Pentobarbital Sodium

中文摘要目的    对冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）进行动物肌内单次给药毒性、肌内重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性、主动全身过敏性评价，以考察其安全性。方法    采用ICR小鼠肌内注射单次给药毒性试验评价制品的急性毒性；采用SD大鼠和食蟹猴肌内注射6周重复给药毒性伴随局部刺激性、免疫原性试验评价制品的长期毒性；采用豚鼠主动全身过敏试验评价制品的致敏性。结果    ICR小鼠单次肌内注射，所有动物未见与疫苗相关的异常反应，疫苗的最大耐受量＞125 国际单位（international unit，IU）/kg，为临床拟用剂量的3 472.2倍，等效剂量的268.8倍；除伴随的轻度局部刺激反应外，SD大鼠6周重复给药毒性伴随局部刺激试验和免疫原性试验的安全剂量为37.5 IU/kg，为临床拟用剂量的1 041.7倍，等效剂量的182.0倍；食蟹猴最大无毒性反应剂量为1.875 IU/kg，是临床拟用剂量的52.1倍，等效剂量的18.0倍；疫苗剂量为0.1 剂（0.05 ml/只）和1剂（0.5 ml/只）时，豚鼠主动全身过敏反应结果均为阳性。结论    冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）显示出良好的安全性，但肌内给药可能引起过敏反应，临床应用需密切关注。正文狂犬病是一种由狂犬病病毒引起的人兽共患传染病，一旦发病，致死率几乎为100%。目前临床尚无有效治疗药物，接种疫苗是唯一有效的预防手段。当前国内市场广泛使用的狂犬病疫苗有地鼠肾细胞狂犬病疫苗、Vero细胞狂犬病疫苗和人二倍体细胞狂犬病疫苗。临床上接种疫苗后常见不良反应主要为局部的红肿、瘙痒、疼痛，全身乏力、发热、超敏反应及胃肠道反应等。本研究根据相关指导原则要求，分别从肌内单次给药毒性、肌内重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性、主动全身过敏性等方面评价冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）的非临床安全性。1材料与方法1.1疫苗冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）由武汉生物制品研究所有限责任公司按照企业标准制备，检定合格后用于动物安全性评价研究，批号为FZ201909003。冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）有效期内效价不低于2.5国际单位（international unit，IU）/剂，临床给药浓度为5 IU/ml，人均体质量按70 kg计算，临床给药剂量为0.036 IU/kg。1.2实验动物40只3~4周龄无特定病原体级ICR小鼠，雌雄各半，给药时雄性体质量18.58~21.51 g，雌性体质量18.52~21.86 g，质量合格证号：No.1107272011001630，购自湖南斯莱克景达实验动物有限公司；120只4周龄无特定病原体级SD大鼠，雌雄各半，首次给药时雄性体质量235.61~275.79 g，雌性体质量164.96~200.48 g，质量合格证号：No.430727201101121912，购自湖南斯莱克景达实验动物有限公司；30只3~5岁普通级食蟹猴，雌雄各半，给药前，雄性体质量为2.55~3.02 kg，雌性体质量为2.29~3.55 kg，质量合格证号：No.44818300000244，购自广州相观生物科技有限公司；68只4~6周龄普通级豚鼠，雌雄各半，进入实验分组时雄性体质量318.69~428.87 g，雌性体质量332.37~397.98 g，质量合格证号：No.42010000005112，购自武汉市万千佳兴生物科技有限公司。1.3 主要试剂及仪器氯化钠注射液购自湖南科伦制药有限公司；灭菌注射用水购自安徽双鹤药业有限责任公司；戊巴比妥钠购自德国默克公司。iMark酶标仪购自美国Bio-RAD公司；BX-3010全自动生化分析仪、XN-1000IV全自动模块式血液体液分析仪购自日本SYSMEX公司；Klite8G多参数电解质分析仪购自梅州康利高科技有限公司；ACL TOP300 CTS全自动凝血分析仪购自西班牙沃芬公司；H800干化学尿液分析仪购自长春迪瑞医疗科技股份有限公司；MB-Ⅱ全自动包埋仪购自武汉赛尔思科技有限公司；ECG-1103GVET动物心电图机购自深圳凯沃尔电子有限公司；FACS Calibur流式细胞仪购自美国BD公司；Provantis 9.4.3.0系统购自英国Instem公司。1.4 安全性研究1.4.1  ICR小鼠肌内单次给药毒性    40只ICR小鼠按体质量随机均分为2组（每组雌雄各半），分别作为阴性对照组（给予0.9%氯化钠注射液）和受试组〔给予冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）〕。阴性对照组和受试组都采用多点肌内注射，见表1。给药体积为0.5 ml，每点不超过0.1 ml，受试组给药浓度为5 IU/ml，小鼠体质量按20 g计算，给药剂量为125 IU/kg，临床剂量0.036 IU/kg，临床等效剂量 Db=Da • （Kb/Ka） • （Wa/Wb）1/3，其中 Ka、Kb为体型系数，Wa、Wb为体质量（kg），下标a、b分别表示已知动物及欲求动物，下同。计算得到Db为0.465 IU/kg。定义首次给药日为D1。给药后4 h内详细观察动物的一般状况（外观体征、行为活动、动物姿势、饮食、被毛、刺激反应、腺体分泌物、排泄物、呼吸状态和死亡情况等），之后每天观察1次，连续观察14 d，记录所有的死亡情况、出现的症状以及症状起始的时间、严重程度和持续时间等；分别于D1、D2、D3、D7和D14称量动物体质量；观察期内发现动物死亡时即时尸检，濒死动物即时处死进行剖检；D15解剖进行组织病理学检查。1.4.2   SD大鼠肌内6周重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性    90只SD大鼠分为阴性对照组（给予0.9%氯化钠注射液）、疫苗低和高剂量组〔给予冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）〕，每组30只，雌雄各半；上述每组均设立对应卫星组，每组10只，雌雄各半，用于伴随免疫原性试验。各组动物分别于D1、D4、D8、D15、D29和D43双侧后肢多点注射给药1次，每点不超过0.2 ml。低剂量组和高剂量组采用临床给药浓度5 IU/ml，给药剂量分别为1剂和3剂，大鼠体质量按200 g计算，临床等效剂量为0.206 IU/kg。分组和给药信息见表2。实验期间，每日观察动物一般情况、局部刺激性情况，每周测量1次体质量和摄食量；首次给药前（D1）和给药后2~4 h、其余每次给药后2~4 h和恢复期结束前（D71）对动物进行体温测量；给药期结束前（D43）和恢复期结束前（D71）进行眼科检查、尿液检测；D44和D72分别剖杀60只、30只动物，解剖前采集血液，检测血液学、凝血、血液生化学、免疫和电解质等指标，解剖后称量脏器，计算脏器系数（脏体比=脏器质量/动物体质量；脏脑比=脏器质量/脑质量），并进行骨髓指标、病理学检查。卫星组动物于每次给药前（D1、D4、D8、D15、D29和D43）和恢复期结束前（D71）颈静脉采血检测特异性抗体和中和抗体。1.4.3   食蟹猴肌内6周重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性    30只食蟹猴分为阴性对照组（给予0.9%氯化钠注射液）、疫苗低和高剂量组〔给予冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）〕，每组10只，雌雄各半。给药剂量和时间设置同1.4.2，食蟹猴体质量按4 kg计算，临床等效剂量为0.104 IU/kg。分组和给药信息见表3。实验期间，每日观察动物一般情况，测定摄食量，每周测量1次体质量；分别于首次给药前13、7 d、D1、D15、D43给药后2~6 h和D71对动物进行体温测量；首次给药前8 d、D1、D15、D43给药后2~6 h和D71检测动物心电和血压；首次给药前8 d、D43和D71对动物进行眼科检查；首次给药前13、8、2 d、D2、D44、D72对各组所有动物四肢静脉采血，检测血液学、凝血、血液生化及电解质指标；首次给药前8、2 d、D43和D71进行尿液检测；首次给药前（D1）、D44和D72对各组所有动物四肢静脉采血，进行T淋巴细胞亚群、细胞因子检测，D44和D72的血液样本还进行分泌IFN-γ的T淋巴细胞比例检测；各组动物于每次给药前（D1、D4、D8、D15、D29和D43）和D72采用四肢静脉采血，进行特异性抗体和中和抗体检测。D44和D72分别剖杀18只、12只动物，进行组织病理学、骨髓指标检查。1.4.4  主动全身过敏性    选择检疫合格、体质量在300~400 g或在同性别动物平均体质量±20%之内的豚鼠68只，按体质量分层随机分为5组，雌雄各半，依次为阴性对照组（12只，给予0.9%氯化钠注射液）、阳性对照组（12只，给予卵清白蛋白5 mg/只）、赋形剂组〔12只，给予冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）赋形剂，各组分与疫苗中赋形剂组分及浓度相同〕和疫苗低剂量组、高剂量组〔每组16只，给予冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞），每组保留雌雄动物各2只，不进行致敏，待动物激发后出现过敏反应时备用〕。本试验低剂量和高剂量组均选择临床给药浓度。致敏时采用肌内注射，隔日1次，共3次，首次致敏日记为D1，低剂量组和赋形剂组给药量为0.05 ml/只，阴性对照组、高剂量组和阳性对照组给药量均为0.5 ml/只。分别于D19、D26进行静脉注射激发，D19选择每组每性别动物编号排序前3位的3只动物进行第1次激发，剩余动物在D26进行第2次激发。激发给药体积为致敏时的2倍，低剂量组和赋形剂组0.1 ml/只，阴性对照组、高剂量组和阳性对照组1.0 ml/只。当给药体积超过0.2 ml时采取多点注射，每点不超过0.2 ml。豚鼠体质量按0.4 kg计算，临床等效剂量为0.175 IU/kg。分组和给药信息见表4。首末次致敏和激发当日测定动物体质量；致敏期间每日观察动物的外观体征、行为活动、动物姿势、饮食、被毛、刺激反应、腺体分泌物和呼吸状态等一般状况；激发后立即按表5症状及程度详细观察每只动物的反应，包括症状出现及消失时间，观察3 h。每次激发后如发现有过敏反应症状，低剂量组和高剂量组则分别取健康未致敏的备用雌雄豚鼠各1只，静脉注射相同激发剂量的疫苗，观察有无疫苗引起的类似过敏反应症状。1.5统计学分析采用SPSS 17.0软件对数据进行统计分析，均以P<0.05表示差异有统计学意义，P<0.01表示差异有明显统计学意义。肌内单次给药毒性试验计量资料用均值±标准差表示，进行独立样本t 检验。分析动物体质量变化、反应情况等，找出动物毒性反应情况与剂量之间的大致关系，得出最大耐受量或最大无毒性反应剂量（no observed adverse effect level，NOAEL）。肌内重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性试验计量资料，如体质量、摄食量、血液学、凝血、血液生化、电解质、激素、脏器重量及系数等，进行单因素方差分析；计数资料，如尿液中亚硝酸盐分析采用卡方检验；等级资料，如尿液中尿蛋白采用非参数检验（Kruskal-Wallis H检验），总体差异有统计学意义时用Mann-Whitney U检验进行组间差异的比较。2结果2.1ICR小鼠肌内单次给药毒性结果所有动物一般状况未见与疫苗相关的异常出现，实验期间无动物死亡；受试组试验动物体质量增长与同期阴性对照组相似，见图1；观察期结束后，将动物麻醉后急性失血安乐死进行大体解剖检查，所有动物各组织脏器均未见明显肉眼可见异常改变。2.2SD大鼠肌内6周重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性结果本试验中，给药后疫苗低剂量组和高剂量组雌雄大鼠一般状况、眼科检查、骨髓指标未见异常病理改变。与同期同性别阴性对照相比，低和高剂量组动物摄食量、体质量、电解质指标和细胞因子水平均未见与疫苗有关的明显改变；血液学指标、凝血指标、血液生化指标、免疫指标（T淋巴细胞亚群、分泌IFN-γ的淋巴细胞比例）、尿液指标、脏器重量、脏器系数有改变，但无明显时间-反应和/或剂量-反应关系，考虑无明确毒理学意义。与同期同性别阴性对照相比，低和高剂量组动物各主要脏器病理学检查均未见与疫苗有关的明显改变，仅给药期结束部分大鼠大体剖检及病理学检查可见与疫苗相关的给药局部轻微刺激反应，表现为肌纤维轻微或轻度变性，轻微单个核细胞浸润，间质水肿、出血及混合性炎细胞浸润，恢复期结束均可恢复，见图2。阴性对照组动物D1、D4、D8、D15、D29、D43和D71血清特异性抗体全部为阴性，低和高剂量组动物D1和D4血清特异性抗体全部为阴性，D8、D15、D29、D43和D71阳性率为100%；低和高剂量组动物在免疫后均可产生具有保护作用（≥0.5 IU/ml）的中和抗体。综合分析，在本试验条件下，除伴随的轻度局部刺激反应外，冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）SD大鼠肌内注射6周重复给药毒性伴随局部刺激试验和免疫原性试验的NOAEL为3剂/只（37.5 IU/kg，高剂量），为临床拟用剂量的1 041.7倍，等效剂量的182.0倍。2.3食蟹猴肌内6周重复给药毒性伴随局部刺激性和免疫原性结果本试验中，所有动物均存活至计划解剖日，疫苗低剂量组和高剂量组雌雄动物一般状况、眼科检查、骨髓指标未见异常病理改变。与同期同性别阴性对照相比，低和高剂量组动物体质量、体温和免疫学指标（T淋巴细胞亚群、细胞因子、分泌IFN-γ的T淋巴细胞比例）均未见与疫苗有关的明显改变；摄食量、心电图、血压、血液学、凝血指标、血液生化、电解质、尿液、脏器重量与系数有改变，但无明显时间-反应和/或剂量-反应关系，考虑无明确毒理学意义。部分脏器系数结果见表6。大体剖检与组织病理学检查等均未见与疫苗相关的明显改变，仅少数疫苗组动物给药局部可见轻度刺激，表现为注射局部肌肉轻微或轻度肌纤维炎细胞浸润，停药后恢复，见图3。阴性对照组动物在D1~D72血清抗体全部为阴性，低剂量组D8血清特异性抗体阳性率为80% ，高剂量组D8血清特异性抗体阳性率为100%，低和高剂量组D15~D72血清特异性抗体阳性率为100% ；低和高剂量组动物在免疫后均可产生具有保护作用（≥0.5 IU/ml）的中和抗体。综合分析，在本试验条件下，食蟹猴连续6周肌内注射冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞），NOAEL为3剂/只，为临床拟用剂量的52.1倍，等效剂量的18.0倍。2.4主动全身过敏性各组豚鼠体质量均呈增长趋势，体质量与同期阴性对照组比较无明显差异。致敏期间各组动物一般状况均未见明显异常。在本试验所确定的条件下，冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）剂量为0.05 ml/只和0.5 ml/只时，豚鼠主动全身过敏反应结果均为阳性，赋形剂组、低剂量组、高剂量组和阳性对照组随着所含人血白蛋白含量或含磷糖蛋白等致敏物含量的增加，过敏反应强度逐渐增强，结果见表7、8。低、高剂量组分别另取2只健康豚鼠给予激发量药物后，均未见过敏反应症状。3讨论自19世纪80年代Louis Pasteur发明第1剂狂犬病疫苗以来，狂犬病疫苗经历了从神经组织疫苗到禽胚培养疫苗再到细胞培养疫苗的代次更替。目前WHO推广使用的各类纯化细胞培养疫苗主要有纯化鸡胚细胞疫苗、Vero细胞疫苗、地鼠肾细胞疫苗和人二倍体细胞疫苗，广泛采用的接种程序有“5针法”（Essen法）和“4针法”（Zagreb法）。狂犬病疫苗多由抗原蛋白与人血白蛋白、多糖、明胶等保护剂成分混合制备而成，其中的外源成分常常引起患者不同程度的不良反应，为保证拟上市产品的质量，需对其安全性进行综合评价。考虑到狂犬病疫苗免疫需要在同一部位接种多次，本研究同时设计了单次和多次肌内给药刺激试验。SD大鼠长期毒性试验中，与阴性对照组相比，低、高剂量疫苗组动物肌间质单个核细胞或混合性炎细胞浸润的发病率及病变程度升高，且阴性对照组动物给药局部未见混合性炎细胞浸润，考虑与疫苗相关，可能为疫苗引起的轻微局部刺激性；阴性对照组和疫苗高剂量组个别动物出现肌纤维变性或间质轻微出血、水肿，病变程度和发生率组间无明显差别，考虑与针头的机械性刺激有关，与疫苗无明显相关性。食蟹猴长期毒性试验中，给药期结束时（D44），低和高剂量组动物注射局部肌肉可见轻微或轻度肌纤维炎细胞浸润，阴性对照组未见类似改变；恢复期结束时此病变恢复，考虑上述变化为疫苗相关，低、高剂量组发病例数和程度无剂量相关性，且此病变可恢复，认为肌内注射6周冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）对食蟹猴给药局部肌肉存在轻度刺激。主动全身过敏试验结果与已有的报道类似，激发后的低剂量组和高剂量组动物均出现不同程度的过敏反应（过敏反应发生率均为100%），每组另取2只健康豚鼠给予激发量后，均未见过敏反应症状，说明低剂量组和高剂量组动物激发后出现的过敏反应并非疫苗作用引起的类过敏反应症状。疫苗中蛋白的存在以及抗原量的多少可能是影响豚鼠是否发生过敏反应的主要因素。疫苗低剂量组和赋形剂组中的人血白蛋白和抗原等致敏物含量低于高剂量组，而高剂量组的人血白蛋白和抗原等致敏物含量低于阳性对照组的含磷糖蛋白含量，激发后，阴性对照组过敏反应呈阴性，同时赋形剂组、低剂量组、高剂量组和阳性对照组随所含人血白蛋白含量或含磷糖蛋白等致敏物含量的增加，过敏反应逐渐增强。由于在本试验中，冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）中的人血白蛋白为异源蛋白且含量较高，因此过敏反应可能主要由此成分导致；而在临床用药中，人血白蛋白为人体同种蛋白，推测冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）在临床使用中产生过敏反应的风险可能性较低。本研究中未设计皮肤被动过敏试验，考虑到制品中含有上述异源蛋白成分，推测结果也和马玉奎等的报道相似。综上所述，武汉生物制品研究所有限责任公司生产的冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）具有良好的安全性，但临床应用需密切关注过敏反应。作者梁婧1  刘佐兵1  田义超2  杨莹2  徐晓1  王玲1  王玥1  林弦1  曹烨1  刘翠丽1  金文芳1  杜洪桥11武汉生物制品研究所有限责任公司科研开发部，武汉 430207；2湖北天勤生物科技有限公司武汉分公司，武汉 430075通信作者：杜洪桥，Email：duhq2002@126.com引用本文：梁婧, 刘佐兵, 田义超, 等.  冻干人用狂犬病疫苗（Vero细胞）非临床安全性研究 [J]. 国际生物制品学杂志, 2023, 46(6): 307-314.  DOI: 10.3760/cma.j.cn311962-20230103-00002识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入生物制品微信群！请注明：姓名+研究方向！版权声明本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。

Science杂志在创刊125周年之际，主编唐纳德团队提出未来25年亟待解决的125个前沿科学问题，其中就包括探索全麻药的作用机制这一重要问题。由于临床常用麻醉剂的靶点集中表达在神经元上，如丙泊酚作用的GABAA受体、ketamine作用的NMDA受体、右美托咪定作用的α2肾上腺素受体等等，因此目前全麻药的机制研究主要聚焦在神经元和神经环路水平。小胶质细胞是中枢神经系统常驻的免疫细胞，在CNS发育、稳态维持和神经退行性病变等多个生理和病理进程中起关键作用。既往研究表明，小胶质细胞在癫痫、高血压等多种病理模型中，对神经网络稳态的维持至关重要。而在麻醉过程中，小胶质细胞的形态发生明显改变，并伴随钙活动增强。但是，这种中枢神经系统的免疫细胞是否会主动参与麻醉觉醒过程的调控鲜有报道。2023年12月22日，复旦大学脑科学转化研究院彭勃和舒友生团队于生命医学类知名期刊eLife发表题为"Microglia facilitate and stabilize the response to general anesthesia via modulating the neuronal network in a brain region-specific manner"的研究论文，报道了小胶质细胞对麻醉状态的调控及其机制。该研究团队前期研究成果表明，使用CSF1R抑制剂PLX5622可以清除脑内99%的小胶质细胞，而在停药21天后小胶质细胞的密度和转录表达谱都会恢复到基础水平。因此，研究者利用PLX5622构建小胶质细胞清除模型，探索小胶质细胞对于麻醉觉醒过程的影响。翻正反射行为检测和脑电/肌电记录结果均表明，相较于对照组，PLX5622处理后小鼠进入麻醉状态的时间延长(不易麻醉)，恢复觉醒状态的时间缩短(容易觉醒)。这一现象在GABA受体激动剂(戊巴比妥钠、丙泊酚)和NMDA受体激动剂(ketamine)诱导的麻醉过程中均有体现，并且不受外周髓系细胞清除的影响。神经元中c-Fos的表达常常与神经元的兴奋性放电活动有关，被认为是神经元激活的标志。由于Fos mRNA响应速度远快于c-Fos蛋白表达，研究者用Fos mRNA标记麻醉状态下激活的神经元，用c-Fos蛋白标记麻醉前清醒状态下激活的神经元。免疫荧光结果表明，清除小胶质细胞后，无论麻醉状态还是清醒状态，促进麻醉的核团(AABR, Aesthesia Active Brain Region)中神经元活动都会出现不同程度降低，而促进觉醒的核团(EABR, Emergence Active Brain Region)中神经元活动则会出现不同程度增强。电生理记录的结果进一步证实了小胶质细胞对于神经元兴奋抑制平衡的重要调控作用。在清除小胶质细胞后，促进麻醉的下丘脑视上核(SON, supraoptic nucleus)E/I平衡偏向抑制，促进觉醒的蓝斑(LC, locus coeruleus)E/I平衡偏向兴奋。在分子机制方面，研究者利用转基因小鼠和药理学调控等多种手段，证明小胶质细胞对于麻醉觉醒过程的调控依赖于它特有的P2Y12受体及下游胞内钙离子水平，而不依赖于C1q介导的突触吞噬作用。该研究首次证明小胶质细胞是麻醉过程的重要参与者，小胶质细胞的稳态是维持麻醉状态的必要条件，从免疫系统调控神经系统的独特角度揭示了全身麻醉的神经胶质机制(图1)。图1. 小胶质细胞调控麻醉觉醒过程的模式图除此之外，该论文在Discussion部分详细阐述通过光遗传学和化学遗传学对神经元细胞和非神经元细胞(如胶质细胞)的操控，指出了领域内存在的对非神经元细胞进行光遗传学和化学遗传学操控的概念性误区。光遗传学和化学遗传学对非神经元细胞的操控并非简单对应于其对神经元细胞的“激活”或“抑制”。相反，光遗传学和化学遗传学在非神经元细胞中的应用是通过调控这类细胞的胞内信号(如离子或G蛋白等)来改变非神经元细胞的状态和功能。这对帮助领域厘清光遗传学和化学遗传学对胶质细胞的操控意义有重要价值。复旦大学彭勃和舒友生教授是本论文的通讯作者，何旸(博士生)、刘陶慧(博士后)和何全胜(博士后)为共同第一作者，团队成员柯蔚、李小钰、杜金金、邓穗馨、舒镇峰、吴佳霖、杨宝智、王雨晴共同参与了这项研究。本研究得到了华山医院毛颖教授和复旦大学饶艳霞教授的帮助，以及上海市第四人民医院熊利泽教授、仁济医院俞卫锋教授、陆军军医大学胡志安教授、中国科学院脑科学与智能技术卓越创新中心张哲教授、南昌大学彭吉云教授等学者的指导和支持。注：文中插图源于 eLife原文链接：https://doi.org/10.7554/eLife.92252.2本文仅用于学术分享，转载请注明出处。若有侵权，请联系微信：bioonSir 删除或修改！