibody depends on BST2/tetherin. Cell Rep. 2023;42(10):113254. PMID: 37858466. doi: 10.1016/j.celrep.2023.113254. 75. Rodrigo I Santos, Alexander Bukreyev Protocol for quantification of intercellular connection transmission in ebolavirus infections using ImageJ. STAR Protoc. 2024;5(4):103363. PMID: 39369387. doi: 10.1016/j.xpro.2024.103363. 76. Jennifer M Brannan, Jeffery W Froude, Laura I Prugar, Russell R Bakken, Samantha E Zak, Sharon P Daye, et al. Interferon α/β Receptor-Deficient Mice as a Model for Ebola Virus Disease. J Infect Dis. 2015;212 Suppl 2:S282-94. PMID: 25943199. doi: 10.1093/infdis/jiv215. 77. Andrea Marzi, Hideki Ebihara, Julie Callison, Allison Groseth, Kinola J Williams, Thomas W Geisbert, et al. Vesicular stomatitis virus-based Ebola vaccines with improved cross-protective efficacy. J Infect Dis. 2011;204 Suppl 3:S1066-74. PMID: 21987743. doi: 10.1093/infdis/jir348. 78. Mable Chan, Frederick W Holtsberg, Hong Vu, Katie A Howell, Anders Leung, Evelyn Van der Hart, et al. Efficacy of Ebola Glycoprotein-Specific Equine Polyclonal Antibody Product Against Lethal Ebola Virus Infection in Guinea Pigs. J Infect Dis. 2018;218(suppl_5):S603-S611. PMID: 29955852. doi: 10.1093/infdis/jiy329. 79. Courtney Woolsey, Viktoriya Borisevich, Krystle N Agans, Rachel O'Toole, Karla A Fenton, Mack B Harrison, et al. A Highly Attenuated Panfilovirus VesiculoVax Vaccine Rapidly Protects Nonhuman Primates Against Marburg Virus and 3 Species of Ebola Virus. J Infect Dis. 2023;228(Suppl 7):S660-S670. PMID: 37171813. doi: 10.1093/infdis/jiad157. 80. Jennifer M Brannan, Shihua He, Katie A Howell, Laura I Prugar, Wenjun Zhu, Hong Vu, et al. Post-exposure immunotherapy for two ebolaviruses and Marburg virus in nonhuman primates. Nat Commun. 2019;10(1):105. PMID: 30631063. doi: 10.1038/s41467-018-08040-w. 81. Natalia A Kuzmina, Patrick Younan, Pavlo Gilchuk, Rodrigo I Santos, Andrew I Flyak, Philipp A Ilinykh, et al. Antibody-Dependent Enhancement of Ebola Virus Infection by Human Antibodies Isolated from Survivors. Cell Rep. 2018;24(7):1802-1815.e5. PMID: 30110637. doi: 10.1016/j.celrep.2018.07.035. 82. Mamadou Saliou Kalifa Diallo, Ahidjo Ayouba, Alpha Kabinet Keita, Guillaume Thaurignac, Mamadou Saliou Sow, Cécé Kpamou, et al. Temporal evolution of the humoral antibody response after Ebola virus disease in Guinea: a 60-month observational prospective cohort study. Lancet Microbe. 2021;2(12):e676-e684. PMID: 35544108. doi: 10.1016/S2666-5247(21)00170-1. 83. Jiin Felgner, Elizabeth Clarke, Jenny E Hernandez-Davies, Sharon Jan, Ariel S Wirchnianski, Aarti Jain, et al. Broad antibody and T cell responses to Ebola, Sudan, and Bundibugyo ebolaviruses using mono- and multi-valent adjuvanted glycoprotein vaccines. Antiviral Res. 2024;225:105851. PMID: 38458540. doi: 10.1016/j.antiviral.2024.105851. 84. Wu Ou, Josie Delisle, Krishnamurthy Konduru, Steven Bradfute, Sheli R Radoshitzky, Cary Retterer, et al. Development and characterization of rabbit and mouse antibodies against ebolavirus envelope glycoproteins. J Virol Methods. 2011;174(1-2):99-109. PMID: 21513741. doi: 10.1016/j.jviromet.2011.04.003. 85. J Brian Kimble, Delphine C Malherbe, Michelle Meyer, Bronwyn M Gunn, Marcus M Karim, Philipp A Ilinykh, et al. Antibody-Mediated Protective Mechanisms Induced by a Trivalent Parainfluenza Virus-Vectored Ebolavirus Vaccine. J Virol. 2019;93(4). PMID: 30518655. doi: 10.1128/JVI.01845-18. 86. Karnail Singh, Bishal Marasini, Xuemin Chen, Lingmei Ding, Jaang-Jiun Wang, Peng Xiao, et al. A Bivalent, Spherical Virus-Like Particle Vaccine Enhances Breadth of Immune Responses against Pathogenic Ebola Viruses in Rhesus Macaques. J Virol. 2020;94(9). PMID: 32075939. doi: 10.1128/JVI.01884-19. 87. Yi-Zong Lee, Yi-Nan Zhang, Maddy L Newby, Garrett Ward, Keegan Braz Gomes, Sarah Auclair, et al. Rational design of next-generation filovirus vaccines combining glycoprotein stabilization and nanoparticle display with glycan modification. Nat Commun. 2025;16(1):11368. PMID: 41387700. doi: 10.1038/s41467-025-66367-7. 88. Wakako Furuyama, Andrea Marzi, Asuka Nanbo, Elaine Haddock, Junki Maruyama, Hiroko Miyamoto, et al. Discovery of an antibody for pan-ebolavirus therapy. Sci Rep. 2016;6:20514. PMID: 26861827. doi: 10.1038/srep20514. 89. Guangwu Lu, Jilei Zhang, Chuntao Zhang, Xiaolu Li, Dawei Shi, Zhaopeng Yang, et al. One-Step Reverse-Transcription FRET-PCR for Differential Detection of Five Ebolavirus Species. PLoS One. 2015;10(5):e0126281. PMID: 26017916. doi: 10.1371/journal.pone.0126281. 90. Olamide K Oloniniyi, Yohei Kurosaki, Hiroko Miyamoto, Ayato Takada, Jiro Yasuda Rapid detection of all known ebolavirus species by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP). J Virol Methods. 2017;246:8-14. PMID: 28356221. doi: 10.1016/j.jviromet.2017.03.011. 91. Toni Rieger, Romy Kerber, Hussein El Halas, Elisa Pallasch, Sophie Duraffour, Stephan Günther, et al. Evaluation of RealStar Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction Kits for Filovirus Detection in the Laboratory and Field. J Infect Dis. 2016;214(suppl 3):S243-S249. PMID: 27549586. 92. Anne J Jääskeläinen, Tarja Sironen, Cheikh Tidiane Diagne, Moussa Moïse Diagne, Martin Faye, Oumar Faye, et al. Development, validation and clinical evaluation of a broad-range pan-filovirus RT-qPCR. J Clin Virol. 2019;114:26-31. PMID: 30904708. doi: 10.1016/j.jcv.2019.03.010. 93. Dania M Figueroa, Eeva Kuisma, M Jeremiah Matson, Alain U Ondzie, Trent Bushmaker, Stephanie N Seifert, et al. Development and validation of portable, field-deployable Ebola virus point-of-encounter diagnostic assay for wildlife surveillance. One Health Outlook. 2021;3(1):9. PMID: 34024280. doi: 10.1186/s42522-021-00041-y. 94. Ahidjo Ayouba, Abdoulaye Touré, Christelle Butel, Alpha Kabinet Keita, Florian Binetruy, Mamadou S Sow, et al. Development of a Sensitive and Specific Serological Assay Based on Luminex Technology for Detection of Antibodies to Zaire Ebola Virus. J Clin Microbiol. 2017;55(1):165-176. PMID: 27795350. doi: 10.1128/JCM.01979-16. 95. Luke Nyakarahuka, Ilana J Schafer, Stephen Balinandi, Sophia Mulei, Alex Tumusiime, Jackson Kyondo, et al. A retrospective cohort investigation of seroprevalence of Marburg virus and ebolaviruses in two different ecological zones in Uganda. BMC Infect Dis. 2020;20(1):461. PMID: 32611400. doi: 10.1186/s12879-020-05187-0. 96. Kelly C L Shaffer, Sean Hui, Anna Bratcher, Liam B King, Rachel Mutombe, Nathalie Kavira, et al. Pan-ebolavirus serology study of healthcare workers in the Mbandaka Health Region, Democratic Republic of the Congo. PLoS Negl Trop Dis. 2022;16(3):e0010167. PMID: 35255093. doi: 10.1371/journal.pntd.0010167. 97. Polina Brangel, Ariel Sobarzo, Claudio Parolo, Benjamin S Miller, Philip D Howes, Sigal Gelkop, et al. A Serological Point-of-Care Test for the Detection of IgG Antibodies against Ebola Virus in Human Survivors. ACS Nano. 2018;12(1):63-73. PMID: 29303554. doi: 10.1021/acsnano.7b07021. 98. George Paasi, Sam Okware, Peter Olupot-Olupot The Impact of Diagnostic Delays and Timeliness of Response on Ebola Disease outbreak-level case-fatality Ratios in Uganda (2000-2023): a Rapid Systematic Review and meta-analysis. J Epidemiol Glob Health. 2025;15(1):130. PMID: 41219638. doi: 10.1007/s44197-025-00471-1. 99. Michelle A Waltenburg, Markus H Kainulainen, Amy Whitesell, Luke Nyakarahuka, Jimmy Baluku, Jackson Kyondo, et al. Knowledge, attitudes, and practices and long-term immune response after rVSVΔG-ZEBOV-GP Ebola vaccination in healthcare workers in high-risk districts in Uganda. Vaccine. 2024;42(22):126031. PMID: 38880693. doi: 10.1016/j.vaccine.2024.05.079. 100. Castro Gbêmêmali Hounmenou, Fréderic Le Marcis, Djiba Kaba, Maladho Diaby, Abdoul-Karim Soumah, Haby Diallo, et al. Ebola virus circulation in a non-epidemic Guinean rural area: A mixed-method approach to assessing endemicity. Int J Infect Dis. 2024;146:107129. PMID: 38908818. doi: 10.1016/j.ijid.2024.107129. 101. Charles E Lewis, Mathieu M Pinette, Steven M Lakin, Greg Smith, Mathew Fisher, Estella Moffat, et al. Experimental Infection of Bundibugyo Virus in Domestic Swine Leads to Viral Shedding with Evidence of Intraspecies Transmission. Transbound Emerg Dis. 2024;2024:5350769. PMID: 40303058. doi: 10.1155/2024/5350769. 102. Zi Hian Tan, Kian Yan Yong, Jian-Jun Shu Evolution of Viral Pathogens Follows a Linear Order. Microbiol Spectr. 2022;10(1):e0165521. PMID: 35107326. doi: 10.1128/spectrum.01655-21. 103. Jonathan C Guito, César G Albariño, Ayan K Chakrabarti, Jonathan S Towner Novel activities by ebolavirus and marburgvirus interferon antagonists revealed using a standardized in vitro reporter system. Virology. 2017;501:147-165. PMID: 27930961. doi: 10.1016/j.virol.2016.11.015. 104. Sarah A Goodchild, Helen Dooley, Randal J Schoepp, Martin Flajnik, Stephen G Lonsdale Isolation and characterisation of Ebolavirus-specific recombinant antibody fragments from murine and shark immune libraries. Mol Immunol. 2011;48(15-16):2027-37. PMID: 21752470. doi: 10.1016/j.molimm.2011.06.437. 105. Jeffrey W Koehler, Adrienne T Hall, P Alexander Rolfe, Anna N Honko, Gustavo F Palacios, Joseph N Fair, et al. Development and evaluation of a panel of filovirus sequence capture probes for pathogen detection by next-generation sequencing. PLoS One. 2014;9(9):e107007. PMID: 25207553. doi: 10.1371/journal.pone.0107007. 106. Brian J Kearney, Matthew A Voorhees, Priscilla L Williams, Scott P Olschner, Cynthia A Rossi, Randal J Schoepp Corning HYPERFlask. J Virol Methods. 2017;242:9-13. PMID: 28012899. doi: 10.1016/j.jviromet.2016.12.011. 107. Hilary Bower, Judith R Glynn A systematic review and meta-analysis of seroprevalence surveys of ebolavirus infection. Sci Data. 2017;4:160133. PMID: 28140390. doi: 10.1038/sdata.2016.133. 108. Chairul A Nidom, Eri Nakayama, Reviany V Nidom, Mohamad Y Alamudi, Syafril Daulay, Indi N L P Dharmayanti, et al. Serological evidence of Ebola virus infection in Indonesian orangutans. PLoS One. 2012;7(7):e40740. PMID: 22815803. doi: 10.1371/journal.pone.0040740. 109. Frederick W Holtsberg, Sergey Shulenin, Hong Vu, Katie A Howell, Sonal J Patel, Bronwyn Gunn, et al. Pan-ebolavirus and Pan-filovirus Mouse Monoclonal Antibodies: Protection against Ebola and Sudan Viruses. J Virol. 2016;90(1):266-78. PMID: 26468533. doi: 10.1128/JVI.02171-15. 110. Zhen-Yong Keck, Sven G Enterlein, Katie A Howell, Hong Vu, Sergey Shulenin, Kelly L Warfield, et al. Macaque Monoclonal Antibodies Targeting Novel Conserved Epitopes within Filovirus Glycoprotein. J Virol. 2016;90(1):279-91. PMID: 26468532. doi: 10.1128/JVI.02172-15. 111. Bilal Ahmad, Usman Ali Ashfaq, Mahmood-Ur Rahman, Muhammad Shareef Masoud, Muhammad Zubair Yousaf Conserved B and T cell epitopes prediction of ebola virus glycoprotein for vaccine development: An immuno-informatics approach. Microb Pathog. 2019;132:243-253. PMID: 31075428. doi: 10.1016/j.micpath.2019.05.010. 112. Bo Wang, Christien A Kluwe, Oana I Lungu, Brandon J DeKosky, Scott A Kerr, Erik L Johnson, et al. Facile Discovery of a Diverse Panel of Anti-Ebola Virus Antibodies by Immune Repertoire Mining. Sci Rep. 2015;5:13926. PMID: 26355042. doi: 10.1038/srep13926. 113. Md Niaz Rahim, Min Wang, Tong Wang, Shihua He, Bryan D Griffin, Darwyn Kobasa, et al. Generation and Characterization of Anti-Filovirus Nucleoprotein Monoclonal Antibodies. Viruses. 2019;11(3). PMID: 30875741. doi: 10.3390/v11030259. 114. John B Ruedas, Jason T Ladner, Chelsea R Ettinger, Suryaram Gummuluru, Gustavo Palacios, John H Connor Spontaneous Mutation at Amino Acid 544 of the Ebola Virus Glycoprotein Potentiates Virus Entry and Selection in Tissue Culture. J Virol. 2017;91(15). PMID: 28539437. doi: 10.1128/JVI.00392-17. 115. Julii Brainard, Katherine Pond, Lee Hooper, Kelly Edmunds, Paul Hunter Presence and Persistence of Ebola or Marburg Virus in Patients and Survivors: A Rapid Systematic Review. PLoS Negl Trop Dis. 2016;10(2):e0004475. PMID: 26927697. doi: 10.1371/journal.pntd.0004475. 116. Marnie L Fusco, Takao Hashiguchi, Robyn Cassan, Julia E Biggins, Charles D Murin, Kelly L Warfield, et al. Protective mAbs and Cross-Reactive mAbs Raised by Immunization with Engineered Marburg Virus GPs. PLoS Pathog. 2015;11(6):e1005016. PMID: 26115029. doi: 10.1371/journal.ppat.1005016.

MEDICAL BOOKS 一文读懂 《红斑狼疮及相关综合症》  MEDICAL BOOKS  单基因自身免疫和自身炎症性疾病[包括单基因系统性红斑狼疮(SLE)]被归类为干扰素病,这是一组复杂的遗传性疾病,其特征是IFN-I通路的失调[1,2]。许多单基因疾病在临床表现和自身抗体特征上与SLE高度相似[3]。SLE被认为是典型的IFN-I介导的疾病,40%50%的SLE患者表现出血清IFN-I水平升高,或全血及外周血单个核细胞(peripheral blood mononuclear cells,PBMC)中ISG的表达上调,并且与疾病活动度呈正相关[4-19]。与SLE类似,IFN-I和ISG的升高也是干扰素病患者的显著特征。IFN-I对免疫系统具有多种调控作用,其失调会直接导致免疫耐受破坏。具体而言,IFN-I能够诱导抗原呈递分子表达上调、共刺激受体激活,促进细胞毒性T细胞(cytotoxic T lymphocyte,CTL)和自然杀伤(natural killer,NK)细胞的分化与成熟,同时刺激自身抗体的产生。这一系列级联反应不仅增强了自身反应性B细胞和T细胞的异常活化,还会导致调节性T细胞数量减少,最终引发针对宿主细胞和组织的病理性攻击。这种核酸感知通路的失调所引发的IFN-I异常激活机制,在SLE的发病过程中已被证实[20]。与此相呼应的是,单基因干扰素病的致病突变主要集中在两类分子机制:一是损害细胞清除胞质核酸的能力;二是影响调控核酸感知通路的关键蛋白编码基因。本章将系统概述与单基因自身免疫疾病相关的核酸感知通路,并探讨这些发现对理解SLE病理机制的深远意义。 一、IFN-I及其在自身免疫性疾病中的作用 IFN-I包括IFN-u(已鉴定出13种亚型)和IFN-β通过与IFN-I受体(由IFNAR1和IFNAR2亚基组成的复合物)结合,激活JAK/STAT信号通路,进而启动一系列信号转导级联反应,最终诱导ISG的表达[21-25]。IFN-I的产生主要响应核酸传感机制,无论是来自病毒、细菌的外源性核酸,还是宿主自身的核酸,均可触发这一过程[26]。在免疫细胞中,PRR TLR3、TLR7和TLR9分别负责识别dsRNA、ssRNA和DNA。这些受体主要定位于内体,能够对内化的核酸做出反应[20]。此外,胞质核酸传感通路在大多数细胞类型中广泛表达,其功能是识别感染细胞胞质或细胞核中复制的病毒RNA/DNA[27]。当宿主自身的RNA/DNA(包括mtDNA)意外释放到胞质中时,胞质核酸传感器会被激活,从而驱动IFNβ的表达[28]。其中,cGAS是一种关键的胞质dsDNA传感器,于2013年被发现。cGAS能够以序列非依赖性的方式识别DNA,并在激活后合成第二信使cGAMP[29]。cGAMP随后与STING结合,触发其激活。在未激活状态下,STING以单体形式存在于内质网(endoplasmic reticulum,ER)中。当与cGAMP结合后,STING发生二聚化并转运至高尔基体。在高尔基体中,STING招募TBK1,形成STING-TBK1信号复合体。TBK1随后磷酸化STING的丝氨酸366位点,进而招募并激活转录因子IRF3[30-36]。此外,STING在高尔基体的聚集还促进了其棕榈酰化修饰,从而实现完全激活[37]。与此同时,STING通过与IKK结合,驱动NF-KB的激活[30,32,38,39]。最终,IRF3和NF-KB协同作用,诱导IFNβ和多种促炎细胞因子的表达[40,41]。 RLR家族由三个成员组成:RIG-I(由DDX58编码)、MDA5和LGP2[42,43]。其中,RIG-I能够识别胞质中带有5'三磷酸末端的病毒或自身RNA,进而激活位于线粒体内膜的MAVS[44-47]。RIG-I MDA5和MAVS均具有N端CARD结构域,这一结构域介导了RLR与MAVS之间的相互作用[48]。当RIG-I或MDA5与RNA结合后,它们会发生构象变化并寡聚化,随后通过CARD-CARD相互作用与MAVS结合,最终激活TBK1,并启动IRF3和NF-KB介导的基因表达[42]。RIG-I和MDA5在识别dsRNA时表现出不同的特点:MDA5倾向于结合较长的dsRNA,而RIG-I则对较短的dsRNA具有更高的亲和力。相比之下,LGP2虽然能够结合RNA,但它并不直接参与信号转导,而是通过两种机制调节RLR的功能:一种是LGP2通过增强MDA5与dsRNA的结合来促进RNA识别[49];另一种是它通过结合并隔离RNA或抑制RIG-I的活性,发挥抗作用[50,51]。因此,RIG-I和MDA5(分别由DDX58和IFIH1编码)如果过度表达或胞质RNA未被有效隔离,可能会导致不适当的信号转导,进而引发异常的免疫反应。 IFN-I的过度表达有助于驱动耐受性丧失,并与自身免疫疾病(包括SLE、干燥综合征、系统性硬化症和皮肌炎)相关。因此,RNA/DNA传感器的严格调节对于防止不适当的IFN-I产生和SLE样疾病的发展至关重要。细胞内和细胞外的RNA和DNA降解酶、核酸的隔离或区室化(如在细胞核或线粒体中)是防止自身核酸识别的机制。同样,负调节IFN诱导或信号转导的机制对于预防自身免疫或自身炎症性疾病也很重要。Aicardi-Goutières综合征(Aicardi Goutières syndrome,AGS)、STING相关血管病伴婴儿期发病(STING associated vasculopathy with onset in infancy,SAVI)和其他由于这些调节机制丧失而导致的单基因干扰素病,展示了RNA/DNA传感途径失调的后果[2,52]。 二、干扰素病及相关分子缺陷 干扰素病是一组临床表型多样的单基因自身炎症性疾病,其核心特征是IFN-I通路的失调。这类疾病在临床上具有一些共同特征,包括早发性、冻疮样皮疹、网状青斑(皮肤斑驳)、皮下脂肪炎症(脂膜炎)、中枢神经系统(central nervous system,CNS)受累、间质性肺病[2,53]。术语"干扰素病"最初用于描述AGS与SLE之间的表型重叠,提示两者可能具有相似的致病机制[54]。事实上,干扰素病相关遗传异常的发现推动了对胞质RNA/DNA传感及其下游IFN信号转导在自身免疫中的共同作用的研究。这些研究不仅深化了我们对单基因SLE的理解,也揭示了RNA/DNA传感在疾病病理学中的关键作用。本章将回顾主要的干扰素病,重点关注介导IFN-I过度表达的分子缺陷(图6-1)。 (一)Aicardi-Goutières综合征 AGS是干扰素病的典型代表,通常表现为早发性脑病,并导致严重的智力和身体残疾[55"57]。部分患者在出生时即表现出神经系统异常、肝脾肿大、肝酶升高和血小板减少。大多数患者在出生后的几周内出现严重的脑病和发育迟缓[58]。诊断依据包括颅脑CT显示的基底节和脑白质钙化,以及MRI显示的脑白质营养不良改变。此外,患者血清和脑脊液中可检测到升高的IFN-I水平,表明RNA/DNA传感通路存在显著失调[59] 从遗传学角度来看,AGS主要由ADAR、RNASEH2ARNASEH2BRNASEH2C、SAMHD1和TREX1等基因的杂合突变引起,这些基因编码的蛋白质参与细胞内核酸的降解。常染色体显性遗传的AGS通常由IFIH1基因突变引起,该基因编码MDA5[56,60]。此外,ISG15(-种IFN信号通路的负调控因子)突变的常染色体显性遗传也与AGS相关[61]。表6-1总结了这些基因突变在AGS患者群体中的频率。从分子机制来看,AGS的主要驱动因素是胞质中RNA/DNA的积累或核酸传感通路的过度激活,其中cGAS-STING和RLR通路均发挥了重要作用。对TREX1相关AGS的研究为我们理解AGS的分子缺陷提供了重要线索。TREX1是一种胞质DNA外切酶[62-64],其功能缺失在小鼠模型中表现为非感染性自身免疫性心肌炎[65]。随着胞质核酸传感通路的发现,研究重点转向了TREX1在cGAS-STING通路中作为自身DNA识别负调控因子的作用[65-68]。在Trex1缺陷小鼠中,敲除Cgas基因可显著减轻病理表现,并减少自身抗体和IFN的产生[67,69]。此外,敲除Sting1(编码STING)也能挽救Trex1缺陷小鼠的表型,进一步证实了cGAS-STING通路在AGS中的核心作用[65,66,70]。 RNASEH2突变也可以证明cGAS-STING信号转导在AGS中驱动IFN诱导。RNASEH2基因的突变是AGS患者中最常见的突变之一[60,71](表6 1)。RNase H2是一种异源三聚体酶,能够切割RNA:DNA杂交体,从而防止基因组不稳定[72,73]。RNA:DNA杂交体具有高度免疫原性,并在胞质中被cGAS识别[74,75]。在RNase H2亚基突变的AGS患者中,RNA:DNA杂交体的积累表明,cGAS对RNA:DNA的增强识别是AGS中IFN诱导的主要驱动因素[76]。在小鼠模型中,RNase H2功能的丧失会导致ISG上调,并引发AGS样疾病,这一过程依赖于cGAS-STING通路的激活。具体而言,核糖核苷酸切除修复途径的缺陷,以及胞质中受损DNA的积累,被证明是RNaseh2bA174T/A174T缺陷小鼠中这些异常反应的关键驱动因素[77] 图6-1 RNA/DNA传感通路及其在单基因自身免疫性疾病中的作用概述 图中标明了这些通路中发生突变的关键调控因子[功能获得性突变(绿色)、功能丧失性突变(红色)],这些突变导致IFN-I过量产生,底部列出了相关疾病(图片使用BioRender.com制作) 此外,cGAS-STING信号转导还与SAMHD1调控的IFN反应密切相关。SAMHD1是一种磷酸水解酶,在维持细胞内dNTP稳态和调节DNA前体池中起重要作用[78-80]。它还通过耗尽dNTP池来限制树突状细胞中的HIV-1感染,从而在抗病毒先天免疫反应中发挥关键作用[81-83]。与AGS相关的SAMHD1突变最初由Rice等在2009年描述[84],但其功能丧失的分子机制较为复杂。SAMHD1功能缺失会导致dNTP水平升高,进而促进DNA的不稳定性,并通过cGAS-STING依赖的方式诱导IFN的产生[85,86]。最近的研究表明,SAMHD1通过刺激外切酶MRE11促进停滞复制叉处DNA的降解,从而防止cGAS-STING通路因停滞复制叉释放的DNA片段而激活IFN-I[87]。 关于RLR通路在AGS中驱动IFN异常激活的证据,还来自多个方面的研究,包括在RNA传感器MDA5(IFIH1)编码基因中发现的突变、对Adar1缺陷小鼠的研究。ADAR1作为一种IFN诱导的RNA编辑酶,其功能缺失突变已被证实存在于部分AGS患者中[88-90]。动物实验表明,Adar1缺陷会显著增强造血干细胞和肠道干细胞中的IFN信号转导[91,92]。深入研究发现,ADAR1通过竞争性结合病毒及内源性RNA,限制RNA传感器RIG-I的激活,从而负向调控IFN的诱导过程[93,94]。MDA5通过识别胞质中的dsRNA,触发寡聚化并与线粒体适配蛋白MAVS相互作用,最终激活IFN-I通路[42]。在两个独立的AGS患者队列中,发现了导致MDA5功能增强的杂合突变[95,96]。这些突变的MDA5通过增强RLR通路的信号转导,在AGS中进一步加剧了IFN的异常激活。此外,IFIH1中的突变还与一种临床独特的干扰素病[Singleton-Merten综合征(Singleton Merten syndromeSMS)]相关[97,98]。在SMS家族中也发现了DDX58的致病性变异,提示DDX58变异可能在AGS中同样具有潜在作用[99,100]。值得注意的是,在散发性SLE患者中发现了三种不同的IFIH1变异,这些变异与细胞凋亡、自身抗体形成、炎症反应的增强密切相关,进一步佐证了RLR通路在自身免疫中的核心地位[101] AGS患者的自身免疫特征(如自身抗体阳性、多关节疼痛、皮肤、肺、肾受累)与SLE具有高度重叠性,这为IFN-I和核酸感知通路在免疫耐受破坏及SLE样疾病发展中的主导作用提供了有力证据。神经系统受累作为AGS的突出特征[102],其机制研究揭示了IFN-I和cGAS-STING通路对小胶质细胞功能的调控作用,并参与神经炎症和神经退行性变[103-108]。动物实验显示,胚胎期IFN-I的过度表达可显著影响小鼠脑发育,提示宫内IFN暴露可能是AGS神经损伤的关键诱因。值得注意的是,尽管SLE患者的神经精神症状发生率较高,但其与IFN-I水平或cGAS-STING通路活性的直接因果关联仍需进一步验证[109] (二)婴儿期起病STING相关血管病 SAVI是一种IFN-I病,以系统性炎症、血管病变和肺部炎症性病变为主要特征[110]。SAVI于2014年首次被描述,由于TMEM173基因的功能获得性突变导致IFN-I产生增加,从而明确SAVI属于IFN-I病的范畴。患者通常表现为系统性炎症、胸部CT显示的间质性肺病和严重的皮肤血管病变[111]。此外,患者的外周血ISG表达也显著升高[110,112]。这些突变通常是新发突变,但也存在常染色体显性遗传[113-120]。SAVI作为一种单基因自身免疫干扰素病的发现,为理解STING在自身炎症性疾病(包括SLE)发病机制中的作用提供了基础。钙传感器STIM1的遗传突变(其作用是抑制STING)已被报道导致免疫缺陷综合征相关,患者表现为反复细菌和病毒感染、自身免疫性溶血性贫血和肝脾肿大,这些症状源于患者淋巴细胞激活功能的受损[121] TMEM173基因位于染色体5q31.2上,包含8个外显子。其编码的蛋白质STING是一种位于ER中的跨膜蛋白,广泛表达于多种细胞类型中,包括内皮细胞、上皮细胞、T细胞、B细胞和髓系细胞[32,33]。在SAVI患者中,TMEM173基因的外显子5、6和7是最常见的突变区域,其中60%的患者表现为p.V115M或p.N154S杂合突变[110,120,122-125]。最近还发现了几名携带p.R281W纯合突变的SAVI患者[122]。SAVI患者通常在1岁之前出现症状,但也有少数病例表现为成人发病[113,116,120,126]。在成人发病的SAVI患者中,临床表现差异较大:1名患者主要表现为炎症标志物升高和关节痛,而另外2名患者则以呼吸系统症状为主,其中1人被明确诊断为间质性肺病[113,116,117]。在已报道的70名SAVI患者中,最常见的症状和体征包括间质性肺病(80%)、血管病变(77%)、发育不良(70%)、肺纤维化(47%)、发热(45%)和关节炎(26%)[127]。许多患者在血清学检查中表现出ISG、IFN-u水平升高、自身抗体阳性[127]。尽管STING在多种细胞类型中表达,但肺部是SAVI中最常受累的器官系统,机制尚不明确,并且SAVI的小鼠模型尚未完全重现这一现象。携带V115M或N154S突变的小鼠模型主要表现为淋巴细胞减少,而携带N153S杂合突变的小鼠模型则表现为肺部受累[128-135]。这种肺部受累被认为是T细胞介导的,而非IFN驱动的,因为当这些小鼠与Cgas/ Irf3-/-Irf7-/双敲除或Ifnar1/小鼠杂交时,表型并未得到改善[134]。虽然TMEM173突变的临床外显率在SAVI患者中为100%,但表型存在显著差异[127]。SAVI患者的死亡率较高,中位死亡年龄为16岁[127]。在SAVI中,TMEM173的突变导致STING的cGAMP非依赖性激活。通常情况下,STING的激活依赖于细菌环状二核苷酸或第二信使cGAMP[33,136]。然而,SAVI中常见的STING突变(如p.V155M和p.N154S)位于连接螺旋环中,这些突变被认为促进了配体结合域的180°旋转,从而诱导STING的寡聚化和激活[137]。此外,位于外显子6和7的其他STING突变(如C206、R281和R284)位于聚合位点,可能阻止STING寡聚化的自抑制,导致其组成性激活[123]SAVI中STING的功能获得性突变导致cGAMP非依赖性激活,进而导致IFN-β的组成性产生。这反映在患者血清中IFN活性增加、淋巴细胞中STAT1磷酸化增强、IFN-a水平升高[2,110,111,113]。在SAVI中,已尝试使用JAK抑制剂来阻断IFN-I途径的组成性激活。一项研究随访了3名接受芦可替尼(一种JAK1/2抑制剂)治疗的SAVI儿童,观察到其皮肤和肺部症状有所改善[138]。基于对STING激活和降解机制的最新理解,研究人员还探索了其他潜在的治疗策略[37,139],例如,小分子STING抗剂能够特异性抑制Trex1缺陷小鼠模型中STING的棕榈酰化,并显著降低血清IFN-I水平,从而减轻自身炎症性疾病的症状。这些研究结果为SAVI患者提供了潜在的新治疗靶点[140]。随后的研究还发现,使用JAK1/2和JAK1/3抑制剂也能使患者的临床症状得到改善。然而,目前尚未有关于IFNAR复合物单克隆抗体阿尼鲁单抗(已获批用于SLE治疗)在干扰素病或单基因SLE中应用的报道,其临床疗效仍有待进一步研究[150-163]。 (三)COPA综合征 COPA综合征是由COPA基因的杂合突变引起的一种常染色体显性遗传性自身炎症性疾病。该基因编码COPA,主要影响肺、肾和关节[164]。尽管这种罕见疾病通常在儿童期发病,但由于外显率相对较低,部分患者可延迟至成年发病或表现为无症状携带状态,导致其发病率可能被低估。由于COPA在人体中广泛表达,最近其在该疾病中的具体作用才被了解。 COPA基因位于染色体1q23.2上,在人体中广泛表达,其编码蛋白通过WD40结构域识别货物蛋白的双赖氨酸基序,介导高尔基体至内质网的逆向运输[165,166]。目前已发现的所有致病突变均集中于该功能域,其中698G>A(Arg233His)突变最为常见,占全球17个家系近60例确诊患者的70%[167]。COPA综合征的不完全外显(约75%),提示可能环境因素或遗传修饰因子可能在疾病触发中起协同作用[168]患者通常在5岁之前出现症状,主要表现为反复弥漫性肺泡血(difuse alveolar hemorrhage,DAH)、间质性肺病(interstitial lung disease,ILD)、关节炎和狼疮样肾病[164,169-173]。几乎所有有症状的患者都会出现肺部受累,表现为DAH和(或)ILD,最终可能导致肺纤维化和终末期呼吸功能不全[167]。肺部组织学特征包括肺泡变形、肺泡炎、纤维化和肺泡壁增厚等与其他间质性肺病共有的病变,但也存在一些COPA综合征特有的病理改变,如三级淋巴结构形成、T细胞和中性粒细胞浸润[167]。 关节受累是第二常见的临床表现,见于近75%的有症状患者[167]。受累关节主要为膝关节和指间关节,通常在青少年早期发病[169,171,174]。关节病变常伴随多种自身抗体阳性,如类风湿因子、ANA、ANCA和抗瓜氨酸蛋白抗体[164,170,174]。值得注意的是,SLE的标志性抗体(抗dsDNA抗体)在COPA患者中并不存在[167]。此外,约一半的有症状患者会出现肾脏受累,表现为狼疮样肾炎和IgA肾病[164,167,169,175]。肾脏病理可见新月体性肾小球肾炎、膜性肾小球肾炎、局灶节段性肾小球硬化、免疫复合物沉积等病理改变[175]。由于慢性肺病进展,部分COPA患者可能发展为严重的肺纤维化和终末期呼吸衰竭,已有数例患者接受了肺移植[169,170,176]。同样,慢性肾脏病变,如肾小球肾炎和蛋白尿也可能导致肾功能衰竭,文献报道已有2例患者接受了肾移植[164,175]。 关于COPA基因突变如何导致自身炎症性疾病和IFN-I过度表达,目前研究认为,ER应激和STING信号通路失调是主要机制。COPA是COPI的一个亚基,负责识别并介导从高尔基体到ER的逆向运输[166,177]。Watkins等的早期研究发现,COPA综合征患者的样本中未折叠蛋白反应(unfolded protein response,UPR)和ER应激显著增加,表明逆向运输功能受损[164]。随后的研究表明,这种ER应激导致T细胞胸腺选择异常,使得患者体内自身反应性T细胞增多而调节性T细胞减少,这与患者体内检测到的多种自身抗体一致[178]。此外,PBMC中IFN及ISG的表达显著上调[171,179],这些基因的上调,以及DAH、ILD和关节受累的表现与SAVI相似[141]。由于SAVI是由STING功能获得性突变引起的,研究人员进一步探讨了COPA与STING的关系。研究发现,STING在静息状态下位于ER,激活后转移至高尔基体,并在失活后返回ER[180,181]。三个独立研究团队均发现,COPA突变破坏了STING与COPA的相互作用,导致STING无法从高尔基体逆向转运回ER,从而维持其持续激活状态,促进下游信号转导[126,182,183]。这些发现表明,COPA通过影响先天性和适应性免疫的多个环节,最终导致自身免疫反应的发生。 目前,COPA综合征的治疗主要依赖糖皮质激素和免疫抑制剂[如改善病情抗风湿药(disease-mod-ifying antirheumatic drug,DMARD)和(或)生物制剂][167]。尽管这些免疫抑制方案在部分患者中显示出一定疗效,但随着COPA与STING信号通路关系的阐明,针对JAK-STAT通路的下游抑制剂(如JAK抑制剂)逐渐成为研究热点,可能为患者提供新的治疗选择[174,179]。 (四)椎体软骨发育不良伴免疫调节异常 椎体软骨发育不良伴免疫调节异常(spondyloen-chondrodysplasia,SPENCD)是一种罕见的骨骼发育异常疾病,常伴随多种神经系统表现(如痉挛、发育迟缓和颅内钙化)、免疫系统失调。免疫失调的表现包括联合免疫缺陷和自身免疫反应,其症状与SLE有重叠,部分患者甚至符合ACR的SLE分类标准。 研究发现,其致病基因是ACP5,该基因编码TRAP O两个独立的研究团队在SPENCD患者中鉴定出ACP5基因的纯合或复合杂合突变,并发现这些患者血清中IFN活性显著升高和全血IFN-I特征[184,185]。SPENCD的免疫失调是由TRAP酶活性丧失引起。An等进一步研究发现,骨桥蛋白(osteopon-tin,OPN)是TRAP的作用靶点,两者在人类巨噬细胞和树突状细胞中共定位。当TRAP表达降低时,OPN的丝氨酸磷酸化水平增加,导致IRF7和p65的核转位增强,从而促进IFN-a的表达[186]。此外,OPN缺陷或表达降低会增加小鼠对病毒感染的易感性,表明OPN在抗病毒免疫中起重要作用。有趣的是,OPN还被发现与TRAF3相互作用并稳定TRAF3蛋白。TRAF3是一种适配蛋白,能够直接与MAVS相互作用,从而参与dsRNA诱导的IFNβ[187]。因此,当OPN磷酸化水平升高时,TRAF3的稳定性增强,进而促进RNA传感通路下游的IFN反应[188]。此外,OPN还被证明在树突状细胞中调节TLR9下游的IFN-诱导。在SLE患者中也观察到了ACP5基因的杂合错义突变,提示ACP5功能失调可能在SLE的发病机制中起一定作用[189]。此外,OPN的血浆水平被发现与SLE患者的器官损伤风险相关,表明其可能作为SLE病情评估的生物标志物[190]。 三、单基因系统性红斑狼疮的启示 单基因IFN介导的疾病(如AGS)患者的SLE样表型,以及下一代测序技术的广泛应用,推动了单基因SLE的发现。与干扰素病类似,单基因SLE通常为儿童期发病的SLE或家族性SLE。迄今为止,已鉴定的单基因SLE相关基因与AGS中发现的基因高度重叠,包括TREX1、SAMHD1、RNASEH2A-C和ADAR1等。此外,补体因子和DNA降解酶的突变也被发现与单基因SLE相关。例如,在SLE患者中,TREX1基因的单核苷酸多态性被鉴定为早发性家族性冻疮样狼疮(familial chilblain lupus,FCL)的致病因素[191-195]。在早发性狼疮脑患者中也发现了TREX1的变异[195]。此外,SAMHD1基因的突变在伴或不伴有CNS血管受累的FCL患者中也有报道[196]。对600名SLE患者的RNASEH2A-C基因测序研究发现了18个变异,携带这些突变的患者表现出皮肤受累、光敏性、关节炎、淋巴细胞减少和自身抗体形成等典型症状[197]。从临床表型来看,皮肤和中枢神经系统受累是单基因狼疮的关键表现,这些症状与RNA/DNA传感通路相关基因的突变密切相关(图6 2)。 (—)紫外线敏感性与cGAS-STING 这一发现与cGAS-STING通路参与皮肤型红斑狼疮的研究相吻合,尤其是紫外线(ultraviolet,UV)诱导的皮肤IFN-I反应及其系统性影响。An及其团队的研究显示,SLE患者的PBMC中cGAS的表达显著高于健康对照组。此外,15%的SLE患者血清中可检测到cGAMP,而在健康对照(healthy control,HC)或类风湿关节炎患者中未检测到[198,199]。UVB暴露会导致皮肤DNA氧化损伤,并积累8-OH-dG病变[200,201]。研究表明,单次UVB照射健康人类皮肤可显著增强IFN-I信号,表明UVB暴露是皮肤中IFN-I激活的重要来源。在小鼠实验中,单次UVB照射不仅增加了皮肤中ISG的表达,还导致外周血细胞和肾组织中ISG表达升高,这提示皮肤UVB暴露可能引发系统性炎症反应。这些反应依赖于cGAS的活性[202]。此外,UVB会促使中性粒细胞从皮肤迁移至肾脏,这直接证明了紫外线引发的皮肤炎症与肾脏损伤之间的关联[203]。此外,DNA修复酶Ogg1在修复UVB暴露后皮肤中形成的8-OH-dG DNA损伤中起关键作用。在IFN诱导的SLE小鼠模型(如降植烷诱导模型)中,OGG1的缺失会加速皮肤炎症的进展。值得注意的是,与未受累区域相比,皮肤型红斑狼疮患者病变区域的OGG1表达显著降低,这表明OGG1的减少可能通过增强局部IFN反应进一步加剧皮肤病变[204]。 图6-2 RNA/DNA传感与系统性红斑狼疮(SLE) 概述RNA/DNA传感通路中与SLE相关的常见调控因子(红色标注),以及针对SLE和干扰素病的潜在治疗靶点(红色三角形标识)(图片由BioRender.com制作) (二)补体蛋白缺陷导致的单基因系统性红斑狼疮 补体缺陷的临床表现通常为早发性SLE,并伴有肾脏受累和对某些感染的易感性增加。补体在清除死亡细胞(包括红细胞)中起重要作用,其机制是通过C1与IgG、IgM结合识别抗体抗原复合物。一旦结合,C1q被激活,引发一系列级联反应,导致C4裂解为C4a和C4b,C3裂解释放C3b形成C5转化酶,进而驱动膜攻击复合物(membrane attack complex,MAC)的组装[205]。补体经典途径早期成分的缺陷与SLE的遗传关联性极强[205,206](表6-2)。补体缺陷与IFN-I上调及SLE之间的关联机制尚不明确,但可能源于对潜在免疫刺激性/免疫原性死亡细胞碎片(尤其是核酸)的清除缺陷。大多数病例表现为早发性疾病,中位发病年龄为6岁。 C1q缺陷虽然罕见,但却是目前已知的SLE进展的最强风险因素。C1q等位基因的突变会导致C1q蛋白的完全缺失或表达减少。C1q缺陷患者通常表现为皮肤和肾脏受累,较少出现神经精神症状[207]。由于C1q在调节凋亡碎片摄取和清除自身抗原中的关键作用,C1q缺陷小鼠表现出凋亡小体清除能力受损的现象并不令人意外[208]。Clq还被证明在体外通过抑制浆细胞样树突状细胞的功能负向调节PBMC和单核细胞的IFN-u产生,表明C1q可能直接参与IFN生成的调控[209]。由于C1q对pDC的抑制作用,C1q缺陷患者的IFN-I表达也显著增加[210]。C1r/C1s联合缺陷极为罕见,通常为共同遗传[211].C4完全纯合缺陷虽然极其罕见,但也与SLE密切相关[205,212]。这一现象在非遗传性SLE中同样得到印证:C4低拷贝数增加SLE易感性,而高拷贝数则具有保护作用[213,214]。尽管C2缺陷是普通人群中最常见的补体缺陷,但仅有10%的C2缺陷个体会进展为SLE。然而,C2的多态性与该蛋白的异常剪接形式与散发性SLE相关,提示C2在SLE保护中的作用可能被低估[215] DNAse1L3的功能丧失突变会导致单基因SLE,凸显了清除凋亡碎片(尤其是免疫刺激性DNA)的重要性。患者通常表现为ANA阳性、抗dsDNA抗体阳性和低补体血症[216]。此外,与DNASE1L3同源的DNASE1外切酶突变也可导致单基因SLE,并且DNASE1的多态性与散发性SLE相关[217,218]。DNASE1缺陷小鼠会发展出SLE样表型,进一步证明清除外源性RNA/DNA对预防疾病的重要性[219]。DNASE2突变在3名患有严重自身免疫和IFN-I病的儿童中被报道,尽管这些病例未达到SLE的诊断标准[220]。值得注意的是,研究显示DNASE2缺陷小鼠的骨骼异常与STING激活相关[221],进一步强调了这些通路在IFN介导自身免疫病中的重要性。 四、RNA/DNA传感在单基因自身免疫疾病中的治疗意义及未来方向 基于目前对单基因自身免疫和自身炎症性疾病分子缺陷机制的理解,以及IFN-I及其相关通路在疾病发生中的关键作用,靶向核酸传感途径或IFN-I受体复合物信号通路的治疗策略具有重要价值。具体疾病的治疗靶点选择需依据突变基因在通路中的定位,例如,突变基因位于cGAS-STING通路或IFN-I受体的上游[26](图6-2),目前SLE的常规治疗药物(如羟氯喹)已被证实可部分抑制这些通路[222,223]。近年来,针对cGAS的小分子抑制剂研究取得进展。Lama团队通过高通量筛选和靶向药物化学手段,成功开发出可有效抑制人源cGAS活性的小分子化合物,并在人巨噬细胞模型中验证了其疗效[224]。此外,靶向cGAS活性位点的其他小分子已在小鼠模型中完成测试,多家制药企业正积极推进相关疗法的研发[26,223]。另一项潜在策略基于cGAS的亚细胞定位调控,研究显示,将cGAS锚定于细胞质膜可促使其与胞质DNA相互作用并触发后续激活过程[225-227]。然而,这类研究成果尚未在人类疾病治疗中实现临床转化。自发现IFN在SLE发病机制中的关键作用后,靶向IFNAR复合物始终是研究热点。其中,单克隆抗体阿鲁尼单抗在中至重度SLE患者中展现出疗效,并已获得美国FDA批准用于临床治疗[150-163]。需要指出的是,目前尚无阿鲁尼单抗应用于干扰素病或单基因SLE治疗的相关报道。针对IFNAR下游JAK-STAT通路的干预策略同样备受关注[228],其优势在于可采用小分子抑制剂而非生物制剂。不同类型的JAK抑制剂可特异性靶向特定JAK组合[229]。以已获批用于COVID-19治疗的巴瑞替尼为例[230],该药物选择性抑制JAK1和JAK2。多项研究显示,包括巴瑞替尼和芦可替尼在内的多种JAK抑制剂对AGS[232,233]、SAVI[146,149]及COPA[174,179]等干扰素病具有不同程度疗效[231]。尽管巴瑞替尼在SLE的早期临床试验中显现出一定潜力[234-237],但因Ⅲ期试验中缺乏明确的患者获益证据,已被终止[238]◇更具选择性的JAK抑制剂(如JAK3特异性抑制剂托法替布和TYK2特异性抑制剂氘可来昔替尼[239,240])可能在SLE及单基因自身免疫病治疗中更具优势。这些药物已在SLE的I期a/b和II期临床试验中取得积极的结果。总体而言,随着对单基因及多基因自身免疫疾病分子机制的深入解析,针对RNA/DNA传感通路和IFN依赖性通路的创新疗法有望实现精准化、个性化的临床应用。 END 声明：本文为原创文章，作者博医德，版权归原作者所有，仅用于学习交流，未经授权禁止转载。 版权及免责声明 此链接由网友用户发布，文章版权归原作者所有，内容为作者个人观点，并不代表本网站赞同其观点和对其真实性负责，也不构成任何投资及应用建议。如涉及作品内容、版权和其它问题，请与本网联系，我们将在第一时间删除内容！ 点击下方名片  快速关注我们 点击下方LOGO  进店购买图书