Allogeneic osteoblastic cell therapy (Bone Therapeutics)

喜欢我们，设为星标，接收最新类器官进展与资讯！知识星球搜索“肠道类器官”获取更加专业的培养基配方、标准方案、AI类器官工具和技术手册。  传播科学知识 促进同行交流 推动产业发展 服务国家战略  本公众号由Organoid Agent智能体强力赋能，让您的类器官研究始终站在潮头浪尖！ 推荐语       这项研究聚焦肿瘤治疗相关肠道损伤这一临床关键难题，通过小鼠模型与人类样本验证，揭示了组织适应性调节性 T 细胞（Tregs）促进肠道修复的全新机制。研究发现，肠道损伤后，Tregs 会特异性表达干扰素 γ（IFNγ），并与白细胞介素 10（IL-10）协同作用，通过激活肠道干细胞（ISCs）的 mTORC1 和 Myc 通路，驱动肠类器官再生。值得关注的是，该研究破解了 IFNγ 在肠道损伤中 “损伤” 与 “修复” 的矛盾谜题 —— 低剂量 IFNγ 兼具表皮生长因子（EGF）样增殖作用，而 IL-10 可抵消其对 ISC 池的消耗，同时发挥 Wnt 样稳态维持功能。类器官模型的关键数据证实，二者联合是上皮修复的必需条件。这项工作不仅阐明了炎症信号的上下文依赖性功能，为移植物抗宿主病（GVHD）等疾病提供了靶向 Tregs 或细胞因子组合的治疗新思路，更拓展了对免疫细胞直接参与组织再生的认知，具有重要的基础研究价值与临床转化潜力。 技术路线图 科学背景与研究现状 在肿瘤治疗领域，化疗、放疗、免疫治疗等系统性疗法虽显著改善了患者预后，但治疗相关组织损伤始终是限制疗效与耐受性的核心挑战，其中肠道作为人体最大的黏膜免疫器官，因其上皮细胞更新迅速、对细胞毒性刺激高度敏感，成为损伤的高发部位。肠道损伤的病理机制复杂，既包括治疗对上皮细胞和基质细胞的直接细胞毒性作用，也涉及细胞因子介导的炎症反应、屏障稳态破坏及免疫激活紊乱等间接免疫机制，最终表现为腹泻、腹痛、黏膜溃疡等严重胃肠道毒性反应，严重时需降低治疗剂量甚至终止治疗，极大影响患者的治疗效果与生活质量。因此，解析肠道损伤后的修复机制，寻找靶向性干预策略，已成为肿瘤治疗领域亟待解决的关键科学问题与临床需求。 肠道修复的核心驱动力是肠道干细胞（intestinal stem cells, ISCs），这类位于肠道隐窝底部的成体干细胞具有自我更新和多向分化潜能，能够持续分化为肠道上皮的各类功能细胞，维持肠道黏膜的完整性，并在损伤后快速启动再生程序。然而，ISCs 自身对遗传毒性应激、免疫攻击等多种应激因素高度敏感，是过度免疫反应的主要靶向目标，例如干扰素 γ（interferon γ, IFNγ）介导的杀伤作用已被证实会直接导致 ISCs 死亡，进而加剧肠道损伤。这一特性使得 ISCs 的保护与功能激活，成为肠道修复研究的核心靶点。 在肠道免疫微环境中，调节性 T 细胞（regulatory T cells, Tregs）是一类关键的免疫调节细胞，其核心特征是表达转录因子叉头框 P3（Forkhead box P3, Foxp3），通过分泌白细胞介素 10（interleukin 10, IL-10）、转化生长因子 β（transforming growth factor β, TGF-β）等抑制性细胞因子、代谢干扰效应 T 细胞功能、调节抗原提呈细胞活性等多种机制，维持免疫耐受、防止过度免疫激活，是免疫稳态的核心调控者。Tregs 功能失调或缺陷与自身免疫病、慢性炎症等多种免疫介导疾病密切相关，凸显了其在维持免疫平衡中的不可或缺性。 近年来，研究发现 Tregs 除了经典的免疫抑制功能外，还具有支持组织稳态与修复的独特作用，这一功能呈现显著的组织特异性和上下文依赖性 —— 例如在皮肤损伤、脑损伤等模型中，Tregs 可通过分泌特定因子促进组织再生，但不同组织中 Tregs 的修复机制存在显著差异，且整体上其背后的分子机制仍未被充分阐明。在肠道损伤场景中，异基因造血干细胞移植（allogeneic hematopoietic stem cell transplantation, allo-HSCT）是治疗血液系统恶性肿瘤的重要手段，但移植后并发的移植物抗宿主病（graft-versus-host disease, GVHD）是严重的并发症，其核心病理特征之一就是肠道上皮屏障破坏，而维持肠道上皮屏障功能、促进 ISCs 驱动的上皮修复已被证实能显著减轻 GVHD 的严重程度。因此，Tregs 在肠道损伤修复中的作用备受关注，过继性 Tregs 输注已被提议作为缓解 GVHD 等免疫病理性疾病的潜在策略，但 Tregs 如何直接调控 ISCs 功能、促进肠道修复的具体机制，仍缺乏明确的阐释。 肠道类器官（organoids）作为三维多细胞培养模型，能够在体外模拟肠道上皮的结构与功能，包括 ISCs 的自我更新和分化特性，为研究肠道上皮功能、干细胞微环境及免疫细胞 - 上皮细胞相互作用提供了理想的工具。近年来，类器官模型已揭示了不同 T 细胞亚群及其细胞因子对 ISCs 更新与分化的调控作用，例如已有研究证实 Tregs 及其分泌的 IL-10 有助于维持 ISCs 微环境及干细胞样功能，而其他辅助性 T 细胞的效应因子则会抑制 ISCs 更新、促进其分化。然而，在肠道损伤的病理状态下，免疫细胞与 ISCs 的相互作用变得更为复杂，其中 IFNγ 的作用尤为矛盾，成为领域内长期未解决的争议点。 IFNγ 作为一种关键的促炎细胞因子，已被多项研究证实与肠道损伤密切相关：在异基因骨髓移植（allogeneic bone marrow transplantation, allo-BMT）模型中，异基因 T 细胞会浸润肠道组织并激活上皮细胞的 IFNγ 受体（IFNγR），直接杀伤 ISCs；在感染性结肠炎、自身炎症性结肠炎等疾病中，IFNγ 也被证实会加重 GVHD 和上皮组织损伤。但与此相反，多项研究发现，输注 IFNγ 缺陷型供体 T 细胞的 allo-BMT 受者，其 GVHD 病情反而更为严重，提示 IFNγ 可能同时具有促进修复的功能。这种 “损伤” 与 “修复” 的双重作用，使得 IFNγ 在肠道损伤中的角色长期处于矛盾状态，如何调和这些看似冲突的发现，明确其在不同情境下的功能转换机制，成为领域内亟待解决的核心科学空白。 此外，IL-10 作为 Tregs 分泌的关键抑制性细胞因子，其在肠道稳态中的作用已得到广泛认可 ——IL-10 缺陷小鼠会自发发展为慢性肠炎，而 IL-10 信号通路的激活被证实能减轻肠道炎症。但以往研究多聚焦于 IL-10 的免疫调节功能，即通过抑制过度炎症间接为肠道修复创造有利环境，其对肠道上皮细胞（尤其是 ISCs）的直接调控作用仍知之甚少。同时，IL-10 与 IFNγ 之间是否存在协同或拮抗作用，这种相互作用如何影响 ISCs 的功能与肠道修复，也缺乏系统性的研究。 从治疗角度来看，尽管已有研究尝试通过调控免疫反应减轻肠道损伤，但临床效果有限，其核心原因在于对 “炎症信号如何调控肠道修复” 这一核心机制的理解不足。例如，Janus 激酶 1/2（JAK1/2）抑制剂鲁索替尼（ruxolitinib）已被证实能促进 Tregs 分化、改善 GVHD，但鲁索替尼同时会抑制 IFNγR 和 IL-10R 的信号传导，而这两种细胞因子可能参与修复过程，其治疗效果背后的分子机制仍不明确。此外，肠道损伤后，潘氏细胞等分泌生长因子的旁分泌细胞数量会显著减少，导致表皮生长因子（epidermal growth factor, EGF）、Wnt 等关键干细胞生长因子缺乏，进一步阻碍修复进程，而免疫细胞分泌的细胞因子是否能够补偿这些生长因子的缺失，成为另一个值得探讨的科学问题。 综上所述，当前领域内存在多个相互关联的研究空白与挑战：其一，Tregs 在肠道损伤后的修复功能虽被初步证实，但具体分子机制不明，尤其是其如何调控 ISCs 的自我更新与再生；其二，IFNγ 在肠道损伤中的双重作用缺乏统一解释，其功能转换的上下文依赖条件（如浓度、时机、协同因子等）尚未明确；其三，IL-10 与 IFNγ 的协同作用机制及其对 ISCs 的直接调控效应未知；其四，炎症信号与生长因子信号之间的交叉对话，是否能补偿损伤后生长因子的缺失，仍需深入研究。这些空白不仅限制了我们对肠道修复机制的全面理解，也阻碍了靶向性治疗策略的开发。 因此，开展本项研究具有重要的科学价值与临床意义：从基础研究层面，其能够揭示 Tregs 通过炎症信号调控肠道修复的全新机制，阐明 IFNγ 与 IL-10 的协同作用模式，解决长期存在的 IFNγ 功能争议，完善肠道修复的分子调控网络；从临床转化层面，研究结果可为肿瘤治疗相关肠道损伤、GVHD 等疾病提供新的治疗靶点，例如通过调控 Tregs 功能、优化细胞因子组合或精准干预信号通路，实现 “减轻损伤” 与 “促进修复” 的双重目标，最终改善患者的治疗耐受性与预后。正是在这样的科学背景与研究需求下，本研究聚焦于组织适应性 Tregs 与炎症信号的相互作用，通过小鼠模型、人类样本及类器官体系，系统性解析了肠道损伤后修复的核心机制，为领域发展提供了关键突破。 实验技术方法 本研究围绕 “组织适应性调节性 T 细胞（Tregs）调控肠道修复” 的核心假设，整合了类器官技术、单细胞测序、流式细胞术、动物模型等多项关键技术，其中肠道类器官相关实验为核心支撑，以下按优先级详细阐述：一、核心技术：肠道类器官的分离、培养与功能检测（优先详细描述） 研究中同时采用小鼠小肠类器官和人类结肠类器官，作为体外模拟肠道上皮结构与功能的核心模型，全程涵盖 “分离 - 培养 - 干预 - 检测” 完整流程：1. 类器官分离流程（1）小鼠小肠类器官分离 取材：从小鼠小肠组织中分离肠道片段，纵向剪开后用 PBS 冲洗去除肠腔内容物。 隐窝解离：将肠组织浸泡在 10 mM 乙二胺四乙酸（EDTA）溶液中，4℃孵育 25 分钟，目的是破坏肠上皮细胞间连接，使隐窝（肠道干细胞所在结构）脱落。 纯化：收集上清液，通过离心洗涤去除杂质，获得纯化的小肠隐窝（每滴培养体系含约 200 个隐窝，保证类器官形成效率）。（2）人类结肠类器官分离 取材：来自结直肠癌患者结肠切除手术中的健康结肠组织（经伦理审批）。 处理：同样经纵向剪开、PBS 冲洗后，采用与小鼠类似的 EDTA 孵育法解离隐窝，纯化后用于培养（人类类器官更依赖 Wnt 信号，后续培养需特殊优化）。2. 类器官培养体系（1）基础培养条件 三维支架：采用生长因子 reduced Matrigel（康宁公司），按 66% Matrigel + 33% 培养基的比例混合，4℃下保持液态，接种后 37℃孵育 15 分钟使其聚合，为类器官提供模拟体内的三维微环境。 培养环境：37℃、5% CO₂恒温培养箱，培养基每 2-3 天更换一次，7 天后通过机械研磨（5mL 注射器 + 18G 针头）进行传代。（2）特异性培养基配方（关键试剂与目的） 类器官类型 培养基名称 核心成分及作用 小鼠小肠类器官 ENR 培养基 基础培养基：Advanced DMEM/F12（含必需营养成分）；添加因子：50 ng/mL 小鼠表皮生长因子（mEGF，促进上皮增殖）、100 ng/mL 重组小鼠 Noggin（抑制 BMP 信号，维持干细胞特性）、10% 人 R-spondin1 条件培养基（激活 Wnt 信号，促进 ISC 自我更新）；辅助成分：L - 谷氨酰胺（维持细胞代谢）、HEPES（稳定 pH）、B27/N2 supplement（提供神经 / 上皮细胞营养）、N - 乙酰半胱氨酸（抗氧化） 人类结肠类器官 WENR 培养基 在 ENR 基础上添加 Wnt3a（人类类器官对 Wnt 依赖性更高，维持 ISC 池稳定）（3）特殊培养处理（实验干预关键步骤） 生长因子缺失模型：为验证 IFNγ/IL-10 的补偿作用，构建 EGF 缺失体系（NR 培养基 + 抗 EGF 中和抗体）或 Wnt 缺失体系（去除 Wnt3a），观察细胞因子能否替代生长因子功能。 共培养体系：将分选后的小鼠 / 人类 Treg 细胞（CD4⁺CD25⁺FoxP3⁺）或常规 T 细胞（Tconv，CD4⁺CD25⁻）与类器官共培养，添加 30 U/mL IL-2 和 CD3/CD28 激活磁珠（Thermo Fisher），倾斜培养板使类器官与 T 细胞避免直接接触（仅通过细胞因子相互作用），4 天后去除 T 细胞，继续培养至 6-7 天进行检测。 细胞因子与抑制剂处理： 细胞因子：重组 IFNγ（0.25 ng/mL 或 5 ng/mL，模拟 Treg 分泌水平）、重组 IL-10（10 ng/mL），单独或联合添加，验证协同作用。 抑制剂：雷帕霉素（1 μg/mL，抑制 mTORC1 通路）、10058-F4（100 μM/mL，抑制 c-Myc 通路），6 小时后添加细胞因子，验证通路依赖性。3. 类器官功能检测方法 形态学分析：通过 ImageJ 软件（Fiji 版本）盲法测量类器官面积（反映大小），计数存活类器官数量（计算再生率 = 存活数 / 接种隐窝数 ×100%）。 流式细胞术：类器官经机械解离为单细胞，标记 EpCAM（上皮细胞标志物）、Lgr5-GFP（ISC 标志物）、EdU（增殖标志物），检测 ISC 比例及增殖能力。 细胞周期分析：通过流式细胞术区分 G0 期（静息）和 G1/G2/S/M 期（增殖），评估细胞因子对细胞周期的影响。二、其他关键实验技术1. T 细胞分离与分选（核心免疫细胞操作） 来源：小鼠 T 细胞来自 C57BL/6 J 小鼠脾脏，人类 T 细胞来自健康志愿者外周血单个核细胞（PBMCs）。 分离方法：采用 Miltenyi Biotec 公司的 CD4⁺CD25⁺调节性 T 细胞分离试剂盒，通过磁珠分选法获得高纯度 Treg 细胞（CD4⁺CD25⁺FoxP3⁺）和 Tconv 细胞（CD4⁺CD25⁻），关键步骤：先去除 CD8⁺、B 细胞等杂质，再阳性分选 CD25⁺细胞，保证纯度＞90%（流式验证）。 细胞激活：分选后用 CD3/CD28 磁珠激活，添加 IL-2 维持细胞存活，用于后续共培养或动物输注。2. 单细胞 RNA 测序（scRNA-seq，解析分子机制） 样本制备：收集 4 组类器官单细胞悬液（单独培养、Treg 共培养、Treg 共培养 + IFNγ/IL-10R 阻断抗体、rIFNγ+rIL-10 刺激），每组 3 个生物学重复。 技术流程： 细胞计数与活力筛选（活力＞90%，避免凋亡细胞干扰）； 采用 10x Genomics 平台构建单细胞文库，测序深度为每个细胞 50,000-100,000 reads； 数据分析：通过 Seurat 软件进行数据质控、降维聚类（UMAP 可视化），用 SingleR 工具进行细胞类型注释（ISC、TA 细胞、肠上皮细胞等）； 差异表达分析与通路富集：采用 Wilcoxon 检验筛选差异基因，基因集富集分析（GSEA）评估 mTORC1、Myc 等通路激活水平，Pearson 相关性分析验证不同处理组的通路重叠度。 关键目的：从单细胞水平揭示 Treg / 细胞因子对类器官不同细胞亚群的基因表达调控模式。3. 动物模型构建（体内验证）（1）异基因造血干细胞移植模型（allo-BMT，模拟 GVHD 相关肠道损伤） 小鼠品系：供体为 C57BL/6 J（H-2Kb），受体为 BALB/c（H-2Kd），主要组织相容性复合体（MHC）错配，诱导 GVHD。 处理流程： 受体预处理：接受 9 Gy 全身照射（TBI，分 2 次给予，避免单次高剂量致死），破坏自身造血系统； 细胞输注：静脉注射 5×10⁶供体骨髓细胞（去 T 细胞）+ 不同剂量供体 T 细胞（低：0.1×10⁶，中：0.5×10⁶，高：2.5×10⁶），部分小鼠同时输注 Treg 细胞（1×10⁶）； 药物干预：部分小鼠给予鲁索替尼（30 mg/kg，口服，每天 2 次，从移植前 1 天开始），促进 Treg 分化。 检测指标：体重变化（评估损伤与修复程度）、肠道通透性（FITC - 葡聚糖转运实验）、生存曲线、肠组织隐窝再生率。（2）腹部照射模型（ABI，模拟放疗相关肠道损伤） 处理：C57BL/6 J 小鼠（野生型或 Ifng⁻/⁻）接受 5×4.5 Gy 腹部局部照射（共 22.5 Gy，避免全身照射的系统性毒性），聚焦肠道直接损伤。 检测：照射后不同时间点（7、15、30 天）分析肠组织 Treg 浸润、类器官再生率、ISC 数量（Lgr5 原位杂交）。4. 高分辨率免疫表型与组织学检测（1）ChipCytometry（人类样本核心技术） 用途：检测人类异基因造血干细胞移植（allo-HSCT）患者肠道活检组织中 Treg 细胞的 IFNγ 表达及定位。 流程：甲醛固定石蜡包埋（FFPE）组织切片，经抗原修复后，用荧光标记的特异性抗体（CD45、CD3、CD4、FoxP3、IFNγ）进行多重染色，通过自动化成像系统获取单细胞水平的荧光信号，定量分析 IFNγ⁺Treg 细胞与肠上皮的距离。（2）免疫组织化学（IHC）与原位杂交（ISH） IHC：检测肠隐窝中 Ki67⁺增殖细胞（抗体：抗 Ki67 单克隆抗体，DAB 显色），评估上皮增殖能力。 ISH：检测 Lgr5⁺ISC（探针：Lgr5 特异性 RNA 探针，荧光标记），定量隐窝中 ISC 数量，验证 ISC 池维持情况。 关键结果图表 本研究围绕 “治疗相关肠道损伤后，调节性 T 细胞（Tregs）如何调控肠道修复” 这一核心问题展开，基于 “Tregs 可能通过分泌特定细胞因子协同作用，解决干扰素 γ（IFNγ）在肠道损伤中‘损伤’与‘修复’的矛盾作用” 的假说，采用动物模型、肠道类器官培养、单细胞 RNA 测序（scRNA-seq）、流式细胞术等多种方法，系统探究了 Tregs 介导肠道修复的分子机制与关键信号通路，最终明确了组织适应性 Tregs 在肠道修复中的核心作用及调控网络。IFNγ 与 Tregs 共同关联肠道损伤严重程度与再生能力 研究首先通过异基因造血干细胞移植（allo-BMT）小鼠模型，探究肠道损伤与再生的关联，发现移植时输注的异基因 T 细胞剂量与小鼠初始体重损失程度呈正相关，且初始损伤越严重，后续体重恢复潜力越强（图 1a）。免疫组化与转录组分析显示，T 细胞输注剂量依赖性增加肠道 T 细胞浸润与激活，同时诱导组织修复相关基因（如 I 型干扰素信号、色氨酸代谢相关基因）表达（图 S1c-e）。进一步通过肠道类器官再生实验验证，输注高剂量异基因 T 细胞或提高全身照射（TBI）剂量均能显著增强小肠类器官的体外再生率（图 1b、c）。为明确 IFNγ 的作用，研究使用 IFNγ 缺陷型（Ifng⁻/⁻）供体 T 细胞进行 allo-BMT，结果显示，与野生型（Ifng⁺/⁺）T 细胞组相比，Ifng⁻/⁻ T 细胞组受者存活率显著降低、肠道上皮完整性受损（FITC - 葡聚糖通透性增加），且类器官再生率未随 T 细胞剂量升高而增加（图 1d-g），证实肠道浸润 T 细胞分泌的 IFNγ 是支持肠道干细胞（ISC）龛再生的关键因子。同时，allo-BMT 后高剂量 T 细胞输注组小鼠肠道上皮中 Tregs 丰度显著升高（图 1h），而 JAK1/2 抑制剂鲁索替尼处理可进一步增加上皮 Tregs 比例，减轻急性移植物抗宿主病（GVHD）并增强类器官再生（图 1i、j），提示 Tregs 丰度与肠道修复效率正相关，据此提出 “肠道浸润的 IFNγ⁺ Tregs 可能是促进肠道再生的关键细胞群” 的推测。肠道损伤后 Tregs 发生组织适应性重塑并特异性表达 IFNγ 为验证 Tregs 的组织适应性，研究重分析已发表的 scRNA-seq 数据（GEO: GSE223798），发现 allo-BMT 后从小鼠肠道分离的 Tregs 显著表达 IFNγ mRNA，而脾脏、肝脏来源的 Tregs 及输入前的 Tregs 几乎不表达（图 2a-c）。免疫荧光流式细胞术进一步证实，allo-BMT 后 1 周，小鼠肠道上皮及固有层中的供体 Tregs 可表达 IFNγ（图 S2a、b）。在人类样本中，通过芯片流式细胞术（ChipCytometry）分析异基因造血干细胞移植（allo-HSCT）患者的肠道活检组织，发现肠道上皮附近存在不同 IFNγ 表达水平的 Tregs（图 2d），且 scRNA-seq 数据显示，仅 allo-HSCT 患者的肠道 Tregs 表达 IFNγ，健康对照者的肠道 Tregs 无 IFNγ 表达（图 2e）。为排除 GVHD 复杂病理环境的干扰，研究采用腹部照射（ABI）小鼠模型（直接损伤肠道上皮），结果显示 Ifng⁻/⁻小鼠 ABI 后急性体重损失更严重、肠道通透性更高、类器官再生率更低（图 2f-h），且 ABI 后小鼠大小肠组织中 Tregs 丰度升高，同时伴随 IFNγ 表达上调（图 2i、j）。这些结果共同证实，肠道损伤后，Tregs 会发生组织适应性重塑，特异性表达 IFNγ，且该现象在小鼠和人类中均存在，为 Tregs 参与肠道修复提供了关键细胞层面证据。Tregs 介导的肠道类器官生长依赖上皮细胞的 IFNγ 受体信号 为明确 IFNγ 在 Tregs 与肠道上皮细胞相互作用中的作用，研究将小鼠小肠类器官与不同 T 细胞亚群共培养，发现野生型 CD4⁺CD25⁺ Tregs 可显著促进类器官生长，而 CD4⁺CD25⁻常规 T 细胞（Tconv）则抑制类器官生长（图 3a）。进一步使用 Ifng⁻/⁻ T 细胞进行共培养，显示 Ifng⁻/⁻ Tconv 无法抑制类器官生长，而 Ifng⁻/⁻ Tregs 也失去了促进类器官生长的能力（图 3b），且加入抗 IFNγ 中和抗体可完全阻断野生型 Tregs 的促生长效应（图 3c）。为明确 IFNγ 受体的作用部位，研究使用 IFNγ 受体缺陷型（Ifngr1⁻/⁻）Tregs 和上皮细胞进行实验，发现 Ifngr1⁻/⁻ Tregs 仍能促进野生型类器官生长，而 Ifngr1⁻/⁻类器官无法对野生型 Tregs 产生应答（图 3d），且野生型 Tregs 可增加类器官大小，该效应依赖上皮 IFNγ 受体激活（图 3e、f）。即使通过流式分选获得高纯度 CD4⁺CD25hi FoxP3-eGFP⁺ Tregs（仅约 5% 表达 IFNγ），其促类器官生长效应仍依赖 IFNγ（图 3g、h）。这些结果表明，Tregs 介导的肠道类器官生长必须依赖肠道上皮细胞表达 IFNγ 受体，而非 Tregs 自身，且 Tregs 分泌的 IFNγ 是其发挥促修复作用的关键因子，明确了 IFNγ 在 Tregs 促修复中的作用方式。Tregs 通过 IFNγ 与 IL-10 协同作用，促进鼠源及人源肠道类器官生长与损伤修复 鉴于仅 IFNγ 不足以完全模拟 Tregs 的促修复效应，研究进一步探究 Tregs 分泌的其他细胞因子，发现 allo-BMT 后 Tregs 会适应性表达白细胞介素 10（IL-10），且 ABI 后肠道 Tregs 中 IFNγ⁺和 IL-10⁺细胞比例均升高（图 S4c、e、f）。类器官共培养实验显示，阻断 IL-10 受体信号可完全废除 Tregs 的促生长效应（图 4c），且仅联合添加重组 IFNγ（rIFNγ）和重组 IL-10（rIL-10）才能显著促进鼠源小肠类器官生长，单独使用任一细胞因子均无此效应（图 4d）。在人源结肠类器官模型中，同样观察到 Tregs 可促进类器官生长，且该效应依赖 IFNγ（图 4e、f），联合使用 rIFNγ 和 rIL-10 可显著促进人源类器官生长，高剂量 rIFNγ 的毒性可被 rIL-10 抵消（图 4g）。体外照射损伤类器官实验显示，联合细胞因子刺激或与同基因 Tregs 共培养，均可增强照射后类器官的再生能力（图 4h、i）。体内实验中，ABI 后阻断 IL-10 受体或 IFNγ，均会导致小鼠急性体重损失增加、恢复延迟，且 Ifng⁻/⁻小鼠联合阻断 IL-10 受体后，损伤进一步加重（图 4j），而在损伤高峰（第 6 天）或损伤前（第 - 1 天）启动双重细胞因子阻断，均会显著抑制小鼠体重恢复（图 4k）。这些结果证实，IFNγ 与 IL-10 的协同作用是 Tregs 促进肠道修复的必需条件，该机制在鼠源和人源肠道组织中均保守，且在免疫介导损伤和辐射损伤中均发挥作用。Tregs 通过激活 mTORC1 和 Myc 通路，调控 ISC 及早期分化细胞的再生功能 为解析 Tregs 促修复的分子机制，研究对不同处理组的鼠源小肠类器官进行 scRNA-seq，发现 Tregs 共培养或 IFNγ+IL-10 联合刺激后，类器官中肠道干细胞（ISC）、过渡放大细胞（TA）等未分化细胞形成独特的基因表达簇，而分化细胞（如杯状细胞、潘氏细胞）无明显基因表达偏移（图 5a）。基因集富集分析（GSEA）显示，Tregs 共培养与 IFNγ+IL-10 刺激调控的通路高度重叠，且在 ISC 和 TA 细胞中显著激活 mTORC1 和 Myc 信号通路，该激活可被 IFNγ/IL-10 受体阻断抗体废除（图 5b-d）。进一步使用通路抑制剂实验证实，mTOR 抑制剂雷帕霉素或 c-Myc 抑制剂 10058-F4，均可完全阻断 IFNγ+IL-10 或 Tregs 介导的类器官促生长效应（图 5e-g）。这些结果表明，Tregs 通过 IFNγ+IL-10 协同激活 ISC 和 TA 细胞中的 mTORC1 和 Myc 通路，是肠道类器官生长和修复的核心分子机制，且该效应主要靶向未分化细胞，与肠道再生的细胞来源特征一致。IFNγ 与 IL-10 分别具备 EGF 样和 Wnt 样功能，补偿损伤后生长因子缺失 考虑到肠道损伤后潘氏细胞等分泌生长因子的细胞减少，研究探究 IFNγ 和 IL-10 是否可补偿生长因子缺失。在表皮生长因子（EGF）缺失培养体系中（NR 培养基 + 抗 EGF 抗体），鼠源小肠类器官大小和数量显著减少，而添加 rIFNγ 可完全补偿 EGF 缺失的影响，维持类器官生长，且该效应可通过长期传代验证（图 6a-d），而 mTOR 或 c-Myc 抑制剂可阻断该补偿作用（图 6e）。在人源结肠类器官中，rIFNγ 同样可补偿 EGF 缺失，维持类器官大小和数量（图 6f、g）。细胞周期分析显示，rIFNγ 单独处理可诱导类器官细胞快速进入 G1/G2/S/M 期（增殖期），但长期刺激会导致 Lgr5⁺ ISC 池减少，而联合 rIL-10 可限制过度增殖，维持 ISC 池稳定（图 6h-k）。在 Wnt 缺失培养体系中，人源结肠类器官存活数量显著减少，添加 rIL-10（单独或联合 rIFNγ）可部分逆转该效应，但无法补偿类器官大小的减少（图 6l、m）。机械损伤类器官实验显示，损伤后立即添加 rIFNγ 会降低类器官植入率，而 rIL-10 可提高植入率，且此时 rIL-10 无法抵消 rIFNγ 的毒性（图 6n）。体内实验进一步证实，ABI 后 Ifng⁺/⁺小鼠肠道隐窝中 Ki67⁺增殖上皮细胞数量显著多于 Ifng⁻/⁻小鼠，且 Lgr5⁺ ISC 数量无明显减少（图 6o-r）。这些结果揭示，IFNγ 具备 EGF 样功能，可促进上皮增殖并补偿 EGF 缺失，IL-10 具备 Wnt 样功能，可维持 ISC 池稳定并补偿 Wnt 缺失，二者协同实现 “增殖 - 稳态” 平衡，保障肠道持续修复。总结与结论 本研究通过多模型、多技术验证，明确组织适应性 Tregs 是治疗相关肠道损伤后肠道修复的关键调控细胞，其核心机制是通过同时分泌 IFNγ 和 IL-10，协同激活 ISC 和 TA 细胞中的 mTORC1/Myc 通路，且二者分别发挥 EGF 样和 Wnt 样功能，补偿损伤后生长因子的缺失，最终解决了 IFNγ 在肠道损伤中的矛盾作用 —— 低剂量 IFNγ 联合 IL-10 时发挥促修复作用，而高剂量或不当时机的 IFNγ 则导致损伤。该研究首次揭示了 Tregs 介导肠道修复的全新分子网络，为治疗 GVHD、肿瘤治疗相关肠道副作用等疾病提供了 “靶向 Tregs”“调控 IFNγ/IL-10 组合”“干预 mTORC1/Myc 通路” 等多个潜在治疗靶点。新延伸问题与下一步实验方向 基于本研究结果，后续可进一步探究：1）除 Tregs 外，其他细胞（如 Tconv、巨噬细胞）来源的 IFNγ 和 IL-10 在肠道修复中的贡献比例；2）IFNγ 受体激活的精准调控机制（如剂量阈值、时间窗口），如何在临床中实现 “促修复” 与 “避毒性” 的平衡；3）鲁索替尼等 JAK 抑制剂促进肠道修复的具体分子机制，是否存在除增加 Tregs 丰度外的其他途径；4）将 IFNγ/IL-10 组合或相关通路抑制剂转化为临床治疗的可行性，需开展更多临床前和临床研究验证。 特色与创新之处 破解 IFNγ 在肠道损伤中的功能矛盾，揭示上下文依赖的双效模式：此前领域内长期存在 IFNγ 的 “损伤悖论”—— 既被证实介导肠道干细胞（ISCs）杀伤、加重移植物抗宿主病（GVHD），又在缺失时导致修复障碍。本研究首次明确，IFNγ 的功能依赖剂量、时机及协同因子（IL-10）：高剂量或损伤急性期单独作用时具有毒性，而低剂量与 IL-10 联合时则发挥再生作用。这一发现整合了既往冲突结论，为理解炎症信号在组织修复中的双向作用提供了统一框架，解决了领域内长期未决的核心争议。 发现 Tregs 的组织适应性再生表型，阐明双细胞因子协同的核心机制：已知 Tregs 通过分泌 IL-10 等发挥免疫抑制和部分组织保护功能，但本研究首次证实，肠道损伤后 Tregs 会发生组织特异性适应性重塑 —— 在小鼠和人类样本中均特异性表达 IFNγ，与 IL-10 共同构成 “促再生信号组合”。这种 “双细胞因子共分泌” 表型突破了 Tregs 传统功能认知，明确其并非仅通过免疫抑制间接支持修复，而是直接通过 IFNγ+IL-10 协同激活上皮细胞信号，为 Tregs 的组织修复功能提供了全新的分子解释。 揭示细胞因子的生长因子替代功能，填补损伤后生长因子匮乏的修复空白：肠道损伤后，潘氏细胞等分泌表皮生长因子（EGF）、Wnt 的细胞数量减少，导致干细胞微环境支撑不足。本研究通过类器官缺失培养体系证实，IFNγ 具备 EGF 样功能，可完全补偿 EGF 缺失以维持上皮增殖，而 IL-10 具备 Wnt 样功能，能保护 ISCs 池稳定、部分补偿 Wnt 缺失。这一发现首次建立了炎症细胞因子与干细胞生长因子信号的替代关联，阐明了损伤后生长因子不足时的 “信号桥接” 机制，丰富了组织修复的代偿性调控网络。 精准定位 ISC 和 TA 细胞为核心靶标，明确 mTORC1/Myc 通路的必需性：借助单细胞 RNA 测序（scRNA-seq），本研究首次证实 Tregs / 细胞因子的修复作用主要靶向 ISCs 和过渡放大细胞（TA 细胞），对成熟分化细胞（如杯状细胞、潘氏细胞）影响微弱。进一步通过通路抑制剂实验验证，mTORC1 和 Myc 通路是 IFNγ+IL-10 介导修复的核心下游分子，二者缺失可完全废除类器官生长促进效应。这种 “细胞类型特异性 + 核心通路依赖” 的精准机制解析，为靶向治疗提供了明确的作用靶点，避免了泛化干预可能带来的副作用。 建立基础机制与临床转化的直接关联，为治疗相关肠道损伤提供新策略：本研究未局限于基础机制探索，而是通过动物实验验证了 JAK1/2 抑制剂鲁索替尼的治疗潜力 —— 尽管该药物可抑制 IFNγR/IL-10R 信号，但能通过促进肠道上皮 Tregs 浸润，间接强化 IFNγ+IL-10 协同修复效应，且在高剂量异基因 T 细胞移植模型中效果最显著。这一发现为临床中鲁索替尼治疗 GVHD 的疗效提供了全新分子解释，同时提示 “靶向 Tregs 浸润”“调控 IFNγ/IL-10 比例”“干预 mTORC1/Myc 通路” 等多个可转化方向，实现了基础研究向临床应用的有效衔接。 依托类器官模型实现机制验证的精细化，提升研究结论的可靠性与可重复性：本研究将肠道类器官（小鼠小肠 + 人类结肠）作为核心验证工具，构建了 “免疫细胞 - 类器官共培养”“生长因子缺失”“辐射损伤” 等多种精细化模型，不仅验证了细胞因子协同、生长因子替代、通路依赖等核心机制，还实现了从动物到人类样本的跨物种验证。类器官模型的深度应用避免了体内实验的复杂性干扰，使机制解析更精准，同时为后续高通量药物筛选奠定了基础，体现了基础研究中 “体外模型 - 体内验证 - 临床样本佐证” 的严谨研究范式。 可以改进的地方[AI基于大数据总结，仅供参考] 一、非 Treg 细胞来源的 IFNγ/IL-10 功能贡献不明确 研究明确了调节性 T 细胞（Tregs）分泌的干扰素 γ（IFNγ）和白细胞介素 10（IL-10）是肠道修复的关键，但未厘清其他免疫细胞（如常规 T 细胞、巨噬细胞、B 细胞、2 型辅助性 T 细胞）来源的 IFNγ/IL-10 在该修复通路中的作用比例与协同关系。例如，研究仅证实常规 T 细胞（Tconv）来源的 IFNγ 对体内上皮屏障功能恢复重要，但未明确其与 Tregs 来源 IFNγ 的功能重叠或互补效应；对于 IL-10，非 Treg 细胞来源的分泌是否能补偿 Tregs 特异性 IL-10 缺失，也缺乏实验验证。这一空白导致对肠道修复中细胞因子网络的理解不够全面，可能影响靶向治疗的精准性。 改进建议：采用细胞特异性敲除小鼠（如 CD4⁺T 细胞、巨噬细胞、B 细胞特异性 IFNγ 或 IL-10 敲除模型），结合细胞 depletion 实验（如抗 Ly6C 抗体 depletion 巨噬细胞、抗 CD20 抗体 depletion B 细胞），在异基因造血干细胞移植（allo-HSCT）或腹部照射（ABI）模型中，对比肠道修复效率、类器官再生率及信号通路激活水平，明确不同细胞来源 IFNγ/IL-10 的功能权重；同时通过体外 Transwell 共培养实验，单独或联合加入不同细胞来源的重组细胞因子，验证其协同或补偿效应。二、IFNγ 剂量 / 时机依赖效应的分子调控机制未明确 研究证实 IFNγ 的功能具有上下文依赖性：低剂量联合 IL-10 促修复，高剂量或损伤急性期单独使用则具毒性，但未深入探究其剂量阈值、作用时间窗口的分子调控基础。例如，肠道干细胞（ISCs）和上皮细胞表面 IFNγ 受体（IFNγR）的表达水平是否随损伤程度动态变化，进而影响 IFNγ 的功能转换；信号通路层面，高剂量 IFNγ 如何导致 mTORC1 过度激活引发细胞坏死，低剂量时 IL-10 如何调控这一平衡，均缺乏机制解析。这限制了对 “精准调控 IFNγ 信号以促修复避毒性” 的临床转化。 改进建议：体外实验中，以梯度剂量（0.01-10 ng/mL）rIFNγ 联合固定剂量 rIL-10 刺激鼠源 / 人源类器官，结合细胞增殖（EdU 标记）、凋亡（Annexin V 染色）检测，明确促修复的 IFNγ 剂量阈值；通过流式细胞术和 Western blot 检测不同剂量 / 时间点 IFNγR1/2 的表达水平及磷酸化状态，结合 STAT1、mTORC1 下游分子（如 p-S6K1）的激活强度，揭示剂量依赖的分子机制。体内实验中，在 ABI 模型的不同时间点（损伤前 1 天、损伤高峰第 6 天、修复期第 10 天）给予不同剂量 IFNγ，结合肠道通透性、类器官再生率检测，明确最佳干预时间窗口，并通过免疫组化分析 IFNγR 在肠隐窝的表达分布。三、临床转化缺乏针对性机制解析与临床验证 研究提到 JAK1/2 抑制剂鲁索替尼可通过增加肠道上皮 Tregs 浸润促进修复，但鲁索替尼同时抑制 IFNγR 和 IL-10R 的信号传导，其与细胞因子介导的修复通路存在理论上的冲突，且研究未明确除 Tregs 浸润外的其他分子机制。此外，研究结果主要基于小鼠模型和体外类器官实验，缺乏大规模人类临床样本验证（如 allo-HSCT 患者接受鲁索替尼治疗后，肠道组织中 Tregs 浸润、IFNγ/IL-10 表达及 ISC 再生的相关性分析），临床转化的可行性和安全性尚未充分论证。 改进建议：首先，通过体外实验明确鲁索替尼对 Tregs 分泌 IFNγ/IL-10 的影响，以及对类器官中 IFNγR/IL-10R 信号的抑制程度，结合 Tregs 浸润实验，解析其 “抑制受体信号却促修复” 的矛盾机制（如是否通过下调 Tconv 细胞的过度激活，间接为 Tregs 的修复功能创造条件）。其次，构建人源化 allo-HSCT 小鼠模型（移植人类造血干细胞和 T 细胞），评估鲁索替尼联合 IFNγ/IL-10 调节剂的治疗效果，检测肠道损伤评分、存活率及 ISC 再生情况。最后，开展小规模临床试点研究，纳入 allo-HSCT 后发生肠道 GVHD 的患者，给予鲁索替尼治疗后，通过肠道活检检测 Tregs 浸润、IFNγ/IL-10 水平及 ISC 数量，分析疗效与生物标志物的相关性，为后续大规模临床试验提供依据。四、类器官模型缺乏完整肠道微环境，临床相关性有限 研究采用的肠道类器官模型（小鼠小肠 + 人类结肠）虽能模拟上皮结构和 ISC 功能，但缺乏肠道生理微环境的关键成分，如血管内皮细胞、神经细胞、肠道微生物群等。肠道微生物群可通过代谢产物（如短链脂肪酸）调控 Tregs 的分化和细胞因子分泌，血管则为 ISC 提供营养和生长因子，这些成分的缺失可能导致类器官对细胞因子的应答与体内生理状态存在差异。例如，研究中 IFNγ 可补偿表皮生长因子（EGF）缺失，但体内 EGF 部分由血管内皮细胞分泌，类器官中缺乏血管可能放大 IFNγ 的补偿效应，影响结果的临床参考价值。 改进建议：构建 “上皮 - 免疫 - 血管 - 微生物群” 复合类器官模型，将肠道类器官与人类脐静脉内皮细胞（HUVECs）、外周血单个核细胞（PBMCs）及健康人肠道微生物群提取物共培养，模拟体内肠道微环境；或采用 “类器官体内移植” 策略，将人源类器官移植到免疫缺陷小鼠的肾包膜下或肠道壁，待形成血管化组织后，再进行损伤和干预实验，更贴近生理状态下的肠道修复过程。同时，可通过微生物群定植实验，探究特定菌群（如双歧杆菌、 Akkermansia 菌）对 Tregs 分泌 IFNγ/IL-10 及类器官修复的影响，明确微环境与细胞因子通路的相互作用。五、IFNγ 与 IL-10 协同激活 mTORC1/Myc 通路的分子网络未完全解析 研究证实 mTORC1 和 Myc 通路是 Tregs/IFNγ+IL-10 介导肠道修复的必需通路，但未明确 IFNγ 与 IL-10 如何协同激活这两个通路的下游分子相互作用。已知 IFNγ 主要通过 STAT1 传递信号，IL-10 通过 STAT3 传递信号，二者在 ISC 和过渡放大细胞（TA 细胞）中如何交叉对话，共同调控 mTORC1/Myc 的激活，仍缺乏机制层面的深入探究。例如，STAT1 与 STAT3 是否存在物理相互作用（如形成异源二聚体），或是否通过共同调控下游转录因子（如 c-Myc 的上游调控因子 MycN）实现协同效应，研究中未涉及。这一空白导致对 “细胞因子协同促修复” 的分子机制理解不够透彻，难以开发更精准的靶向药物。 改进建议：采用免疫共沉淀（Co-IP）和邻近连接实验（PLA），检测 IFNγ+IL-10 刺激后，ISC 中 STAT1 与 STAT3 的相互作用（结合情况、亚细胞定位）；通过染色质免疫沉淀（ChIP-seq）分析 STAT1/STAT3 在 mTORC1（如 Raptor）和 Myc 基因启动子区域的结合位点，明确二者对通路基因的转录调控作用。同时，利用磷酸化蛋白组学技术，对比单独 IFNγ、单独 IL-10 及联合刺激后，ISC 中磷酸化蛋白的表达谱差异，筛选出协同激活的关键信号分子（如 PI3K-AKT-mTOR 轴的中间分子），构建完整的分子调控网络。此外，可通过 STAT1/STAT3 细胞特异性敲除的类器官，验证其在协同激活通路中的必要性。 求点赞 求分享 求推荐 如果你想在此显示您的广告信息，请联系我们。 与万千同行共同关注类器官！ 关注我们  肠道类器官（Organoid Bulletin） 本公众号由AI智能体ORGANOID AGENT驱动赋能，您可以直接与公众号对话，获得最专业的类器官知识指导与信息。      我们致力于发布本领域优质资讯与评述，推送国内外类器官与干细胞相关领域最新研究论文、综述与技术进展。发布科普文章、专家观点评论、行业分析、招聘信息和会议通知。您可以在微信、小红书、百家号、企鹅号、今日头条、知乎和Bilibili关注我们。秉承干细胞与类器官创新计划组织(ISCO)愿景，我们积极传播科学知识，促进同行交流，推动产业发展，服务国家战略，积极为类器官与干细胞技术发展提供助力。欢迎各位关注、分享、转载、投稿！原创内容欢迎转载，直接私信即可，完全免费授权。内容多来自学术论文或网络公开资源，如有侵权还请联系删除。 编辑部联系邮箱：zj@organoid.ac.cn 合作品牌 欢迎找到组织 类器官创新计划组织 类器官创新计划组织（Innovations in organoids organization）是由来自中国科学院、北京大学、清华大学和复旦大学等多个顶级研究机构的头部研究团队组织发起的，完全公益的学术与研究技术交流合作组织，成员主要由来自类器官行业内的企业高管、技术经理、高级PI等构成。加入“类器官创新计划”后，您将以极低的成本实现类器官资源的互换与共享，基于肠道类器官和类器官创新计划组织微信公众号平台，您将获得来自全行业的赋能与指导，进行标准化的类器官制备与检测，保证您的研究顺利且高质量开展。我们会将你纳入本组织“技术研发”、“开源公益”和“产品服务”等多个微信群，这样您能够与所有参与计划的成员及时沟通，您所有的类器官问题都能最及时的得到解答和帮助，互换类器官品系和干细胞研究工具资源，解决技术难题，获得技术支持。我们已有上万个来自全国顶级类器官研究机构、大学和企业的注册认证会员，大家一起为类器官事业发展点燃星星之火，推动类器官产业发展壮大。我们还建立了AI知识问答和开源类器官分析工具等多个公益项目为类器官研究提供帮助，构建开放包容的领域生态。在这里,我们敢为人先，始终积极寻求更新类器官更优的解决方案，勇于突破经验与预想的界限，致力打造科学卓越的行业新标准。 官方网站：www.organoid.ac.cn 联系邮箱：info@isco.ac.cn 组织愿景 1.共建开放协作生态：搭建行业资源共享平台，促进技术互通与经验共享，降低类器官研究门槛。 2.引领标准与规范：推动制定行业与国家工程标准，实现类器官培养与应用的规范化、全流程标准化。 3.打造国际级资源枢纽：推动建设全球认可的类器官库与智库平台，加速技术向精准医学与药物研发转化。 4.驱动技术融合创新：推动整合生物材料、智能装备等工程技术创新，突破类器官规模化制备与功能重建瓶颈。 5.强化技术自主可控：推进国产化试剂、仪器研发与技术体系替代，保障核心研发链安全与战略主动权。 加入交流       ISCO面向类器官全领域同行提供交流平台和会员身份认证服务，可以加入“技术研发”、“开源公益”、“产品服务”和“专属领域”等多个类型的交流群，涵盖科学研究技术、开源工具和公益、销售产品与服务、细分领域如类器官芯片、生物材料等专属群等平台，参与讨论。高级研究员或独立PI可以申请成为荣誉发起人，成为类器官创新计划贡献者与受益者。本公益组织目前已有8000+会员，期待您加入讨论分享，让我们共同促进类器官产业发展。      现在，您只需添加发起人微信，备注自己的真实姓名与单位例如“李四-中国科学院大学”，说明申请加入类器官创新计划，提供有效身份证件如学生证、身份证、工作证或其他任何可以证明身份的真实性的证件，即可加入对应社群。而这一切都是公益的，免费的，不收取任何费用。 欢迎您找到组织！~ 扫描二维码添加发起人微信以进群交流 专业收费资源 面向专业科普需求和企业级资源共享，现在扫描二维码加入“肠道类器官”知识星球，就能获得来自顶级研究机构分享的类器官培养基配方和方案，类器官创新计划组织发布的官方标准指南、AI类器官分析工具等更加专业的资料。与1000+位行业精英共同交换类器官技术资料和资源，向行业专家提问，免费参与国内领先的类器官品牌产品内测试用，获得类器官工程师认证等。全行业最专业的类器官知识社区和公益平台，让您的类器官研究少走弯路！ #为什么要加入知识星球？ 1.最新最专业的培养基配方和技术资料即时获取。 2.标准类器官培养方案和技术标准材料发布唯一渠道。 3.最强AI智能体和类器官分析软件和工具解析和下载。 4.类器官领域TOP专家一对一沟通，权威资料触手可及。 5.类器官企业新产品评测和免费试用特权通道。 6.定期发放免费会议入场券和资料，提供演讲机会。  更多福利，请移步知识星球内部了解。 开源公益  类器官能模拟人体器官功能与结构，为疾病研究、药物研发提供有力模型。但分析类器官数据困难复杂，开源算法项目汇聚前沿科学家智慧，让科研人员共享代码，优化数据处理与分析，加速成果转化，推动类器官研究迈向新高度。我们的管理团队和多个科研团队合作，依托类器官创新计划组织，率先开源基于大模型的类器官AI算法工具，未来类器官创新计划组织将不断提供开源免费的类器官分析与报告工具，助力行业快速发展。 #公益知识问答项目Organoid Agent, 采用最新的AI智能体技术，提供超越博士级类器官研究水平和教授级实验技术知识储备。 https://www.coze.cn/store/agent/7376069505418280970?bot_id=true&bid=6fck970447g1k 您还以直接在公众号对话框与它对话，获取帮助。 #开源AI图形算法项目地址 https://github.com/zjdevo/ISCO https://gitee.com/zjdevo/ISCO 开源项目自发起以来，持续受到企业公益赞助,我们感谢以下企业的支持： 上海捷方凯瑞生物科技有限公司  吉诺生命健康控股集团有限公司  如您有意通过赞助公益项目，实现品牌推广与发展，欢迎与我们联系。 扫描二维码添加微信以咨询赞助政策 注册会员      注册会员是面向所有人的公益身份识别项目。如需以组织会员身份获取各种资源与免费福利。您只需访问www.organoid.ac.cn注册会员，并补充个人真实有效身份信息，经人工审核后，即可获得注册会员认证。通过“类器官创新计划组织”和“肠道类器官公众号”的“身份认证”菜单就能找到查询入口。也可以下载专属的身份二维码用于各种需要出示本组织身份的场合如学术会议、合作商提供的免费产品申请。由PI或课题组长及以上级别提供实名信息可注册为“注册会员”，加入“注册认证会员群”优先享受本组织提供的学术界与产业界资源。特别的，您所有的信息仅用于身份识别，不会被进行任何形式的商业用途，     欢迎监督举报（邮箱：isco@organoid.ac.cn）。未进行注册的，不被认为是我组织正式会员，合作方有权拒绝提供任何服务和或产品。 具体注册方式点击下列文章了解： 如何注册成为注册会员？ 扫描二维码快速进入 身份认证系统