▲体内CAR疗法-全球研究与发展格局(2025)免费领取!
理论篇| 靶向实体瘤的CAR-M巨噬细胞药物开发
CAR结构设计|靶向实体瘤的CAR-M巨噬细胞药物开发
本文是我们推出的靶向实体瘤的CAR-M药物开发系列的第三篇文章,本来两周前稿子已完成,准备在理论篇发布后的次日推送本文—工艺篇。然而,发生了一件令人极其沮丧的事情:写好的稿子存在公众号草稿箱里,被我手贱一键删除了,近万字的长文,瞬间一个字也找不到了,心情顿时跌入谷底。总不能,就这样子算了吧,硬着头皮,重新开始查找资料重新码字,并且,将重点放到CAR-M制备工艺上面来。一点点写,终于在今天完稿了。相信大家看完以后,对于体外CAR-M和体内CAR-M的工艺路线差异会有一个较为清晰的认知。希望朋友多点赞支持,这篇实在是写的艰难了。
目前,CAR-M 药物可分为:离体 CAR-M(Ex vivo)和体内 CAR-M(In vivo)。起初,不管是 Carisma,还是国内的鲲石、元迈等公司都在全力开发离体 CAR-M 药物,然而,随着 mRNA-LNP 技术成功商业化,In vivo CAR-T 的风潮袭来,Carisma 竟终止离体 CAR-M 药物的独立开发,选择与 Moderna 合作,All in 体内 CAR-M 药物。实际上,Carisma 首个离体 CAR-M 药物 CT-0508 项目的临床 1 期数据非常好。Carisma 骤然改变工艺路线,放弃已有的成果,除了面临巨大的资金压力,得靠 Moderna 回血以外,实在是近一年多以来,In vivo CAR-T 太火了。体外 CAR-M 药物在制备过程中,工艺繁琐,涉及白细胞单采、巨噬细胞分化、病毒载体生产、病毒转导等多个环节,更重要的是,巨噬细胞在体外的增殖能力极其有限,很难进行大规模培养,反观体内 CAR-M 的制备工艺,尤其是采用 mRNA-LNP 作为技术路线时,工艺变得极其简单,还易于大规模制备,方便储存。In vivo 好处很多,但是,要想实现,首当其冲要解决的一个难题是:如何把编码 CAR 的基因精确并且高效地递送至体内的巨噬细胞?这种递送挑战可以说是地狱级别的。一旦解决了,体内 CAR-T/M/NK 便会遍地开花,mRNA 技术也会迎来梅开二度,再度爆火。
本期内容,我们想跟大家分享一下离体和体内 CAR-M 药物的制备工艺。
1
离体 CAR-M 药物工艺(Ex vivo)
2024 年 12 月,鲲石生物研发团队在 STAR Protocol 发表文章:Protocol for generating of human CAR-engineered macrophages by Vpx-containing lentivirus,他们将基于病毒载体生产离体 CAR-M 的工艺路线划分为 4 个部分:构建病毒质粒载体,病毒生产,巨噬细胞制备,病毒转导。在体外将外源 CAR 基因(质粒或者 mRNA)导入靶细胞的递送工具主要有慢病毒载体、腺病毒载体及其他的非病毒载体(例如,LNP 或者电转等)。根据巨噬细胞来源,离体 CAR-M 药物可分为源自 PBMC-CAR-Mac 和源自 IPSC-CAR-Mac。从患者自身的 PBMCs 中采集单核细胞,使其在体外分化为巨噬细胞,然后,通过递送载体导入外源 CAR 基因,则可制备 CAR-Macrophage;如果将表达 CAR 的单核细胞回输至体内再分化为巨噬细胞,则可制备 CAR-Monocytes。将患者自身细胞重编程为诱导多潜能干细胞,并且导入外源 CAR 基因,再让其在体外分化为巨噬细胞,则可制备 IPSC-CAR-Mac。离体 CAR-M 药物虽说工艺繁琐,但是,能够严格保证 CAR-M 药物的质量和均一性,此外,还易于利用基因编辑技术对巨噬细胞基因组进行改造,制备 Edited CAR-Mac。
1.1
慢病毒载体
慢病毒载体是基于逆转录病毒科慢病毒属里面的病毒进行改造的,最常见来源有 HIV-1,HIV-2,SIV(猴免疫缺陷病毒)等。慢病毒基因组为两条相同的单链正链 RNA,一经感染宿主细胞,便利用反转录酶将其 RNA 转录成 cDNA,让后将其 DNA 整合至宿主基因组上,并可长期表达病毒基因,因此,研究人员通过拆分慢病毒基因组,使其作为基因递送工具,实现外源靶基因在宿主细胞的稳定持久表达。
慢病毒基因组最为显著的特征是在 5’/3’末端拥有 LTR(长末端重复序列),含有基因表达、逆转录和整合到宿主基因组所需要的元件。慢病毒基因组编码的蛋白可分为 3 类:第一,所有的慢病毒均表达的 3 种主要病毒蛋白—gag/pol/env;第二,2 种病毒调控蛋白—tat/rev;第三,其他辅助病毒蛋白—vif/vpr/nef 等。gag 编码核心结构蛋白,pol 编码逆转录酶和整合酶,env 编码包膜蛋白。不同的慢病毒,含有不同的辅助蛋白,例如,Vpx 存在于 HIV-2/SIV,但在 HIV-1 中不存在 Vpx。
慢病毒载体的包装系统经历了三次升级。第一代 HIV-1 衍生的慢病毒载体质粒系统包括以下部分:(1)一个含有Ψ(RNA 包装信号)的转移质粒,携带靶基因,也称为靶基因表达质粒;(2)一个包装质粒,除 gag 和 pol 外,还包含有辅助基因及调节基因;(3)一个包膜质粒。在包膜质粒中,用异源病毒的糖蛋白基因 VSV-G 替换 HIV-1 env 基因,这一过程称为假型(pseudotyping),目的是提高慢病毒感染的宿主范围,因为 HIV-1 的 env 蛋白只能结合表达 CD4+受体的宿主细细胞。需要注意的是,包装质粒 DNA 的序列中缺乏Ψ,使得转录的病毒 RNA 不会被包封到病毒颗粒中,因此,最终产生的是一个没有复制能力的病毒。
在第二代 HIV-1 衍生的慢病毒载体质粒系统中,将有助于致病的辅助基因 vif/vpr/vpu/nef 从包装质粒序列中删除,使得 HIV-1 病毒基因数量从 9 个减少至 4 个。即使发生多个重组事件,形成具备复制能力的逆转录病毒的机会也大大减少,慢病毒载体的安全性得到提升。
在第三代 HIV-1 衍生的慢病毒载体质粒系统中,修改天然的 5'LTR 序列,引入异源启动子,使得慢病毒的转录不再需要 tat,从而将 tat 从包装质粒序列中删除。然后,将剩余的 HIV-1 包装质粒拆分为两个包装质粒,一个含有 gag 和 pol,另外一个含有 rev。这些改造主要是为了减少转移质粒和包装质粒之间的重组概率,降低产生复制能力的逆转录病毒的风险。
HIV-1 慢病毒载体在神经细胞、肝细胞、脑细胞和其他组织细胞中表现出很高的转导效率,然而,它们感染人类原代髓系细胞的能力极差。在 HIV-1 病毒早期感染阶段,人单核-巨噬细胞中的限制因子 SAMHD1 会水解 dNTP,耗竭用于病毒 cDNA 合成的 dNTP 库,从而阻止 HIV-1 感染。与此形成反差的是,HIV-2/SIV 病毒中存在的 Vpx 辅助病毒蛋白会引起 SAMHD1 的降解,从而使得宿主细胞内的 dNTP 浓度恢复至病毒复制所需要的水平,实现成功感染。有趣的是,Vpx 仅存在于 HIV-2/SIV,在 HIV-1 中不存在 Vpx。如果我们让 HIV-1 慢病毒载体中携带 Vpx,是否能够提升其转导巨噬细胞的效率呢?
鲲石生物尹秀山等人改造基于 HIV-1 的第二代慢病毒载体质粒系统,一方面将 Vpx 结合基序插入到包封质粒 psPAX2 Gag 的 C 端形成 psPAX2-mut 质粒,另外一方面将 Vpx 基因插入到包膜质粒 pMD2G 上形成 pMD2G-Vpx 质粒,以允许 Vpx 与 VSV-g 包膜蛋白共表达。pMD2G-Vpx 和 psPAX2-mut 转染 293T 细胞生成包封有 Vpx 的慢病毒颗粒,其对人巨噬细胞的感染效率可达到 74%,与此相反,常规包膜质粒 pMD2G 和 psPAX2 在 293T 细胞中生产的慢病毒颗粒感染原代人巨噬细胞的效率仅有 3%。此外,在 Vpx-慢病毒感染的原代人巨噬细胞中还发现 SAMHD1 含量发生显著下降[1]。
Michael Klichinsky 等人在第三代慢病毒载体质粒系统(pVSV-G/pRSV-Rev/PMDL-CHP6)中额外添加 pVPX 质粒,与携带 CAR 基因的慢病毒表达质粒,构成 5 质粒包封系统,共转染 293T 细胞,产生携带 Vpx 的慢病毒。Vpx-慢病毒可成功感染 THP-1 细胞,制备 CD3ζ-CAR-M 细胞,靶向 CD19/HER2/MSLN 细胞,表现出抗原特异性的吞噬活性[2]。
1.2
腺病毒载体
腺病毒载体是首个应用于人体的基因递送载体,由腺病毒(adenoviral)改造而成。腺病毒属于无包膜病毒,其病毒衣壳呈典型的二十面体对称结构,由 252 个病毒衣壳粒组成;这些衣壳粒又分为两类,分别是 240 个六邻体(hexons)和 12 个五邻体(pentons)。每个五邻体的末端会延伸出细长的纤突蛋白(fiber protein),该蛋白顶端的球形结构被称为纤突结(fiber knot),而纤突结(fiber knob)的核心功能是与宿主细胞表面的吸附受体相结合。
腺病毒家族目前有 52 个已知血清型,分为 6 个亚群。目前最常用的腺病毒载体为 Ad5,即血清型为 5 的腺病毒,属于 C 亚群。各个血清型纤突结的编码序列存在很大差异,正是这些差异导致不同血清型的腺病毒识别不同的吸附受体。B 组腺病毒(Ad35 等)采用 CD46 作为吸附受体,而其他各种组腺病毒均采用 CAR(coxsackievirus-adenovirus receptors)作为其吸附受体。原代人巨噬细胞表面高表达 CD46,恰好是 B 组腺病毒的吸附受体,因此,将 Ad35 型腺病毒的纤突结插入到 Ad5 腺病毒中,获得一种"改外壳"的腺病毒杂合载体 Ad5F35。Michael Klichinsky 等人使用 Ad5F35 嵌合病毒载体转导原代人巨噬细胞,成功在细胞表面高效表达 CD3ζ-CAR。
腺病毒的基因组为线性双链 DNA,其末端带有 ITR 序列(即长倒置末端序列),紧邻 ITR 序列的是包装信号 Ψ。从功能划分来看,腺病毒基因组主要包含两类基因:一类是病毒 DNA 复制前期表达的 E1a、E1b、E2a、E2b、E3、E4 基因,它们负责编码病毒调节蛋白;另一类是 DNA 复制后期表达的 L1~L5 基因,主要编码病毒结构蛋白。
在第一代腺病毒载体中,基因组的 E1/E3 区域被删除,这部分缺失区域成为外源靶基因的插入位点。其中,E1 基因为腺病毒复制所必需,删除 E1 后,腺病毒便无法完成自身复制;而 E3 基因编码的蛋白,主要通过改变抗原呈递、抑制细胞因子及触发凋亡等方式破坏宿主细胞的免疫反应,且该基因并非腺病毒复制的必需条件,因此删除 E3 可减少宿主的免疫反应。与慢病毒相比,腺病毒基因组不会整合到宿主基因组中,其感染宿主细胞后,能快速启动基因表达。
目前广泛应用的腺病毒包装系统主要包括 pAdEasy 系统与 pAdMax 系统。其中,pAdEasy 系统由三部分构成:一是携带外源靶基因的穿梭质粒,二是携带腺病毒基因组的骨架质粒,三是作为宿主的原核细胞(BJ5183)。该系统的包装流程为:先将线性化后的穿梭质粒与环状骨架质粒共同转化至 BJ5183 感受态细胞中,借助同源重组机制,使外源靶基因整合到腺病毒基因组内,从而获得重组腺病毒基因组;最终,将线性化的重组腺病毒基因组质粒转染至 HEK-293 细胞,即可包装得到携带外源基因的重组腺病毒。与依赖同源重组的 pAdEasy 系统不同,pAdMax 系统利用 Cre-loxP 或 FLP-frt 位点特异性重组酶介导重组过程:将穿梭质粒与骨架质粒共转染至 HEK-293 细胞后,通过上述重组酶的作用,两种质粒在细胞内发生特异性重组,进而包装形成重组腺病毒。
除上述两种主流系统外,Michael Klichinsky 等人还采用了第三种腺病毒包装系统。该系统通过酶切连接的方式,直接将外源基因插入腺病毒基因组质粒中,待腺病毒重组质粒线性化后转染至 HEK–293 细胞,最终成功包装出携带 CAR 基因的 Ad5F35 嵌合腺病毒。
1.3
PBMC-CAR-Mac 生产工艺
我们前面提到,基于患者 PBMCs 制备的 CAR-PMac 药物,可分为 CAR-Macrophage 和 CAR-Monocytes,其对应的药物代表分别为 Carisma 开发的 CT0508 和 CT0525。CT0508 是 Carisma 公司利用 Ad5F35 嵌合腺病毒载体制备的一款靶向 HER2 的 离体 CAR-M 药物,也是全球首款进行临床试验的 CAR-M 药物,那它是如何被生产出来的呢?首先,需要从患者外周血中采集白细胞。从外周血中采集白细胞时,需要提前注射非格司亭(粒细胞集落刺激因子),剂量为 10μg/kg/每天,持续注射 4 天,旨在进造血祖细胞迁移至外周血中,提升单核细胞数量。接着,从采集到的白细胞(主要成分为 PBMCs)中分离出 CD14+单核细胞,并且在 GM-CSF(粒细胞-单核细胞集落刺激因子)刺激下,使单核细胞分化为巨噬细胞。最后,使用制备好的携带 CAR 基因的 Ad5F35 腺病毒颗粒转导巨噬细胞,使其细胞表面成功表达 HER2-CAR,便得到最终的 CAR-M 药物。从血液采集到冻存 CAR-M,整个生产工艺周期为 7 天。此外,在旧文康德赛|巨噬细胞的GMP级别生产与mRNA技术改造,我们曾详细介绍过 PBMCs 来源的 GMP 级别巨噬细胞制备所需的设备和工艺流程,感兴趣的朋友可以回顾查阅。CT0525 是对 CT0508 工艺的一种简化升级,不需要在体外将采集到的单核细胞分化为巨噬细胞,而是直接用携带 CAR 基因的 Ad5F35 腺病毒颗粒转导单核细胞,然后,将表达 CAR 的单核细胞回输至病人体内,让其自行在体内分化为 CAR-M 巨噬细胞。
1.4
IPSC-CAR-Mac 生产工艺
诱导多能干细胞(iPSC)是通过对已分化的体细胞进行重编程,使其回到多能状态,从而具备自我更新能力和分化为不同细胞类型的潜力。2020 年,赛元生物张进团队开启利用 iPSC 制备 CAR-iMac 的研究,其制备工艺主要分为以下三大核心步骤[3]:
第一步:健康供体 PBMCs 重编程为 iPSCs 。首先,通过电转将编码重编程因子的游离型质粒导入来自健康供体的 PBMCs 中,启动重编程过程;随后,需逐步更换培养基,从初始的 H3000+CC100 培养基过渡至 E8 培养基(无饲养层 iPSCs 专用培养基),以适应 iPSCs 的生长需求;通常在电转后 15~25 天,可在培养体系中观察到 iPSC 克隆,此时需挑取形态良好的克隆进行后续培养;长期培养过程中,采用 Matrigel Matrix(来源于天然胞外基质成分)作为培养基质,为 iPSCs 提供贴近体内的生长微环境,维持其多能性。
第二步:携带 CAR 基因的慢病毒感染 iPSCs 。首先,将 pMD2G、psPAX2 两种辅助质粒与携带 CAR 基因的穿梭质粒共同转染 HEK-293 细胞,包装出携带 CAR 基因的重组慢病毒;待慢病毒包装完成并测定滴度合格后,使用该慢病毒感染已获得的 iPSCs,使 CAR 基因稳定整合至 iPSCs 基因组中,获得 CAR-iPSCs。
第三步:CAR-iPSCs 分化为巨噬细胞该步骤是将 CAR-iPSCs 定向诱导为功能成熟的巨噬细胞。赛元生物曾公开相关专利《一种用于干细胞分化成巨噬细胞的培养基及方法》,其核心技术是在培养过程中通过依次更换六种专用培养基,模拟巨噬细胞体内发育的微环境信号,逐步引导 CAR-iPSCs 经历诱导中胚层、造血干细胞定向分化、髓系细胞扩增、单核细胞分化等阶段,最终分化为具有靶向杀伤功能的 CAR-iMac(CAR 修饰的诱导多能干细胞来源巨噬细胞)。
1.5
Edited CAR-Mac 生产工艺
旧文,我们介绍的重点在于如何通过 CAR 设计来增强巨噬细胞的抗肿瘤活性,但是,CAR-Mac 回输至病人体内后,在肿瘤微环境中容易转变为抑炎型巨噬细胞,进而失去抗肿瘤功能。此外,CAR-IPSC 在分化为成熟巨噬细胞的过程中,也可能很难保证持续的促炎表型。因此,赛元生物张进团队利用 CRISPA 基因编辑技术对于 IPSC 的代谢通路或者表面受体进行改造,使其可维系长久的促炎活性,增强抗肿瘤活性。目前,张进团队在开发 Edited CAR-Mac 方向上做了两方面的尝试:
(1)衣康酸通过烷基化使得 KEAP1 失活,促进 NRF2 的积累和核转位,最终抑制促炎基因的转录,增强抗氧化基因的转录,而 ACOD1 是负责衣康酸产生的唯一酶。张进等人在 CAR-iMac 中发现敲除 ACOD1 基因会降低免疫代谢物衣康酸盐的水平,使 KEAP1 能够阻止 NRF2 进入细胞核以激活抗炎程序,从而实现更持久的促炎状态,增强释放 ROS,提升吞噬活性和细胞毒性[5]。
(2)唾液酸(Sialic acid)是一种带负电荷的 9 碳糖,在肿瘤细胞表面高表达,并且能够将其分泌到 TME。大多数免疫细胞表面表达 Siglecs(唾液酸结合受体),识别结合肿瘤细胞表面的唾液酸后会传递免疫抑制信号。赛元生物张进团队发现 MSLN-CAR-iMac 在分化和成熟过程中,Siglecs 家族成员的基因表达水平显著上升,这些高表达的 Siglecs 成员与肿瘤细胞表面的唾液酸结合后,会抑制 CAR-iMac 的激活和吞噬活性。他们利用基因编辑技术将 CAR-IPSC 细胞中的 Siglec-5 和 Siglec-10 基因双敲除,待其历经 28 天分化为成熟的巨噬细胞 DK-CAR-iMac,发现其 M2 型巨噬细胞比例显著降低,而对肿瘤细胞的吞噬活性和毒性得到显著增强[4]。
1.6
质量控制
在 CAR-M 药物回输患者之前,需对其质量进行严格检测。在 CT0508 的Ⅰ期临床试验中,流式细胞术检测结果显示:CAR-M 细胞的平均活率达 86.39%,平均纯度达 86.78%,CAR 的平均转导效率达 79.28%。为评估 CT0508 的杀伤活性,研究采用了两种对该 CAR-M 药物敏感性不同的肿瘤细胞系。结果表明,CT0508 对过表达 HER2 的人乳腺癌细胞系 AU565 表现出强烈的杀伤活性,而对过表达 HER2 的人卵巢癌细胞系 SKOV3 则表现出较弱的杀伤活性。研究将 CT0508 的吞噬活性定义为表达 GFP 的靶细胞在巨噬细胞中的占比。实验发现,与未表达 CAR 的对照组巨噬细胞相比,CT0508 与 AU565 或 SKOV3 共孵育后,均表现出显著的吞噬活性。
单细胞转录组学(scRNA-seq)分析促炎基因表达水平显示,相较于未表达 CAR 的巨噬细胞,CT0508 呈现出明显的促炎极化特征。此外,与其他非特异性抗原(如 MSLN)刺激相比,在 HER2 抗原刺激下,CT0508 能分泌更高水平的促炎细胞因子和趋化因子。利用可同时检测转录组与细胞表面蛋白的单细胞测序技术 CITE-seq,对 CT0508 及其前体单核细胞进行分析,结果再次证实 CT0508 已彻底分化为促炎型巨噬细胞。
2
体内 CAR-M 药物工艺(In vivo)
2022 年 1 月 7 日,美国宾夕法尼亚大学佩雷尔曼医学院的 Jonathan A. Epstein 等人在 Science 上发表文章:CAR T cells produced in vivo to treat cardiac injury ,他们采用 T 细胞靶向性的 CD5-LNP 递送 FAP-CAR-mRNA(靶向成纤维活化蛋白),将其注射到心力衰竭小鼠模型中,从而在小鼠体内产生瞬时有效的 CAR T 细胞群,使其能够消融病理性激活的成纤维细胞,从而减轻心脏纤维化,修复损伤后的心脏功能。这项研究正式开启了体内 CAR-T 研究的热潮,同时,考虑到体内高丰度的巨噬细胞,也有人开始尝试如何在体内高效生成 CAR-M,利用其抗原特异性的吞噬效应,更好地攻克实体瘤。
2.1
外泌体靶向递送 CAR-mRNA
在小鼠肺癌组织内发现大量浸润的巨噬细胞,包括肿瘤相关巨噬细胞(TAM)和肺泡巨噬细胞(AM)。基于这一点,中山大学附属第五医院黄曦团队想在小鼠肺部原位生成 MSLN-CAR-M 细胞,以靶向 MSLN 阳性的肺癌细胞,达到抑制肿瘤生长的治疗效果。他们选择将 MSLN-CAR mRNA 递送至肺癌组织内的巨噬细胞中,那么,就必须找到一种高效精确的递送载体。
2018 年,苏黎世联邦理工学院 Ryosuke Kojima 等人开发了一种包封特定 mRNA 的 EXOtic 外泌体递送系统—实现在工程化的哺乳动物细胞中高效、可定制地生产设计外泌体。EXOtic 系统由 RNA 包装系统、靶向系统及胞质递送辅助系统构成。RNA 包封系统由 C/D box RNA 结构元件与古细菌核糖体蛋白 L7Ae 组成,其机制为:嵌入到 CAR-mRNA 3'UT 序列中的 C/D box RNA 结构元件与与 L7Ae(与外泌体最为广泛的标记物 CD63 融合表达)特异性结合,从而使得 CAR-mRNA 被包封进入外泌体。靶向系统由能够与靶细胞表面受体发生特异性结合的 scFv 与跨膜蛋白 lamp2b 融合表达而成。胞质递送辅助系统由 Cx43-S368A(Cx43 突变形式,具有长久活性)构成,其机制为:富集于外泌体表面的 Cx43(间隙连接蛋白)会形成六聚体通道,这将有利于 mRNA 从外泌体转移至靶细胞细胞质[6]。
基于 EXOtic 外泌体靶向递送系统,黄曦团队构建了三种慢病毒表达质粒:anti-CD206-LAMP2-neo(新霉素)负责外泌体靶向 M2 巨噬细胞表面标记物 CD206;CD63-L7Ae-P2A-Cx43S68A-Hygro(潮霉素)负责外泌体包封 mRNA 及胞质释放 mRNA;MSLN-CAR-C/D box-Puro(嘌呤毒素)负责转录 C/D box 元件的 CAR-mRNA。将上述质粒分别与慢病毒包装辅助质粒共转染 293T 细胞,能够产生三种携带不同抗生素标签的重组慢病毒。随后,用三种慢病毒依次转导 HEK293T 细胞,在进行下一轮病毒转导之前,完成每一轮转导成功克隆的筛选,最终得到能够稳定产生 MSLN-CAR mRNA@aCD206 sEVs 的单克隆细胞系。将获得的单克隆细胞系在含有无外泌体胎牛血清的 DMEM 培养基中扩增 2 天。之后,收集细胞培养上清液,并使用差速离心从培养基中分离得到 MSLN-CAR-mRNA@aCD206 sEVs,由此制备出一种可靶向 M2 巨噬细胞、内部包封 MSLN-CAR-mRNA 的外泌体制剂。
考虑到静脉注射导致 sEV 主要在肝脏和脾脏中积累,研究人员将 CARmRNA@aCD206 sEV 外泌体通过吸入式给药递送至 MLSN 阳性的肺癌小鼠模型体内,结果显示,CARmRNA@aCD206 sEV 具备良好的肿瘤浸润能力,聚集在肺部肿瘤组织内,凭借 CD206 scFv 的靶向性,能够将 CAR mRNA 精准递送给巨噬细胞,促使原位 MSLN-CAR-M 巨噬细胞的产生,在 CAR 介导下靶向吞噬 MSLN 阳性肿瘤细胞,触发适应性免疫反应,有效抑制肿瘤生长[7]。
2.2
去核间充质干细胞靶向递送 CAR-Plasmid
多形性胶质母细胞瘤(GBM)是最具侵袭性的颅内肿瘤之一,目前尚无有效的治疗方法。在 GBM 肿瘤组织内,浸润性小胶质细胞/巨噬细胞(GAM)比例占到 30%~50%。基于这一点,郑州大学史进进等人利用去核间充质干细胞(eMSCs)将 CD133-pCAR 质粒递送至颅内胶质瘤部位,原位生成 CAR-M 细胞,达到抑制肿瘤生长的目的。具体来说,该治疗方法包括两个核心要点:
第一,设计 CD133-CAR 结构。与正常组织相比,GBM 组织高表达 CD133,且 CD133 水平与病人存活率呈负相关,说明 CD133 可作为肿瘤治疗的理想靶标。
第二,去核间充质干细胞作为编码 CD133-pCAR 的递送载体,以自身凋亡实现巨噬细胞的精准靶向递送。eMSCs在细胞核移除后仍保持固有的肿瘤趋向迁移能力,但是,无法长期生存,大约在 60 小时活性后即启动程序性细胞凋亡。该凋亡过程以磷脂酰丝氨酸(PS)外翻和表面暴露为特征,产生特异性"吞噬信号"从而促进巨噬细胞高效识别。
采取细胞松弛素 B 处理小鼠脂肪源性间充质基质细胞(MSCs),通过梯度超速离心获得 eMSCs。首先,将 CD133-pCAR 质粒、Zn2+离子及 NLS(核定位序列肽)混合以制备 NP/pCAR,然后,将 NP/pCAR 与 eMSCs 孵育便可获得包封 pCAR 的 eMSCs。
值得一提的是,他们还使用 LNP 递送 pCAR,LNP 配方由可电离脂质 DLin-KC2-DMA,辅助脂质 DSPC,胆固醇,PEG 2000-DSPE 构成。然而,在原位胶质细胞瘤小鼠模型中,静脉注射 eMSC/pCAR 要比 LNP/pCAR 表现出更高的递送效率,更加显著的抗肿瘤效果。
2.3
甘露糖修饰 LNP 递送 CAR-mRNA
胰腺导管腺癌(PDAC)占所有胰腺癌病例的 90% 以上,且其五年生存率低于 10%。PDAC一个关键病理特征是广泛的纤维化。超过 90% 的 PDAC 组织由非肿瘤细胞组成,包括癌症相关成纤维细胞(CAFs)、肿瘤相关巨噬细胞(TAMs)和细胞外胶原 。这些成分形成一道致密的 “壁垒”,包裹并浸润胰腺癌细胞,阻碍药物渗透和免疫细胞浸润,进而导致耐受肿瘤药物。活化的 CAFs 被认为是维持纤维化屏障最重要的细胞,同时,也是细胞外胶原的主要来源。针对活化 CAFs 的 CAR-T 疗法在心力衰竭(心脏纤维化)中已显示出治疗潜力。然而,由于免疫抑制性的肿瘤微环境,CAR-T 在克服实体瘤中的纤维化和治疗屏障方面仍面临重大挑战。
FAP(成纤维细胞激活蛋白-α)是激活 CAFs 的特异标志物,其高表达与患者预后负相关,因此,FAP 是清除纤维化屏障的理想靶点。中国药科大学杨勇/王文广/李娴静团队希望在体内原位生成靶向 FAP 的 CAR-M 细胞,高效清除掉 CAFs,从而降低肿瘤纤维化屏障,增强化疗药物和免疫治疗对 PDAC 的敏感性。
鉴于 CD206 是 M2 巨噬细胞表面的甘露糖受体,因此,他们选择在 LNP 配方中加入甘露糖,制备甘露糖修饰的脂质体(MLNP),递送 FAP-CAR mRNA,特异性靶向 M2 巨噬细胞,从而原位生成靶向 FAP 的 CAR-M 细胞。在 PDAC 皮下荷瘤小鼠模型或者原位 PDAC 小鼠模型中,静脉注射 FAP-CAR-mRNA-MLNP+吉西他滨(GEM)或者 PD1 可显著抑制肿瘤生长,延长生存期。
3
小结
在商业化过程中,CAR-M 药物首先选择的工艺路线是离体制备,原因在于在体外用病毒载体将 CAR 基因递送至巨噬细胞的难度较小,并且,病毒载体生产和细胞培养的工艺相当成熟。此外,体外生成的 CAR-M 药物更容易对其进行质量控制,保证均一性。然而,体外 CAR-M 药物的制备是针对每一个病人个体的,无法实现大规模的通用性制备,耗费的人力物力巨大。病人自身的健康状态也会影响体外 CAR-M 的最终质量。相反,In vivo CAR-M 制备,是可以规模化生产和存储的现货型药物,极大降低了生产成本,提升了生产效率。只要能够解决 LNP 靶向递送的问题,基于 mRNA 技术的体内 CAR-M 药物一定会成为未来免疫细胞疗法的经典范例。
参考文献:
Enhanced infection efficiency and cytotoxicity mediated by vpx-containing lentivirus in chimeric antigen receptor macrophage (CAR-M).
Human chimeric antigen receptor macrophages for cancer immunotherapy.
A second-generation M1-polarized CAR macrophage with antitumor efficacy.
Targeted glycan degradation potentiates cellular immunotherapy for solid tumors.
Metabolic Reprogramming via ACOD1 depletion enhances function of human induced pluripotent stem cell-derived CAR-macrophages in solid tumors.
Designer exosomes produced by implanted cells intracerebrally deliver therapeutic cargo for Parkinson’s disease treatmen.
Lung metastasis and recurrence is mitigated by CAR macrophages, in-situ-generated from mRNA delivered by small extracellular vesicles.
In vivo generation of CAR macrophages via the enucleated mesenchymal stem cell delivery system for glioblastoma therapy.
In vivo FAP-CAR macrophages enhance chemotherapy and immunotherapy against pancreatic cancer by removing the fibrosis barrier.
识别微信二维码,添加生物制品圈小编,符合条件者即可加入
生物制品微信群!
请注明:姓名+研究方向!
版
权
声
明
本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的,且明确注明来源和作者,不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com),我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观不本站。