HG-202

简要总结 国内在多碱基、多位点精准编辑领域已形成从学术研发到临床转化的完整布局，核心攻关方向聚焦于编辑窗口的灵活可控与多种碱基类型的同时编辑，以突破传统单点编辑工具对复杂罕见病致病突变的覆盖局限。北京大学伊成器团队开发的AIM平台通过特殊设计的成环引导RNA（LF-gRNA）在目标RNA上诱导单链环区，实现了编辑窗口的动态可调，并基于工程化TadA脱氨酶变体开发出AIM-A、AIM-C及AIM-A&C三大模式，可分别执行A-to-I、C-to-U以及A和C同时编辑，成功在囊性纤维化和杜氏肌营养不良模型中通过双腺苷同时编辑实现提前终止密码子通读。北京大学魏文胜团队开发的LEAPER系列经过三代演进，LEAPER 3.0利用AlphaFold 3结构预测指导的双凸起设计，通过重塑内源ADAR酶与RNA的结合模式打破编辑盲区并抑制旁观者脱靶，在杜氏肌营养不良、Usher综合征及α-1抗胰蛋白酶缺乏症模型中实现了单碱基精度编辑。华东师范大学李大力团队系统开发了hyA&C-BEmax、eA&C-BEs等双碱基编辑器，能够实现同一窗口内C-to-T与A-to-G的同时高效转换，并在斑马鱼胚胎中完成体内验证。在产业化层面，上海科技大学陈佳团队开发的正序生物tBE平台采用"锁-钥匙"机制消除脱靶，其CS-101注射液已实现β-地中海贫血和镰刀型细胞贫血病患者100%输血独立；辉大基因的HG-PRECISE平台融合AI驱动的微型碱基编辑器与高保真Cas12/Cas13核酸酶，四项临床阶段项目获得八项FDA孤儿药及罕见儿科疾病认定；尧唐生物的YolBEs系列通过AI引导的腺嘌呤脱氨酶从头进化实现了更窄编辑窗口与灵长类动物验证，已进入临床试验。中科院遗传发育所高彩霞团队开发的PCE可编程染色体工程系统则从另一维度实现了千碱基至兆碱基级大片段DNA的无痕精准操作，可弥补碱基编辑器无法应对的结构变异类致病突变。这些平台共同构建了涵盖RNA水平可逆编辑、DNA水平单/双/三碱基同时转换及染色体规模结构重排的多维度编辑工具体系，系统性地拓展了罕见病致病突变的可靶向范围。 1. 多碱基、多位点精准编辑能力拓展：从单点操作到多维操控1.1 基因编辑技术的演进脉络：从单点突破到多维协同 过去十年间，可编程基因编辑技术经历了一场深刻变革。CRISPR-Cas9系统率先实现了基因组特定位点的靶向切割，为分子生物学研究打开了全新局面。然而，非同源末端连接（NHEJ）修复路径的随机性以及同源定向修复（HDR）的低效率，使其在需要精确修正点突变的治疗场景中受到天然局限——而点突变正是罕见遗传病最主要的致病变异类型。 2016年首次报道的碱基编辑（base editing）技术标志着一次范式转换：通过将催化失活的Cas9切口酶（nCas9）与单链DNA脱氨酶融合，研究者实现了无需双链断裂即可完成的碱基直接化学转化。第一代胞嘧啶碱基编辑器（CBE）可将C•G转换为T•A，随后问世的腺嘌呤碱基编辑器（ABE）则实现了A•T到G•C的转变。然而，这些工具本质上仍是单点、单类型的编辑手段——每种编辑器在同一靶向事件中只能操纵一类核苷酸，且编辑窗口相对固定，序列上下文依赖性也制约了其通用性。 近年来，该领域已逐步迈向多维操控的新阶段：即在同一靶向区域内，对多个位点、多种类型的碱基实施精准编辑，且在空间和时间维度上实现可控调节。这一演进可沿三个相互关联的轴向来理解： 操控维度 第一代碱基编辑器 多维拓展方向 碱基类型多样性 单一类型（仅C或A） 双碱基（A+C同时编辑）、多碱基组合 空间范围 固定狭窄窗口 灵活可调、可拓展或精确收窄的编辑窗口 位点多重性 每次靶向仅编辑单个核苷酸 同一靶标区域内多个核苷酸并行编辑；多个基因组位点协同编辑 这一演进并非简单的数量扩展，而是一次质的飞跃：它使得复杂致病突变的修正成为可能——包括复合杂合变异、相邻多核苷酸改变、以及需要同时编辑多个碱基才能实现通读的提前终止密码子——这些在罕见病突变谱中占据显著比例，却超出了单点编辑工具的能力边界。1.2 核心概念界定：多维编辑能力的内涵 多碱基编辑指单一编辑系统在同一靶向事件中对两种或以上不同类型核苷酸实施化学转化的能力。早期双碱基编辑器如A&C-BEmax系统，将胞嘧啶脱氨酶与腺嘌呤脱氨酶同时融合至nCas9，在人类细胞中实现了同一等位基因上C-to-T与A-to-G的同步转换，效率最高可达30%。后续研究进一步将此类双碱基编辑策略拓展至丝状真菌等非传统模式生物，验证了其跨物种适用性。与此同时，研究者还开发了基于双引导RNA介导的并行转换策略，可在同一靶标区域同时实现C&G-to-T&A以及A&T-to-G&C的多碱基变换，从而进一步扩展了编辑类型的组合空间。 灵活编辑窗口是多维编辑能力的第二项关键维度。传统碱基编辑器的编辑窗口受限于Cas9-sgRNA复合体与脱氨酶结构域之间的固定空间关系，窗口位置和宽度均难以调节。研究者通过两种互补策略来突破这一瓶颈：一是窗口拓展，通过在不同位置嵌入脱氨酶结构域来移动和拓宽可及窗口；二是窗口收窄与精度提升，使编辑活性更集中地作用于目标碱基，从而降低旁观者效应。这些策略为针对不同靶标序列定制化调控编辑窗口提供了技术基础。 多种碱基类型的同时编辑是第三个核心能力，也是最具变革潜力的突破。在同一靶向事件中引入不同类型的核苷酸变化——如C-to-T与A-to-G并行——使得修正那些在邻近位置同时包含多种突变类型的复杂致病等位基因成为可能。这种能力对于应对罕见病的分子异质性至关重要，因为复合突变往往跨越相邻密码子或调控元件中的不同碱基类型。1.3 突破单点编辑限制对罕见病治疗的迫切意义 超越单点编辑的迫切性植根于罕见遗传病的分子流行病学特征。公共突变数据库中的大量致病性变异无法通过单一碱基转换予以修正： 复合突变与相邻多核苷酸变异是突出的挑战。许多致病等位基因在近距离内包含多个核苷酸改变，需要同时修正才能恢复功能。传统的单点编辑器对这类情形无能为力，而双碱基编辑器或多重编辑策略则提供了可行的技术路径。 突变谱的高度异质性进一步凸显了工具灵活性的重要。同一种罕见病往往由数十乃至数百种不同类型的突变引起，涵盖各类单核苷酸替换及小片段插入缺失。一套能够灵活组合、适配不同突变类型的编辑工具包，是应对此类复杂疾病谱系的前提。 提前终止密码子（PTC）是另一类亟待多维编辑工具介入的致病突变类型。PTC在所有遗传病致病突变中占有相当比例，其中部分终止密码子（如UAA）含有多个相邻腺嘌呤，需要同时编辑两个A碱基才能高效实现通读。单点A-to-I编辑器无法独立完成这一任务，而具备多位点并行编辑能力的系统则可以直接应对这一挑战。 多重基因组位点的协同编辑需求也在不断增长。最新开发的基于RNA适配体的多重正交碱基编辑器（MOBE）系统，有效解决了双碱基编辑中向导RNA“串扰”的难题，实现了对不同基因组位点的同时且精准的独立编辑，为需要多基因协同调控的复杂疾病治疗开辟了新途径。1.4 实现多维编辑的技术架构 从单点编辑到多维编辑的跃迁，依托于若干差异化的技术架构： 融合蛋白架构是最为直接的实现路径。双碱基编辑器将胞嘧啶脱氨酶和腺嘌呤脱氨酶共同融合至nCas9蛋白，实现了单链向导RNA引导下的A/C同步编辑。此类系统的优势在于结构紧凑、组分明确，便于递送和临床应用转化。模块化设计策略进一步提升了其灵活性，使编辑组件可根据靶标特征进行定制化组合。 多重向导RNA架构则通过引入正交的RNA识别元件来规避不同编辑模块之间的相互干扰。MOBE系统利用RNA适配体替代传统的向导RNA-蛋白质直接结合方式，实现了在多个独立基因组位点上同时执行不同类型的碱基编辑操作，大幅拓展了多重编辑的通量和精度。 双引导RNA并行架构为同一靶标区域内的多碱基变换提供了另一条路径。通过设计两条互补的引导RNA，可在重叠或相邻的编辑窗口内分别引导不同类型的碱基转换，实现C&G-to-T&A或A&T-to-G&C的并行编辑，显著丰富了可用的碱基变换组合。 这些技术架构的涌现，标志着基因编辑工具正从“专一工具”向“可编程平台”演进——编辑窗口的大小和位置可调、碱基类型可组合、靶向位点可多重，为应对罕见病致病突变的多样性和复杂性提供了前所未有的技术弹性。1.5 小结与展望 多碱基、多位点精准编辑能力的拓展，代表了基因编辑技术从单一维度向多维协同操控的战略升级。双碱基编辑器的日趋成熟、灵活编辑窗口的定制化调控、以及多重正交编辑系统的成功开发，共同构成了这一升级的技术支柱。这些进展的直接临床意义在于：罕见遗传病中大量因复合突变、多位点变异或终止密码子引入而导致的致病等位基因，正逐步从“不可靶向”转变为“可精准修正”的目标。 当然，多维编辑工具在编辑效率、脱靶效应控制和体内递送等方面仍面临持续优化的需求。未来，随着人工智能辅助的蛋白质工程、新型递送载体以及更精准的向导RNA设计策略的深度融合，多碱基、多位点精准编辑有望成为罕见病基因治疗领域的基础性技术能力，为更多患者提供从根源上修正致病突变的治疗选择。2. AIM平台：北京大学突破RNA多位点、多类型碱基精准操纵2.1 平台概述与研究背景 2026年1月2日，北京大学生命科学学院伊成器课题组在《自然·生物技术》（Nature Biotechnology）在线发表了题为“Single-strand deaminase-assisted editing for functional RNA manipulation”的研究论文，首次报道了AIM（adjustable RNA information manipulation）平台。该平台从根本上突破了传统RNA碱基编辑工具“单点编辑”的局限性，实现了在指定RNA区域内对不同数量、多种类型碱基的可控与精准操纵。可编程RNA编辑因不改变基因组序列且具有可逆性，在基础研究与疾病治疗中展现出独特优势，但此前开发的工具大多仅能催化单个核苷酸的转换，难以应对涉及多核苷酸的复杂调控。AIM平台的建立，为RNA功能解析与疾病干预提供了强大的底层技术支撑。 研究依托北京大学生命科学学院、基因功能研究与操控全国重点实验室、核糖核酸北京研究中心以及北大-清华生命科学联合中心完成，获得国家自然科学基金（批准号：22425071、22337001）、北京市科学技术委员会、中国农业农村部、新基石科学基金会和核糖核酸北京研究中心等项目的资助，国家蛋白质科学基础设施-北京基地北大分中心提供了重要支持。 2.2 平台架构：dCas13、工程化TadA脱氨酶与LF-gRNA AIM平台由三个核心元件组成： 1.RNA靶向的dCas13蛋白：酶活缺陷型Cas13（dCas13）负责将编辑系统特异性引导至目标转录本，提供序列识别而不切割RNA链。 2.单链RNA脱氨酶TadA：天然偏好单链RNA底物的腺苷脱氨酶，通过理性蛋白质设计获得一系列TadA变体，赋予平台不同的碱基编辑能力。 3.特殊设计的可成环向导RNA（loop-forming gRNA，LF-gRNA）：LF-gRNA通过与靶RNA互补配对，在目标位点诱导形成一个局部单链“环区”，使其中碱基充分暴露，成为脱氨酶的有效底物；环区两侧则与靶RNA形成双链结构，阻止非目标位点的脱氨。 这一设计巧妙地将编辑特异性、窗口可调性与多底物兼容性整合于单一核糖核蛋白复合体中。改变LF-gRNA所诱导的单链环区大小，即可灵活控制编辑窗口的尺寸，从而实现对编辑位点数量和范围的精确调控。2.3 三种编辑模式与TadA变体的理性设计 为拓展编辑能力，研究团队对脱氨酶TadA进行了系统的理性设计，获得了一系列具有不同底物偏好的变体，进而构建出三类AIM系统： 编辑系统 碱基转换类型 化学过程 关键TadA变体 AIM-A / AIM-Amax A → I（读取为G） 腺苷脱氨为肌苷 针对腺苷优化的TadA变体 AIM-C / AIM-Cmax C → U 胞苷脱氨为尿苷 针对胞苷活性改造的TadA变体 AIM-A&C / AIM-A&Cmax A → I 且 C → U 同时进行 腺苷与胞苷共脱氨 兼具双底物特异性的TadA变体 其中，“max”系列代表经迭代优化获得的高催化效率版本。AIM-A&C系统尤为突出：虽然DNA层面的双碱基编辑器（同时实现C→T和A→G）已有报道，但AIM在RNA水平以单一工程化TadA变体即实现了A和C的同时编辑，显著简化了效应器组成，降低了分子尺寸。相比于早期的RNA编辑工具REPAIR（仅限A→I）和RESCUE（拓展至C→U，但未实现可控窗口下的同步双编辑），AIM首次将A→I、C→U及A+C共编辑三种功能集成于同一体系，并允许通过LF-gRNA独立调节编辑窗口大小，代表了RNA操纵能力的质的提升。2.4 LF-gRNA介导的编辑窗口灵活调控 AIM的编辑窗口控制机制与DNA碱基编辑器截然不同。DNA编辑器中，编辑窗口通常由脱氨酶相对于Cas9–sgRNA–DNA R环的空间位置决定；而AIM则依赖LF-gRNA诱导的物理单链环区来界定可编辑的核苷酸范围。通过调节LF-gRNA中不参与靶标配对的成环序列的长度和位置，研究人员可以精确地扩展或收缩暴露的碱基数量，从而获得从单个核苷酸到多个相邻碱基的可变编辑窗口。 这种基于环区的窗口控制策略具有多重优势：窗口边界由两侧完全配对的刚性的双链结构严格定义，有效抑制了旁观者编辑；窗口大小与编辑化学类型（A→I、C→U或双编辑）可以独立编程，前者由LF-gRNA架构决定，后者由所选择的TadA变体决定。这种正交控制的设计理念，与DNA层面的编辑窗口调节策略（如通过内部嵌入脱氨酶结构域改变窗口位置，或通过融合DNA结合结构域调节窗口宽度）在概念上相通，但在实现机制上截然不同。2.5 治疗性验证：提前终止密码子通读与疾病模型 AIM的多位点编辑能力在提前终止密码子（premature termination codon，PTC）通读中展现出无可比拟的优势。约11%的人类遗传病致病突变由无义突变引入PTC，而UAA（赭石）终止密码子含有两个腺嘌呤，必须同时编辑两个A碱基才能将其转换为有义密码子，这一任务远超任何单点编辑工具的能力范围。 利用AIM-Amax系统，研究团队在同一密码子内成功实现了两个A碱基的同时编辑，使UAA转变为UGG（色氨酸），从而在多个转录本上实现了PTC的通读。在两种疾病模型中验证了治疗效果： ·囊性纤维化（CF）细胞模型：靶向含有UAA PTC的CFTR转录本，经AIM-Amax处理后，检测到全长CFTR蛋白的表达恢复以及氯离子通道功能的修复，表明AIM可在细胞水平上挽救囊性纤维化的分子病理。 ·杜氏肌营养不良（DMD）小鼠模型：在肌营养不良蛋白（dystrophin）转录本的UAA PTC位点实施双A编辑，受治小鼠中恢复了全长肌营养不良蛋白的表达，并伴有肌肉组织功能的改善。该体内实验证实，AIM能够在哺乳动物疾病模型中达到具有治疗意义的多位点RNA编辑水平。 上述结果确立了AIM在应对无义突变方面的独特价值，尤其是对于UAA型终止密码子，只有同时编辑两个相邻腺苷才能实现通读，这一应用场景是AIM区别于所有已有RNA编辑器的最显著特征。2.6 拓展应用：调控蛋白质翻译后修饰信息 除PTC通读外，研究团队还将AIM应用于操纵蛋白质翻译后修饰（post-translational modification，PTM）相关的RNA信息。蛋白质磷酸化是一种动态可逆的PTM，对蛋白稳定性、活性及相互作用具有重要调控作用。通过在RNA水平上改写编码关键磷酸化位点（如丝氨酸、苏氨酸或酪氨酸）的单个或相邻密码子，AIM能够在不改变基因组的前提下调节蛋白质稳定性。这一应用展示了RNA编辑从疾病纠正走向细胞信号网络可编程操控的概念拓展，对功能基因组学研究以及异常磷酸化驱动疾病的治疗均具有启示意义。2.7 安全性与特异性评估 研究团队从多个层面对AIM的特异性与安全性进行了系统评价： 评价维度 方法要点 主要结果 转录组范围脱靶 RNA-seq分析全局编辑事件 非靶向编辑事件处于低水平，未对全局基因表达产生显著影响 DNA层面脱靶 与阴性对照比较DNA编辑水平 无显著差异，证实编辑活性严格限于RNA层面 免疫原性 细胞与动物模型中检测免疫激活标志物 未检测到AIM诱导的免疫激活反应 这些结果共同表明，AIM平台兼具高靶标特异性和良好的安全性。其安全性优势来源于三个层面：编辑仅作用于RNA而不会永久改变基因组；LF-gRNA形成的侧翼双链区提供了空间位阻，有效降低脱靶；效应蛋白为dCas13-TadA融合体，不含额外免疫原性结构域。2.8 研究团队 该论文通讯作者为北京大学生命科学学院伊成器教授。共同第一作者为北京大学生命科学学院博士后庄元、生命科学学院2022级博士研究生朱擎国、前沿交叉学科研究院2020级博士研究生乌浩和2022级博士研究生林湘玥。团队构成体现了北京大学在生命科学与交叉学科领域的深度研究生培养体系。2.9 大片段DNA操作平台：PCE/RePCE与可编程染色体工程 在基因组编辑领域，实现染色体大片段DNA的精准操作一直是技术攻关的焦点。中国科学院遗传与发育生物学研究所高彩霞教授团队开发的“可编程染色体工程”（Programmable Chromosome Engineering, PCE）系统及其无痕变体RePCE，突破了传统Cre-Lox重组系统的限制，将编辑尺度从单个碱基拓展至染色体级别。 PCE系统的核心在于对经典Cre-Lox系统进行了三项关键革新。首先，为克服重组反应因Lox位点对称性而高度可逆的难题，团队构建了高通量筛选平台，通过理性设计开发了非对称的新型Lox变体，将逆反应活性降低了超过10倍，同时保持了高效的正向重组。其次，针对Cre重组酶四聚体结构复杂、难以改造的瓶颈，研究者利用其自主研发的“AiCE”（AI-informed Constraints for protein Engineering）人工智能平台，定向优化了Cre的多聚化界面，获得了工程化变体AiCErec，其重组效率提升至野生型Cre的3.5倍。最后，为了解决重组后残余Lox位点影响精确度的问题，RePCE系统创新性地引入了Re-pegRNA策略，利用先导编辑器（Prime Editor）对残留的Lox序列进行“再编辑”，精准将其替换回原始基因组序列，实现了真正无痕的大片段操作。 基于这些突破，PCE和RePCE平台在动植物细胞中展示了一系列从千碱基到百万碱基尺度的强大编辑能力。团队成功实现了长达18.8 kb大片段DNA的靶向整合、5 kb片段的完整替换、跨度达12 Mb的染色体倒位、4 Mb的染色体大片段删除以及整条染色体易位。在概念验证中，团队在水稻中精确实现了315 kb的染色体倒位，创制了抗除草剂种质，验证了其在农业育种中的巨大价值。这一技术体系不仅为作物遗传改良开辟了新路径，更为治疗由染色体结构变异引起的大型基因缺陷类遗传病提供了颠覆性的工具，标志着基因组编辑进入了染色体精准设计的时代。3. RNA编辑领域的多碱基精准操控：AIM平台突破单点编辑限制 在RNA层面实现碱基编辑，因无需永久改变基因组且具有可逆性，正成为遗传疾病治疗的重要方向。然而，传统RNA碱基编辑工具大多局限于“单点编辑”，难以应对涉及多个核苷酸的复杂突变。2026年1月2日，北京大学生命科学学院伊成器教授课题组在《自然·生物技术》上发表研究，建立了可调节RNA信息操纵平台AIM（adjustable RNA information manipulation），系统性地突破了上述限制，实现了在目标RNA区域内对多种类型和多个碱基的可控精准操纵。 AIM平台的核心架构由三部分组成：RNA靶向的dCas13蛋白、单链RNA脱氨酶TadA，以及特殊设计的可成环向导RNA（loop-forming gRNA, LF-gRNA）。其中LF-gRNA的设计是整个系统实现编辑窗口灵活控制的关键：它能在靶RNA上诱导形成一个局部单链“环区”，使环内的碱基充分暴露，成为脱氨酶的有效底物；同时，环区两侧与靶RNA互补配对形成的双链结构，可有效屏蔽非目标位点，避免脱靶编辑。通过调节LF-gRNA所诱导的单链环区大小，研究者能够自由控制编辑窗口的尺寸，从而在特定区域内实现多位点的同步编辑。 在碱基编辑类型方面，研究团队对TadA脱氨酶进行了蛋白质理性设计，获得了一系列功能各异的TadA变体，进而构建了三类AIM系统：AIMA/AIMAmax负责腺苷到肌苷（AtoI）的编辑；AIMC/AIMCmax执行胞苷到尿苷（CtoU）的编辑；AIMA&C/AIMA&Cmax则能同时完成AtoI和CtoU的双重编辑。这种“多位点、多功能”的特性，使得AIM平台可以在一套向导RNA的介导下，针对同一转录本上的多个致病相关位点实施组合式修正。 AIM的多位点编辑能力在提前终止密码子通读实验中展现出突出优势。利用AIMAmax系统，课题组在同一UAA终止密码子内同时编辑了两个腺苷，成功实现了多个转录本上UAA提前终止密码子的通读。在囊性纤维化细胞模型和杜氏肌营养不良（DMD）小鼠模型中，均检测到全长蛋白的重新表达及功能恢复，证实了这一策略在遗传疾病治疗中的潜力。此外，AIM还可用于蛋白质翻译后修饰调控，例如在RNA水平上改写关键磷酸化位点的密码子，从而调节目标蛋白的稳定性。 安全性评估显示，AIM在转录组水平的非靶向编辑事件发生率较低，且未对全局基因表达造成显著影响；在基因组层面，DNA编辑水平与阴性对照无显著差异；细胞和动物模型中也未观察到AIM引发的免疫激活反应。这些结果表明，AIM平台兼具高特异性和良好的生物安全性，为其向临床应用迈进提供了重要基础。 AIM平台的成功开发，标志着RNA碱基编辑从“单点修正”迈向“区域化多功能操控”，为今后针对由多位点突变或复杂调控异常引起的罕见病提供了全新的技术范式。4. Industrial R&D Landscape: Key Domestic Teams, Companies, and Clinical Translation China's gene editing ecosystem has evolved rapidly from academic tool development to clinical-stage biotechnology companies, with a distinctive emphasis on multi-base, multi-site precision editing—a strategic response to the limitations of single-point editing for rare disease mutations. This section maps the key academic teams, industrial platforms, clinical pipelines, and strategic approaches that define the domestic landscape.4.1 The ShanghaiTech–CorrectSequence Axis: tBE Technology and Multi-Toolkit Strategy The most clinically advanced domestic gene editing program originates fromProfessor Chen Jia's laboratory at ShanghaiTech University, whose team developed thetransformer Base Editor (tBE), a high-precision base editing platform distinguished by its "lock-and-key" safety mechanism (ref: 喜报！ 陈佳教授团队单碱基编辑技术药物研发转化平台入选2025高校科技成果转化典型案例). Unlike conventional base editors that carry inherent risks of DNA double-strand breaks and off-target editing, tBE remains in a constitutively "locked" state at off-target sites and only "unlocks" for catalysis at the intended target locus. This design fundamentally eliminates both sgRNA-dependent and sgRNA-independent off-target effects, achieving high efficiency, high precision, and superior safety simultaneously (ref: 消除脱靶效应！ 从预料之外的实验结果，研发新一代碱基编辑工具). The tBE platform was first reported in Nature Cell  Biologyin 2021 and subsequently recognized as a next-generation gene editing technology (ref: 陈佳- , PhD - 教授研究员博士生导师 - 上科大生命学院- 上海科技大学). The translational vehicle for tBE isCorrect Sequence Therapeutics (正序生物), founded in August 2020 with exclusive global licensing rights to the tBE patent portfolio, which spans 15 countries and regions  including  China, the United States, Australia, and Japan (ref: 正序生物官网). CorrectSequence has assembled a diversified multi-toolkit that extends well beyond tBE alone: Editor System Key Feature Target Genomic Context eBE(enhanced Cas9 BE) Higher precision and efficiency over standard BE General applications dCpf1-BE Cpf1-based editor A/T-rich genomic regions hA3A-BE Universal Cas9 BE with hA3A deaminase G/C-rich and hypermethylated regions BECOANs Series of Cpf1 editors High-specificity, high-accuracy editing This toolkit strategy explicitly addresses the sequence-context dependency that limits single-editor approaches, enabling flexible combinatorial deployment based on each disease's specific mutation landscape (ref: 开创国内碱基编辑新赛道，正序生物探索基因治疗新路径). Clinical Pipeline and Milestones: CorrectSequence's lead asset,CS-101 injection, targets β-hemoglobinopathies (β-thalassemia and sickle cell disease) by editing the HBG1/2 promoter region to reactivate fetal hemoglobin expression. As of 2026, CS-101 has successfully treated over ten patients from China, Laos, Malaysia, Pakistan, and Nigeria—all have achieved transfusion independence, with the longest follow-up exceeding 30 months and a 100% cure rate reported (ref: 喜报！陈佳教授团队单碱基编辑技术药物研发转化平台入选2025高校科技成果转化典型案例). A separate SCD-focused formulation,CS-206, demonstrated durable freedom from vaso-occlusive crises for over 15 months in the first treated Chinese SCD patient (ref: 中国首例碱基编辑治疗镰贫患者持续15个月无血管闭塞危象). The second clinical asset,CS-121 injection, targets hypertriglyceridemia and persistent chylomicronemia through base editing of theAPOC3gene. This program represents the world's first case of targetingAPOC3via base editing for hyperlipidemia and has entered investigator-initiated trials (IIT), with multiple subjects dosed and discharged. The therapy aims for "one-time treatment, lifelong efficacy" (ref: 正序生物官网). Additional undisclosed pipelines span cardiovascular disease, metabolic disorders, and oncology. The Chen Jia team's academic work continues to push technological frontiers, including the development of enhanced TALEDs (eTALED6s) for mitochondrial adenine base editing through engineering of TadA8e deaminase, significantly improving editing efficiency at targeted mitochondrial sites (ref: 生命学院陈佳组构建高效精准的线粒体腺嘌呤碱基编辑器). This platform was selected as one of 25 national exemplary cases of university technology transfer by China's Ministry of Education in 2025 (ref: 喜报！陈佳教授团队单碱基编辑技术药物研发转化平台入选2025高校科技成果转化典型案例).4.2 HUIDAGENE: AI-Driven HG-PRECISE Platform and Miniature Base Editors HUIDAGENE (辉大基因), co-founded by Professor Yang Hui, has established a distinctive competitive position through itsHG-PRECISE® platform, which integrates artificial intelligence and deep machine learning for the rapid discovery and optimization of novel compact CRISPR nucleases (ref: 辉大基因将在全球重要会议上展示CRISPR基因编辑疗法的突破性). The platform's strategic rationale centers on overcoming the delivery bottleneck: by engineering smaller gene editing components (e.g., IscB, the ~400 amino acid ancestor of Cas9 at only ~30% of Cas9's size), the editors become compatible with a wider range of viral vectors, particularly AAVs with their limited packaging capacity (ref: 碱基编辑进入"迷你时代"，杨辉团队开发出基于Cas9祖先IscB的微型). The HG-PRECISE platform encompasses multiple proprietary editing modalities: ·hfCas12Max: A high-fidelity DNA editor for therapeutic gene disruption and correction ·hfCas13Y: A high-fidelity RNA-targeting editor ·AI-designed miniature base editors: Compact base editors optimized through AI-driven protein design for precise single-nucleotide conversions HUIDAGENE has disclosed an AI-designed miniature base editor specifically for precision gene therapy applications, presented as an oral report at ASGCT 2025 (ref: 将在年会上展示13项基因治疗领域的突破性进展-公司新闻). The company has also developed a novel RNA base editor,ceRBE(compact efficient RNA Base Editor), demonstrating the breadth of its editing modality portfolio (ref: 辉大基因19项研究成果将亮相2023美国基因与细胞治疗学会(ASGCT)). Clinical Pipeline and Regulatory Achievements: HUIDAGENE has advanced four clinical-stage programs, with an additional preclinical pipeline: Pipeline ID Modality Target Indication Clinical Status Regulatory Designations HG004 Gene replacement RPE65-mutation IRD Clinical (LIGHT, STAR trials) FDA ODD/RPDD, EMA ODD HG202 CRISPR/RNA editing Neovascular AMD Clinical (SIGHT-I, BRIGHT) FDA ODD/RPDD HG204 CRISPR/RNA editing MECP2duplication syndrome Clinical (HERO trial) FDA ODD/RPDD, EMA ODD HG302 CRISPR/DNA editing (hfCas12Max) Duchenne muscular dystrophy Clinical (MUSCLE trial) FDA ODD/RPDD HG303 CRISPR/DNA editing Amyotrophic lateral sclerosis Preclinical — Notably, HG302 was selected for the ASGCT 2025 Presidential Symposium (acceptance rate <1%), reflecting recognition of the single-cut CRISPR strategy's therapeutic potential (ref: 将在年会上展示13项基因治疗领域的突破性进展-公司新闻). Cumulatively, HUIDAGENE has received eight FDA orphan drug and rare pediatric disease designations and dual EMA orphan drug designations for HG004 and HG204. The company's strategic emphasis on RNA-targeting editors (HG202, HG204) alongside DNA editors (HG302, HG303) reflects a deliberate hedging strategy: RNA editing offers reversibility and avoids permanent genomic alterations, while DNA editing provides durable, potentially curative outcomes. The AI-driven miniature editor pipeline further extends this strategy toward delivery-optimized precision tools.4.3 YolTech Therapeutics: De Novo Evolution of Adenine Base Editors with Primate Validation YolTech Therapeutics (尧唐生物)has pursued a fundamentally different technical strategy: rather than engineering existing deaminases, the company developed ade novo evolution pipelinefor adenine deaminases, yielding a series of novel adenine base editors termedYolBEs, withhpABE5.20as the lead variant (ref: BioRxiv｜尧唐生物公布自主研发的系列新型碱基编辑器详细数据). Published on bioRxiv in May 2025 under the title "Sequential Amino Acid Mutagenesis-Driven De Novo Evolution of Adenine Deaminases Enables Efficient In Vivo Base Editing in Primate," the work integrates three complementary approaches: 1.AI-based structural prediction and analysisto identify candidate mutation sites 2.Protein clusteringto map evolutionary relationships among deaminase families 3.Sequential multi-amino acid saturation mutagenesis screeningfor functional optimization Compared to the widely used ABE8e, hpABE5.20 demonstrates three critical advantages for clinical translation: anarrower editing windowthat substantially reduces bystander mutations at adjacent adenines,lower DNA and RNA off-target activity, andhigh in vivo editing efficiencyvalidated across a uniquely comprehensive set of models—human disease cell lines, humanized mouse models, and critically,non-human primates(ref: BioRxiv｜尧唐生物公布自主研发的系列新型碱基编辑器详细数据). Primate validation represents a significant translational milestone, as it provides pharmacokinetic, biodistribution, and safety data in a model far more predictive of human responses than rodent systems. YolTech's platform philosophy explicitly rejects the "one editor for all diseases" paradigm. CEO statements emphasize that each indication and target will require selection or evolution of apersonalized base editor variantwith optimized editing characteristics for that specific genomic context. The company has disclosed that its lead pipeline has entered clinical trials with demonstrated safety and efficacy in multiple patients, targeting genetic and metabolic diseases (ref: BioRxiv｜尧唐生物公布自主研发的系列新型碱基编辑器详细数据). The full series of YolBE variants—not merely hpABE5.20—constitutes the platform's intellectual property, with different variants exhibiting distinct editing window sizes, sequence preferences, and activity profiles tailored to specific therapeutic targets.4.4 Academic Foundations for Simultaneous Multi-Base Editing Beyond company-centric platforms, several academic teams have built the foundational technology for simultaneous editing of multiple base types—a capability directly relevant to diseases where multiple adjacent or nearby mutations must be corrected concurrently.4.4.1 ECNU Li Dali Team: Dual Base Editors for Simultaneous A/C Conversion The laboratory ofProfessor  Li Dali at East China Normal University (ECNU), in collaboration with Zhang Xiaohui and Zhong Tao, has systematically developed a suite of dual base editors capable of simultaneously introducing C-to-T and A-to-G conversions within a single editing window. This body of work represents one of the most comprehensive academic programs globally in dual-base editing: ·hyCBE (hyperactive Cytosine Base Editor): A series of ultra-high-activity cytosine base editors with significantly improved editing efficiency, developed through over two years of engineering (ref: 华东师范大学李大力团队研发超高活性基因编辑器). ·A&C-BEmax: The team's first-generation dual-function base editor, reported in 2020, enabling simultaneous cytosine and adenine base conversion within a single target window (ref: 华东师大研发新型双碱基编辑工具助力基因治疗). ·eA&C-BEs and hyA&C-BEs: Advanced-generation dual editors with substantially improved simultaneous A-to-G and C-to-T editing efficiency. Critically, the team demonstrated for the first time that A/C simultaneous editing functions effectively in zebrafish embryos, providing in vivo validation in a vertebrate model system (ref: 华东师大生命科学学院张晓辉/钟涛/李大力合作研发新型高效的基因碱基编辑器). ·haA3A-CBE series: Three high-precision cytosine base editors developed in collaboration with Zeng Fanyi's group at Shanghai Jiao Tong University, engineered for reduced off-target activity while maintaining high on-target efficiency (ref: 我院李大力、王立人团队发文，开发出高精准型胞嘧啶碱基编辑器haA3A). ·ABE9: A next-generation precision adenine base editor reported in Nature Chemical Biologyin 2022, representing what the team described as "the final piece of the base editing puzzle" (ref: 华东师大科研团队填补碱基编辑领域最后一块拼图). The ECNU team's dual editors address a fundamental limitation of single-type base editors: many pathogenic mutations involve clusters of different substitution types in close proximity, requiring simultaneous C→T and A→G conversion that no single-deaminase editor can achieve. The zebrafish embryo validation is particularly significant, as it demonstrates that dual editing can function in a developing organism without excessive toxicity or developmental perturbation.4.4.2 Peking University Yi Chengqi Team: The AIM Platform for RNA Multi-Site Editing Professor Yi Chengqi's laboratory at Peking Universitydeveloped theAIM (Adjustable RNA Information Manipulation)platform, published in Nature Biotechnologyin January 2026, which fundamentally breaks the single-point editing limitation of prior RNA base editors (ref: 生命科学学院伊成器研究组报道AIM平台，突破"单点编辑"限制). The platform's architecture comprises three integrated components: 1.dCas13for programmable RNA targeting 2.Engineered TadA deaminase variantsenabling three editing modalities: AIM-A/AIM-Amax: A-to-I (adenosine-to-inosine) editing AIM-C/AIM-Cmax: C-to-U (cytidine-to-uridine) editing AIM-A&C/AIM-A&Cmax: Simultaneous A and C editing 3.Loop-forming guide RNA (LF-gRNA): A specially designed guide RNA that induces a localized single-stranded "loop" region in the target RNA, exposing bases as deaminase substrates while flanking double-stranded regions protect non-target sites from editing (ref: 我国学者在RNA信息精准操纵技术领域取得进展) The LF-gRNA design represents the key innovation forflexible, controllable editing window size: by varying the length of the induced single-stranded loop, researchers can precisely tune how many nucleotides within the target region become accessible for editing. This window tunability directly addresses the challenge of editing multi-base mutation clusters where the number and spacing of target bases vary across disease contexts. The platform's therapeutic potential was demonstrated through two compelling applications: ·UAA premature stop codon readthrough: Using AIM-Amax, the team simultaneously edited two adenines within the same UAA stop codon across multiple transcripts, restoring full-length protein expression and function in both cystic fibrosis cell models and Duchenne muscular dystrophy mouse models (ref: 生命科学学院伊成器研究组报道AIM平台，突破"单点编辑"限制). ·Phosphorylation site manipulation: AIM was used to rewrite single or adjacent phosphorylation-related codons at the RNA level, enabling regulation of protein stability through post-translational modification control. Comprehensive safety evaluation showed that AIM exhibits low-level off-target editing at the transcriptome level without significant perturbation of global gene expression, no detectable DNA-level editing above negative controls, and no immunogenic activation in cellular or animal models (ref: 我国学者在RNA信息精准操纵技术领域取得进展).4.4.3 Peking University Wei Wensheng Team: The LEAPER Evolutionary Series Professor Wei Wensheng's team at Peking Universityhas developed and iteratively refined theLEAPER (Leveraging Endogenous ADAR for Programmable Editing of RNA)technology, which recruits endogenous adenosine deaminase (ADAR) enzymes through engineered guide RNAs rather than delivering exogenous editing proteins. This approach confers inherent advantages in immunogenicity and delivery simplicity: ·LEAPER 1.0(2019): Linear arRNA (ADAR-recruiting RNA) that recruits endogenous ADAR for targeted A-to-I editing ·LEAPER 2.0(2022, Nature  Biotechnology): Circular arRNA design (circ-arRNA) that dramatically improved RNA stability, editing efficiency, and duration of action while reducing bystander editing (ref: 生命学院魏文胜课题组报道升级版RNA编辑技术"LEAPER 2.0") ·LEAPER 3.0(2025,Cell): A paradigm shift from empirical trial-and-error design to rational structural engineering. Using AlphaFold 3 high-precision structure prediction combined with biochemical experiments and high-throughput functional screening, the team elucidated ADAR-dsRNA interaction mechanisms and introduced artificially designed "bulge" structures into the editing RNA duplex. These dual-bulge designs achieve two objectives: breaking ADAR's natural sequence preference to activate previously inaccessible "editing blind spots," and suppressing bystander off-target editing to achieve single-base precision (ref: 我国学者在RNA精准编辑技术领域取得进展) LEAPER 3.0 was validated across Duchenne muscular dystrophy, Usher syndrome, and α-1 antitrypsin deficiency models, demonstrating editing performance comprehensively superior to prior generations. The technology has been licensed toEdiGene (博雅辑因)for clinical translation (ref: 辑生命之密码解世间之顽疾).4.4.4 CAS Gao Caixia Team: Megabase-Scale Chromosome Engineering (PCE) While operating at a fundamentally different scale,Professor Gao Caixia's team at the Institute of Genetics and Developmental Biology, Chinese Academy of Sciences, has developedPCE (Programmable Chromosome Engineering)technology, published inCellin August 2025, which enables precise manipulation of DNA segments from kilobase to megabase scales (ref: 高彩霞研究组开发超大片段DNA精准无痕编辑新方法). PCE integrates three innovations: asymmetric Lox site design that nearly eliminates reversible recombination, an AI-driven Cre protein optimization platform (AiCE) achieving 3.5-fold efficiency improvement, and a scarless editing strategy (Re-pegRNA) using prime editing to precisely restore original sequences at residual Lox sites (ref: Cell丨高彩霞团队解锁染色体"分子手术刀"：可编程PCE系统). The system has demonstrated 18.8 kb fragment insertion, 5 kb replacement, 12 Mb inversion, and 4 Mb deletion in both plant and animal cells. Although primarily validated in agricultural contexts (herbicide-resistant rice), the technology's implications for correcting large structural variants underlying genetic diseases are profound.4.5 5. Comparative Landscape and Strategic Trajectories The domestic ecosystem for multi-base precise editing reveals distinct strategic clusters: Dimension CorrectSequence HUIDAGENE YolTech ECNU (Li Dali) PKU (Yi Chengqi) Editor type tBE + multi-toolkit (CBE) AI miniature BEs, Cas12/Cas13 YolBEs (ABE series) Dual BEs (A+C simultaneous) AIM (RNA A, C, A&C) Multi-base capability Sequential (toolkit) In development Series variants Simultaneous A/C Simultaneous multi-site A/C Window control Lock-key mechanism AI-optimized Narrow (reduced bystander) Engineered deaminase LF-gRNA tunable loop Clinical stage IIT (CS-101, CS-121) Phase I/II (4 programs) Clinical (undisclosed) Preclinical Preclinical Validation model Human patients Human patients Primates Zebrafish embryos Mouse disease models Regulatory NMPA FDA ODD/RPDD ×8, EMA ODD ×2 — — — IP coverage 15 countries Proprietary nucleases De novo deaminase IP Academic patents Academic patents The landscape exhibits a productive division of labor: academic teams at PKU, ECNU, CAS, and ShanghaiTech generate foundational editing technologies and validate them in disease models, while spin-out companies (CorrectSequence, HUIDAGENE, YolTech, EdiGene) drive clinical translation, manufacturing scale-up, and regulatory navigation. The emergence of AI-driven platforms at HUIDAGENE and YolTech signals a broader trend toward computational optimization of editing components, while the AIM and LEAPER platforms at PKU demonstrate that RNA-level multi-base editing offers a complementary therapeutic modality with distinct safety advantages over DNA editing for certain applications. The PCE system from CAS, though currently agriculture-focused, provides a technological foundation for addressing large structural variants that are beyond the reach of any base editor. Collectively, these programs position China's multi-base editing ecosystem at the frontier of moving beyond single-point correction toward the flexible, programmable manipulation of multiple bases—a capability essential for addressing the full spectrum of rare disease-causing mutations.4.6 未来方向：突破单点编辑限制，覆盖罕见病致病突变 罕见遗传病80%以上由基因突变引起，突变类型涵盖单核苷酸变异、小片段插入缺失、拷贝数变异乃至染色体结构重排，单一编辑模式难以满足多样化的治疗需求。传统碱基编辑器受限于“单点、单类型”的修正范式，而国内团队正在多个维度上系统性地拓展编辑能力：借助人工智能设计新型编辑器、实现编辑窗口的灵活调控、建立多种碱基同时转换的技术，以及将大片段操作与碱基精度相整合。以下从这四个核心攻关方向梳理国内代表性平台与进展，并讨论尚存的挑战。 4.6.1 AI驱动的编辑器设计：从定向进化到计算设计 传统碱基编辑器优化依赖大规模突变文库筛选，耗时且易陷入局部最优。国内多个团队已将人工智能引入蛋白质设计，高效探索广阔的序列空间，获得活性与特异性均显著提升的编辑酶。 北京大学与昌平实验室等团队联合报道了ABE10——首个完全由AI设计并通过实验验证的腺嘌呤碱基编辑器。该工作开发了一套蛋白质序列设计框架，整合了基于固定骨架的序列设计模型与基于掩码语言建模的蛋白质语言模型，并通过融合模块联合预测氨基酸分布。以TadA-8.20结构为模板，该框架生成了与已知脱氨酶序列一致性低至65.3%的全新变体，其中ABE10.1在多个基因组位点的编辑效率较当时最优的ABE8.20提高了1.7–2.0倍，同时将胞嘧啶旁观者效应降低了5.0–7.2倍。这证明AI能够在远离天然序列的区域发现高活性编辑酶，突破了传统进化的边界。 尧唐生物采用了一条AI驱动的从头进化路径：结合人工智能结构预测与聚类分析、蛋白质聚类以及序贯多氨基酸饱和突变筛选，获得了一系列新型腺嘌呤碱基编辑器YolBEs，其核心成员hpABE5.20表现出比ABE8e更窄的编辑窗口、更低的DNA与RNA脱靶效应，并在人源化小鼠及非人灵长类动物模型中实现高效体内编辑。相关管线已进入临床试验，初步显示出良好的安全性与有效性。该公司的理念——“针对每个适应症与靶点选择或进化个性化的编辑器变体”——正体现了对罕见病突变多样性的回应。 中国科学院遗传与发育生物学研究所高彩霞团队将AI蛋白工程延伸至重组酶领域。其开发的AiCE（AI-informed Constraints for protein Engineering）平台针对Cre重组酶的寡聚化界面进行精准优化，获得了重组效率较野生型提高3.5倍的工程化变体，并成为后续大片段操作平台PCE的核心组件。 辉大基因的HG-PRECISE®平台则系统性地利用AI与深度机器学习发掘并优化新型紧凑型CRISPR核酸酶（hfCas12Max、hfCas13Y）及微型碱基编辑器，旨在实现高特异性、低脱靶的基因治疗工具，其管线已覆盖杜氏肌营养不良、肌萎缩侧索硬化症、MECP2重复综合征等罕见病，多个项目获得美国FDA孤儿药及罕见儿科疾病认定。AI驱动的设计范式显著缩短了从酶发现到临床候选物的周期，为数千种罕见病突变提供“量体裁衣”式的编辑工具成为可能。4.6.2 编辑窗口的灵活调控：从固定到可编程 传统碱基编辑器的活性窗口局限于PAM上游约4–8个核苷酸的狭窄范围内，大量位于窗口外的致病突变无法被有效修正。近年来的技术革新已将窗口从固定约束转变为可调的设计参数。 最富结构创新性的策略是内部镶嵌碱基编辑器。通过将脱氨酶嵌入SaCas9蛋白内部不同位置的非结构化环区（如第125–126、269–270、593–594、693–694位氨基酸之间），所得变体的编辑窗口发生了显著移动和扩张。其中，Sa-CBE-693的窗口覆盖第2–18位碱基，约为传统N端融合版本的3倍；而Sa-CBE-125的窗口则向PAM端后移（C9–C17），可用于精准编辑靠近PAM的胞嘧啶，同时避免上游旁观者碱基的非特异修改。后一特性已用于纠正苯丙酮尿症相关的苯丙氨酸羟化酶基因突变（A190V和I406V），显著提高了纯净编辑产物的比例。所有内部镶嵌变体均表现出比N端融合版本更低的Cas9非依赖性DNA脱靶，这可能归因于镶嵌结构限制了脱氨酶的非特异性接触。 噬菌体肽介导的时序调控提供了另一种窗口收缩策略：通过引入G8P肽作为胞苷碱基编辑器的“关断开关”，可缩小有效编辑窗口，将马凡综合征相关突变的等位基因修正纯度从不足4%提升至38%以上。此外，通过脱氨酶与DNA结合结构域融合开发的“Flexible”和“Precision”胞嘧啶碱基编辑器，以核糖核蛋白（RNP）形式递送，分别提供宽泛与高精度的编辑窗口，同时降低脱靶与插入缺失风险。 RNA编辑领域亦提供了独特的窗口调控范式。北京大学伊成器团队开发的AIM（adjustable RNA information manipulation）平台采用可成环向导RNA（LF-gRNA）在靶RNA上诱导形成局部单链“环区”，暴露底物碱基供TadA脱氨酶作用；环区两侧的双链结构则抑制非靶编辑。通过调节LF-gRNA的环区大小，编辑窗口可在RNA层面灵活、可控地缩放，实现了DNA编辑器难以达到的可编程性。同一团队前期开发的LEAPER 3.0系统则利用AlphaFold 3辅助设计RNA双链中的凸起结构，重塑内源ADAR脱氨酶的空间结合模式，在突破序列偏好的同时压缩活性半径，实现了接近单碱基的精确编辑。窗口调控与高精度的结合，使每个致病突变都有望匹配最优的编辑活性范围。4.6.3 多种碱基类型的同时编辑：双碱基与三碱基编辑器 许多罕见病突变需要同时修改邻近的多个碱基——如提前终止密码子的通读往往需要两个相邻碱基的编辑，或调控区域中密集的转录因子结合位点需多重突变方可激活治疗性基因表达。能够在一个靶向事件中催化两种甚至三种不同碱基转换的编辑器，极大拓展了突变的可覆盖范围。 AIM平台凭借其模块化设计，通过理性蛋白质工程改造TadA脱氨酶，在同一dCas13–LF-gRNA架构下建立了三类系统：AIM-A/AIM-Amax（A-to-I编辑）、AIM-C/AIM-Cmax（C-to-U编辑）以及AIM-A&C/AIM-A&Cmax（同时实现A与C编辑）。其多碱基同时编辑能力在UAA提前终止密码子通读中展示了独特优势：利用AIM-Amax系统，同一密码子内的两个腺苷被同时转化为肌苷（被识别为鸟苷），使UAA通读为UGG，从而在囊性纤维化细胞模型和杜氏肌营养不良小鼠模型中恢复了全长蛋白的表达与功能。此外，AIM还能在RNA水平改写相邻磷酸化相关密码子，调控蛋白质稳定性，超越了简单的突变修正，进入功能性蛋白质操控的范畴。 在DNA编辑领域，三重碱基编辑器（ACG-BEs）实现了同时对腺嘌呤、胞嘧啶和鸟嘌呤的饱和诱变。通过将高A/C催化活性的腺嘌呤碱基编辑器与进化的N-甲基嘌呤DNA糖基化酶（MPG v6.3）及切口酶Cas9融合，ACG-BEs能在单一窗口内催化A、C、G的多种转换。最优变体ACG-BE7在HEK293T细胞中，A-to-G/C/T效率高达80.5%，C-to-T/G/A达75.8%，G-to-C/T/A达63.4%，并实现了中位3.5%（最高31.3%）的A/C/G同时编辑效率。利用该工具对HBG1/2启动子区域进行饱和诱变，发现−117 G>T、−114 C>T和−116 A>C等新型突变组合可协同激活胎儿血红蛋白表达，为β-血红蛋白病提供了精准治疗新靶点。该编辑器还能靶向64个密码子中的63个，产生所有19种氨基酸替换及终止密码子，为功能基因组筛选与治疗性突变引入提供了强大平台。 双碱基编辑器（DuBEs）则在A/C同时编辑的效率与纯度上不断优化。华东师范大学李大力团队开发的eA&C-BEs和hyA&C-BEs显著提升了A-to-G与C-to-T共编辑的活性，并首次在斑马鱼胚胎中验证了A/C同时编辑。内部镶嵌的双碱基编辑变体Sa-CABE-693亦在12核苷酸窗口内实现高效的C与A同时转换。 临床转化方面，上海科技大学陈佳团队研发的tBE（transformer Base Editor）平台虽非同时多碱基编辑器，但其“锁-钥匙”设计原则——编辑酶仅在完美识别靶点时“解锁”活性，在脱靶位点保持“锁定”——为多碱基编辑提供了至关重要的安全性框架。基于tBE技术的CS-101注射液已在β-地中海贫血和镰状细胞病治疗中实现100%输血独立，最长随访超过30个月；CS-121注射液则首次将碱基编辑用于代谢性疾病（APOC3靶点），拓展了编辑治疗的适应症谱。4.6.4 大片段操作与碱基精度整合 拷贝数变异、大片段缺失、倒位及染色体易位等结构变异是众多罕见病的分子病因，超出切口酶型碱基编辑器的能力边界。将大片段DNA操作与单碱基精度相融合，是覆盖致病突变谱系的最前沿方向。 高彩霞团队在《Cell》（2025）发表的PCE（Programmable Chromosome Engineering）与RePCE系统为该领域树立了标杆。该工作系统性地攻克了Cre-Lox重组酶系统的三大历史局限：可逆重组反应、四聚体Cre难以工程化改造、重组后残留Lox位点疤痕。三项核心创新协同突破：①非对称Lox位点设计——通过高通量重组位点修饰平台开发的新型Lox变体，将可逆重组活性降低10倍以上，同时维持高效率正向重组；②AiCE优化的Cre重组酶——利用AI蛋白工程平台精准优化Cre的寡聚化界面，获得重组效率3.5倍于野生型的变体；③Re-pegRNA无痕编辑策略——借助先导编辑器对残留Lox位点进行二次编辑，精准恢复原始基因组序列，实现真正的无痕操作。 整合上述技术的PCE/RePCE平台实现了前所未有的操作类型与尺度：18.8 kb的定点整合、5 kb片段的完整替换、12 Mb的染色体倒位、4 Mb的染色体缺失以及整条染色体易位——全部在植物和动物细胞中精准完成。概念验证中，含315 kb精准倒位的抗除草剂水稻的成功创建，展示了该技术对基因组进行大规模治疗性重构的潜力。对罕见病而言，PCE的意义在于可处理碱基编辑器无法触及的突变类型：大基因缺失、致病性拷贝数变异、复杂染色体重排等，且无痕操作特性避免了外源序列引发的免疫原性或调控元件干扰。 高彩霞团队同时布局了AiCE蛋白工程平台（适用于碱基编辑器脱氨酶）和PCE大片段操作系统，二者协同指向一个整合型基因组手术的未来：单核苷酸变异由碱基编辑或先导编辑修正，成簇多核苷酸改变由双/三碱基编辑器完成，大片段结构变异则由PCE等重组酶系统解决。4.6.5 尚存的挑战：递送、脱靶与免疫原性 尽管编辑能力已大幅扩展，三项相互关联的挑战仍需解决，方可全面覆盖罕见病突变谱系。 递送瓶颈依然是最紧迫的转化障碍。多组分编辑系统——尤其是融合多个脱氨酶结构域的双/三碱基编辑器，或需同时递送先导编辑器和重组酶的PCE系统——尺寸常超出AAV载体约4.7 kb的包装极限。微型化策略正在多路径推进：杨辉团队基于Cas9祖先IscB（~400个氨基酸）开发微型碱基编辑器；辉大基因HG-PRECISE平台系统性发掘紧凑型CRISPR核酸酶以适配单AAV递送；尺寸优化的腺嘌呤碱基编辑器已在单AAV中实现体内高效编辑，覆盖82%的人类基因组腺嘌呤位点。RNA编辑平台AIM和LEAPER 3.0因利用较小的效应蛋白（dCas13）或内源酶（ADAR），部分规避了尺寸限制，但环状RNA等组分的递送又带来了新的制剂挑战。 脱靶编辑最小化已从多角度推进。tBE的“锁-钥匙”机制通过强制靶点完全匹配才激活催化功能，消除了sgRNA依赖与非依赖的脱靶；内部镶嵌通过空间约束降低Cas9非依赖性脱靶；AI设计的ABE10和hpABE5.20则因脱氨酶序列的计算优化而具有内在低脱靶倾向；LEAPER 3.0的凸起工程通过空间限制ADAR活性范围，显著抑制旁观者编辑。此外，注意力机制的多任务学习模型及CRISPRbase数据库（含超过120万条编辑记录）等计算工具正用于预测与评估编辑结果，但将其整合至临床级验证流程尚处早期阶段。 免疫原性涉及载体与编辑器蛋白两方面。人群中预存的AAV中和抗体限制患者适用性，针对细菌源Cas9及脱氨酶的免疫反应则可能削弱编辑持久性并带来安全风险。RNA编辑平台在免疫原性上具备内在优势：AIM在细胞和动物模型中均未检测到免疫激活；LEAPER 3.0完全利用内源人ADAR酶，无需外源蛋白表达。对于DNA编辑器，RNP递送（如“Flexible”和“Precision”CBE所采用的）通过缩短蛋白暴露时间降低免疫识别风险；衣壳工程与免疫抑制方案则正在探索以缓解AAV免疫原性。 综合来看，面向罕见病的精准编辑将呈现分层次策略：对需瞬时、可逆修正且对免疫原性敏感的疾病，优先考虑RNA编辑（AIM、LEAPER 3.0）；对适合单AAV递送的SNV修正，选用紧凑型DNA碱基编辑器；对成簇突变，采用双/三碱基编辑器；对结构变异，则借助PCE等重组酶系统，并有望以非病毒纳米颗粒或工程化病毒样颗粒递送。国内已形成从北京大学、中国科学院、华东师范大学、上海科技大学等高校院所到正序生物、尧唐生物、辉大基因、博雅辑因等临床阶段企业的完整创新链条，在以上每个技术维度均展现出全球领先的研发实力，为突破单点编辑限制、适配更多罕见病致病突变类型奠定了坚实基础。