UCLE-802

点击蓝字 关注我们 免疫检查点抑制剂（ICIs）的问世彻底改变了癌症治疗格局，但一个残酷的现实是，仅“免疫热肿瘤”能从中获益，而占比颇高、T细胞浸润稀少的“免疫冷肿瘤”往往对PD-1/PD-L1疗法产生原发性耐药，成为无数患者的治疗死结。为何这些肿瘤能成功逃脱免疫系统的追杀？关键元凶之一正是B7-H4这个在多种实体瘤中持续过表达、与PD-L1呈互斥表达的免疫抑制分子，它不仅构建了免疫抑制的肿瘤微环境，更直接阻断了T细胞的浸润与活化。患者来源类器官（PDO）作为精准模拟体内肿瘤表型与微环境的“微型肿瘤模型”，为药物研发与临床转化搭建了高效桥梁。该研究聚焦这一临床痛点，以PDO模型为重要验证工具，研发出全人源抗B7-H4单克隆抗体A8，探究其不依赖Fc段的独特抗肿瘤机制，验证其逆转PD-1抑制剂耐药的效能，为B7-H4阳性免疫排斥型肿瘤提供全新治疗策略，也为抗体药物的精准转化提供新思路。 福建医科大学免疫治疗研究所和基础医学院在权威期刊Journal for ImmunoTherapy of Cancer上发表题为“Fully human anti-B7-H4 antibody induces lysosome-dependent ferroptosis to reverse primary resistance to PD-1 blockade”的研究论文。该研究通过PDO模型开发一种全人源抗B7-H4单克隆抗体（克隆A8），不仅阻断其免疫抑制功能，更首次揭示其通过发动蛋白依赖性内吞作用，引导B7-H4进入溶酶体，诱发铁死亡这一免疫原性细胞死亡，从而逆转肿瘤的耐药状态。这一机制不仅为“冷”肿瘤转化为“热”肿瘤提供了新策略，也为联合PD-1抑制剂治疗带来了新的协同效应，有望为B7-H4高表达肿瘤患者开辟全新的治疗路径。 01 研究亮点 Research Highlights 1. 溶酶体依赖性铁死亡介导的双重抗肿瘤效应：A8-hIgG1摒弃现有抗B7-H4抗体依赖Fc段的作用模式，通过动力蛋白介导B7-H4内吞靶向溶酶体，同步诱导铁死亡与免疫原性细胞死亡，为靶向B7-H4治疗提供全新作用路径； 2. 逆转B7-H4介导的PD-1原发性耐药：A8抗体可重塑肿瘤免疫微环境，促进CD8+T细胞浸润、减少免疫抑制性巨噬细胞，单药或与PD-1抑制剂联用均能有效克服耐药，在联合PD-1抑制剂的模型中实现肿瘤完全消退； 3. 全人源特性与多场景疗效验证：A8抗体为全人源单克隆抗体，便于临床转化，其疗效在免疫健全小鼠、免疫缺陷小鼠、人源肿瘤异种移植及PDO模型中均获验证，为B7-H4阳性肿瘤提供多元化治疗策略。 02 研究内容 Research Content 1. 表达B7-H4的肿瘤细胞介导对抗PD-1治疗的原发性耐药 研究首先分析TCGA转录组数据集，发现乳腺浸润性癌、结直肠癌等多种肿瘤中，B7-H4编码基因VTCN1与PD-L1编码基因CD274呈显著负相关（图1A）。蛋白水平上，乳腺癌组织中B7-H4高表达与PD-L1低表达、CD8+T细胞低浸润密切相关，支持其参与形成免疫排斥性肿瘤微环境（图1B）。对免疫治疗队列的Kaplan-Meier分析显示，B7-H4高表达患者预后更差，提示其介导耐药的潜在作用（图1C）。通过乳腺癌患者scRNA-seq数据进一步发现，抗PD-1治疗前，VTCN1基线表达患者比例高于CD274；治疗后部分患者VTCN1阳性肿瘤细胞比例升高（图1D、E），且非应答者VTCN1表达显著高于应答者（图1F）。过表达B7-H4的MC38-mH4（小鼠结肠癌细胞）小鼠模型显示，抗PD-1治疗对其疗效有限，而对野生型MC38肿瘤抑制效果显著（图1G）；免疫荧光染色证实，MC38-mH4肿瘤中CD8+T细胞多局限于肿瘤边缘，符合免疫排斥表型（图1H）。 图1 抗PD-1治疗下B7-H4表达与CD8+T细胞浸润的动态变化。（A）TCGA数据集中不同癌症类型中VTCN1（B7-H4编码基因）与CD274（PD-L1编码基因）的表达相关性。（B）手术前未接受放疗、化疗或靶向治疗的乳腺癌患者肿瘤组织中，CD274（PD-L1）、B7-H4及CD8的代表性免疫荧光染色结果。（C）基于接受免疫治疗患者肿瘤组织中VTCN1表达水平的Kaplan-Meier生存分析。（D）抗PD-1治疗后肿瘤细胞中CD274与VTCN1表达的空间分布，及病理完全缓解情况评估。（E）接受抗PD-1治疗的个体患者中CD274与VTCN1的表达水平。（F）抗PD-1治疗后应答者（R）与非应答者（NR）的VTCN1表达水平对比。（G）各组（n=5）肿瘤直径。（H）第21天不同处理组肿瘤组织中CD8的免疫荧光染色结果。*p<0.05，***p<0.001，##p<0.01。缩写说明：BRCA（乳腺浸润性癌）、COAD（结直肠癌）、CTLA-4（细胞毒性T淋巴细胞相关蛋白4）、READ（直肠腺癌）、LIHC（肝细胞癌）、LUSC（肺鳞状细胞癌）、NR（非应答者）、PD-1（程序性死亡蛋白1）、PD-L1（程序性死亡配体1）、R（应答者）、TCGA（癌症基因组图谱）、WT（野生型）。 2. 抗B7-H4抗体诱导肿瘤细胞铁死亡 该研究筛选噬菌体展示人源scFv文库，鉴定出结合B7-H4 IgV样结构域的A8克隆，将其改造成全长人IgG1抗体（A8-hIgG1），并与结合IgC结构域的6H3-mIgG2a、结合IgV结构域的8H4抗体对比。与对照抗体不同，A8-hIgG1以剂量依赖性降低MC38-mH4细胞活力（图2A、B），处理48小时后约18%的细胞死亡，对MC38-WT细胞及经6H3-hIgG1、8H4处理的MC38-mH4细胞无细胞毒性（图2C），还诱导线粒体膜电位显著下降，提示非凋亡性细胞死亡（图2D）。RNA-seq分析显示，A8-hIgG1处理后SKBR3细胞（人乳腺癌细胞）中铁死亡和自噬相关基因特征上调（图2E）。后续实验证实铁死亡特征，包括ROS产生增加（图2F、G）、SLC7A11和铁蛋白下调（图2H）、谷氨酸积累（图2I、J）、脂质过氧化增强（图2K）、细胞内Fe²⁺升高（图2M），且LC3-II/LC3-I比值升高提示自噬诱导（图2L）。所有处理组均未检测到焦亡相关的caspase-1激活（图2N），透射电镜观察到铁死亡和自噬相关形态学特征（图2O），联合自噬或铁死亡抑制剂可部分恢复细胞活力（图2P）。综上，A8-hIgG1通过新型机制直接诱导B7-H4阳性肿瘤细胞铁死亡和自噬，区别于传统免疫检查点抑制。 图2 抗B7-H4抗体可特异性诱导B7-H4阳性肿瘤细胞发生铁死亡。（A、B）采用CCK-8法检测经20μg/mL抗B7-H4抗体处理后MC38-mH4细胞的活力（A），及经不同浓度A8-hIgG1处理后该细胞的活力（B）。（C）抗体处理48小时后，通过流式细胞术检测MC38-mH4细胞与MC38-WT细胞中死亡标志物阳性细胞的占比。（D）抗体处理2小时后，采用JC-1染色法检测细胞线粒体膜电位。（E）经抗B7-H4抗体处理的SKBR3细胞中，死亡相关基因表达谱的RNA测序分析结果。（F、G）抗体处理6小时后细胞内的活性氧水平。（H）采用蛋白质印迹法检测SLC7A11与铁蛋白的表达水平。（I、J）经抗B7-H4抗体处理（I）或不同浓度A8-hIgG1处理（J）的MC38-mH4细胞中的谷氨酸水平。（K）通过红绿荧光强度比值变化对细胞脂质过氧化水平进行定量分析。（L）采用蛋白质印迹法检测LC3-Ⅰ与LC3-Ⅱ的表达水平。（M、N）处理24小时后，细胞中铁离子的代表性FerroOrange染色结果（M）及caspase-1的代表性染色结果（N）。（O）透射电子显微镜图像，黑色箭头指示脱颗粒结构，红色箭头指示自噬溶酶体，白色箭头指示线粒体固缩且嵴减少/消失的结构。（P）联合自噬抑制剂或铁死亡抑制剂处理后，采用CCK-8法检测的细胞活力。∗P<0.05、∗∗P<0.01、∗∗∗P<0.001、∗∗∗∗P<0.0001。 3. 酸依赖性抗B7-H4抗体通过溶酶体膜通透性增加诱导肿瘤细胞死亡 为探究B7-H4内吞诱导肿瘤细胞铁死亡的机制，对比发现A8-hIgG1可快速显著诱导MC38-mH4细胞表面B7-H4内吞，对照抗体效应极弱（图3A），且该过程被动力蛋白抑制剂Dyngo 4a完全阻断，证实其依赖动力蛋白（图3B）。蛋白印迹实验显示，A8-hIgG1呈剂量依赖性促进B7-H4降解，对照抗体无此显著效果（图3C），且A8的Fab片段也能诱导内吞降解，表明其功能不依赖Fc段。免疫荧光证实内吞的B7-H4与溶酶体蛋白LAMP1共定位（图3D），A8-hIgG1还可引发B7-H4轻度泛素化（图3E），而氯喹与MG132可抑制降解，提示降解涉及溶酶体与蛋白酶体通路（图3F）。透射电镜观察到A8处理组溶酶体肿胀破裂，直径增大2-3倍（图3G、H）。吖啶橙释放、溶酶体pH升高、Ca²⁺外流增加等结果证实A8引发溶酶体膜通透性增加（LMP）（图3I、J、K）。A8在pH 4.5-5.5时结合B7-H4亲和力最高（图3L），酸性环境也显著增强其杀瘤效果（图3M）。综上，A8-hIgG1内吞不直接依赖pH，但酸性可促进复合物溶酶体蓄积，引发LMP及离子释放，最终诱导铁死亡。 图3 A8诱导B7-H4内吞并促进溶酶体破裂。（A）抗体处理后MC38-mH4细胞中B7-H4的免疫荧光染色结果。（B）免疫荧光图像显示动力蛋白抑制剂氰基呋喃甲酸二钠盐（Dyngo 4a）对B7-H4内吞的抑制作用。（C）抗体处理后细胞中B7-H4蛋白水平的蛋白质印迹法检测结果。（D）B7-H4（品红色）与溶酶体（绿色）的共定位情况。（E）A8处理的MC38-mH4细胞中B7-H4的泛素化修饰检测结果。（F）经氯喹或MG132预处理后，细胞中B7-H4蛋白的蛋白质印迹法检测结果。（G、H）抗体处理后的透射电子显微镜（TEM）图像（G）及溶酶体直径定量分析结果（H）。（I）采用吖啶橙染色法评估溶酶体膜通透性的检测结果。（J）处理后细胞内氯喹-溶酶体荧光强度比值（红光/绿光）。（K）细胞内钙离子（Ca²⁺）水平的流式细胞术检测结果。（L）A8-hIgG1与未透化MC38-mH4细胞结合能力的流式细胞术分析。实验采用预形成的A8-hIgG1/APC标记二抗复合物，将细胞置于不同pH值（4.5-7.5）的缓冲液中，于4℃孵育1小时。（M）将MC38-mH4细胞接种于96孔板，在不同pH值（4.5-7.5）的培养基中，分别加入指定抗体（A8-hIgG1、6H3-hIgG1、8H4）或仅加入培养基（空白组）处理48小时；采用细胞计数试剂盒-8（CCK-8）检测细胞活力，结果以相对于未处理对照组的百分比表示。∗p<0.05、∗∗∗∗p<0.0001。缩写注释：Ca²⁺，钙离子；MFI，平均荧光强度。 4. 抗B7-H4抗体触发免疫原性肿瘤细胞死亡以激活固有及适应性免疫应答 该研究发现A8-hIgG1可诱导免疫原性细胞死亡（ICD），激活固有与适应性免疫，且效应具有独特性。转录组分析显示，其处理后肿瘤细胞内源性凋亡及内质网应激通路基因上调（图4A），提示ICD诱导潜力。验证实验表明，A8-hIgG1及其Fab片段以剂量依赖性促进胞外ATP释放、降低胞内ATP水平（图4B-D），还增加MC38-mH4细胞表面钙网蛋白暴露（图4E），促使HMGB1核外转移（图4F），这些均为ICD标志。同时，它以剂量依赖性诱导CXCL10释放（图4G、H），进一步佐证ICD特征。吞噬实验显示，骨髓来源单核细胞（BMDMs）可吞噬A8预处理的E.G7-mH4细胞（图4I、J），BMDCs可吞噬A8处理的293T-mH4-GFP细胞（图4K），且其培养上清能促进BMDCs成熟（图4L）。A8-hIgG1还可剂量依赖性恢复CD8⁺T细胞杀伤活性（图4M、N），对照抗体无此效应。与既往抗体不同，A8-hIgG1不诱发ADCC（图4O），内吞抑制剂预处理可恢复其ADCC活性（图4P），证实B7-H4快速内吞导致表面抗原减少。综上，A8-hIgG1通过释放DAMPs及趋化因子诱导ICD，双重激活免疫，且不依赖Fc受体，具有独特性。 图4 抗B7-H4抗体通过诱导B7-H4内吞触发免疫原性细胞死亡并增强抗肿瘤免疫。（A）经A8-hIgG1处理24小时的SKBR3细胞的基因本体论（GO）分析结果。（B-D）抗体处理后细胞的胞外三磷酸腺苷（ATP）水平（图B、D）与胞内ATP水平（图C）。（E-F）MC38-mH4细胞中钙网蛋白（图E）与高迁移率族蛋白B1（HMGB1，图F）的染色结果。（G-H）抗体处理24小时后细胞培养上清中的趋化因子配体10（CXCL10）水平（图G），及不同浓度A8-hIgG1处理下的CXCL10水平（图H）。（I）吞噬实验示意图。（J）骨髓来源单核细胞（BMDMs）吞噬E.G7-mH4细胞或 E.G7细胞的定量分析结果。（K）骨髓来源树突状细胞（BMDC）对293T-mH4-GFP细胞的吞噬作用检测结果。（L）骨髓来源树突状细胞与A8处理组细胞上清共孵育后，CD80⁺CD86⁺双阳性细胞占比的流式细胞术定量分析结果。（M-N）经不同抗体处理（图M）或不同浓度A8-hIgG1处理（图N）后，T细胞对羧基荧光素二乙酸琥珀酰亚胺酯（CFSE）标记的E.G7-mH4细胞或野生型E.G7细胞的杀伤活性检测结果。（O-P）以A549-hH4细胞为靶细胞的抗体依赖的细胞介导的细胞毒性作用（ADCC）检测结果：不同抗B7-H4抗体处理组（图O）；联用内吞抑制剂氰基呋喃甲酸二钠盐（Dyngo 4a）的处理组（图P）。p<0.05、∗∗p<0.01、∗∗∗p<0.001、∗∗∗∗p<0.0001。缩略词注释：ADCC，抗体依赖的细胞介导的细胞毒性作用；BMDC，骨髓来源树突状细胞；BMDMs，骨髓来源单核细胞；CFSE，羧基荧光素二乙酸琥珀酰亚胺酯；DAPI，4',6-二脒基-2-苯基吲哚；GO，基因本体论；ICD，免疫原性细胞死亡；M-CSF，巨噬细胞集落刺激因子；NK，自然杀伤细胞；WT，野生型。 5. 抗B7-H4抗体通过增强T细胞浸润实现体内肿瘤生长抑制 该研究通过多种动物模型验证了A8-hIgG1的体内抗肿瘤效能，其作用机制独特且疗效优异。在免疫健全的MC38-mH4同基因模型中，A8-hIgG1显著抑制肿瘤生长，6H3-hIgG1无明显效果（图5A）；A8-Fab片段也能抑制肿瘤进展（图5B、C），证明其活性不依赖Fc段介导功能。免疫表型分析显示，A8-Fab处理组CD8⁺T细胞浸润增强（图5D），A8-hIgG1处理减少TAMs数量（图5E），重塑肿瘤免疫微环境，基因通路分析也佐证免疫激活特征。在E0771-mH4原位乳腺癌模型中，A8-hIgG1显著抑瘤（图5F、G），且肿瘤组织Fe²⁺含量升高，证实体内可诱导铁死亡（图5H）。A8-hIgG1在免疫缺陷小鼠中仍显效（图5I），提示兼具T细胞依赖与非依赖机制。裸鼠模型中，其抑瘤效果优于HER2 CAR-T单药（图5J），联合治疗可实现肿瘤完全消退且无复发（图5K、L），耐受性良好。体外预处理实验表明，A8-hIgG1预处理的肿瘤细胞接种后生长显著延迟，疗效优于现有抗体FPA150（图5M、N）。综上，A8-hIgG1通过增强CD8⁺T细胞浸润、重塑微环境抑瘤，活性部分不依赖T细胞和Fc受体，临床前模型疗效优于现有抗体。 图5 A8在多种体内模型中的抗肿瘤效能及潜在作用机制。（A）接种MC38-mH4细胞的野生型C57BL/6小鼠经不同抗体处理后的肿瘤生长情况（每组5只）。（B-E）经A8-Fab处理的MC38-mH4肿瘤模型中的肿瘤生长曲线（B）、肿瘤实物图（C）、CD8⁺T细胞染色结果（D）及免疫表型分析（E）（每组6只）。（F-H）野生型C57BL/6小鼠原位接种E0771-mH4细胞，经A8-hIgG1或对照hIgG1处理后，第9天的肿瘤生长曲线（F）、代表性肿瘤实物图（G）及铁离子（Fe²⁺）水平的FerroOrange染色结果（H）（每组5只）。（I）A8-hIgG1或对照抗体处理的Rag1基因敲除型及野生型C57BL/6小鼠的肿瘤生长情况（每组5只）。（J-L）接种SKOV3-hH4细胞的异种移植小鼠经A8-hIgG1单药、人表皮生长因子受体2嵌合抗原受体T细胞（HER2 CAR-T）单药及二者联合处理的实验示意图（J）、肿瘤实物图（K）及肿瘤生长曲线（L）（每组6只）。（M-N）经A8-hIgG1预处理或未预处理的MC38-mH4细胞接种于野生型C57BL/6小鼠的实验示意图（M）及肿瘤生长情况（N）（每组6只）。无统计学差异（ns），∗p<0.05，∗∗p<0.01，∗∗∗p<0.001，∗∗∗∗p<0.0001。缩略词注释：CAR，嵌合抗原受体；DAPI，4',6-二脒基-2-苯基吲哚；Fe²⁺，亚铁离子；i.p.，腹腔注射；WT，野生型。 6. 抗B7-H4抗体逆转B7-H4介导的抗PD-1治疗原发性耐药 该研究评估了A8-hIgG1逆转B7-H4介导的抗PD-1治疗原发性耐药的潜力，在动物及类器官模型中均证实其优异效能与独特机制。在MC38-mH4荷瘤小鼠模型中，A8-hIgG1联合抗PD-1抗体的抑瘤效果显著优于单药治疗，仅联合组实现肿瘤完全消退，还能延长生存期、诱导长效免疫记忆，且耐受性良好（图6A、B）。为验证临床转化价值，在患者来源结直肠癌类器官模型中开展实验（图6C）。结果显示，A8-hIgG1单药可诱导类器官崩解死亡，联合治疗组杀伤效果最显著（图6D、E）；而其他抗B7-H4抗体、特瑞普利单抗无论单药还是联合T细胞，均未显著影响类器官活力（图6D-F）。流式细胞术证实，A8-hIgG1可促进T细胞向类器官浸润，联合组浸润程度最高，仅8H4组有轻微增加（图6G），且联合组T细胞毒性标志物表达升高，效应功能增强。单细胞分析显示，A8-hIgG1单药及联合治疗均能下调B7-H4表达，PD-L1表达无变化（图6H）。综上，A8-hIgG1通过诱导免疫原性死亡、促进T细胞浸润、加速B7-H4降解，逆转抗PD-1治疗耐药，为其联合ICIs治疗B7-H4阳性免疫排斥型肿瘤提供了理论依据。 图6 A8-hIgG1与PD-1抑制剂协同作用，在体内模型及结直肠癌类器官中发挥抑瘤效果。（A、B）接种MC38-mH4细胞的野生型C57BL/6小鼠经A8-hIgG1、抗PD-1抗体单药或联合治疗的实验示意图（A）及肿瘤生长曲线（B）（每组5只）。（C）患者来源结直肠癌类器官的培养流程，以及加用抗体±活化T细胞处理的实验示意图。（D、E）结直肠癌类器官经抗体单药处理（D）或联合T细胞处理（E）后的代表性图像。（F）各治疗组类器官的活力检测结果。（G）T细胞向类器官内浸润程度的定量分析结果。（H）经消化的类器官中B7-H4与PD-L1表达水平的流式细胞术检测结果。∗∗p<0.01、∗∗∗p<0.001、∗∗∗∗p<0.0001。缩略词注释：CRC，结直肠癌；IFN-γ，γ干扰素；i.p.，腹腔注射；PBMCs，外周血单个核细胞；PD-1，程序性死亡蛋白1；PD-L1，程序性死亡配体1。 03 研究结论 Research Conclusions 1. A8-hIgG1具有独特的作用机制：其不依赖Fc受体，通过动力蛋白介导B7-H4快速内吞并靶向溶酶体，引发溶酶体膜通透性增加及离子释放，诱导B7-H4阳性肿瘤细胞发生铁死亡和免疫原性细胞死亡，同时下调B7-H4表达，促进T细胞浸润并增强其效应功能，区别于现有抗B7-H4抗体。 2. A8-hIgG1体内外抗肿瘤效能优异且安全性良好：在多种动物模型（免疫健全、免疫缺陷、人源异种移植）中均能显著抑制肿瘤生长，联合HER2 CAR-T或抗PD-1抗体可实现肿瘤完全消退且无复发，诱导长效免疫记忆，且各治疗组无明显体重下降，耐受性良好，疗效优于现有抗B7-H4抗体及CAR-T单药治疗。 3. A8-hIgG1可逆转抗PD-1治疗原发性耐药：在小鼠模型及患者来源结直肠癌类器官中，A8-hIgG1与抗PD-1抗体协同作用，通过诱导ICD、促进T细胞浸润及加速B7-H4降解，克服B7-H4介导的免疫排斥，为B7-H4阳性免疫排斥型肿瘤联合免疫检查点抑制剂治疗提供了理论依据。 04 展望未来 Looking Ahead 基于该研究成果，未来可依托患者来源类器官（PDO）模型，加速A8-hIgG1的临床转化与精准应用。一方面，拓展其在乳腺癌、结直肠癌等多癌种B7-H4阳性类器官中的药效验证，结合表型分析明确适用亚型，筛选获益患者群体。另一方面，构建含基质成分的类器官共培养体系，深化A8-hIgG1与ICIs、CAR-T联合治疗的机制研究，优化给药方案。同时，利用类器官模拟临床继发性耐药，解析耐药通路，为开发逆转策略提供依据，推动其成为B7-H4阳性肿瘤的精准治疗手段。 扫描二维码可下载原文 大橡科技肿瘤类器官药物评价 大橡科技依托肿瘤类器官样本库，打造精准药物评价解决方案。高度还原肿瘤微环境与异质性，突破传统模型局限，可高效支持小分子、抗体药物、ADC、GTC 等候选药物的敏感性检测与耐药研究，助力药企加速筛选进程，降低研发成本与试错风险，同时为临床个体化用药赋能，推动肿瘤药物研发与精准医疗落地。 （详情请点击下方链接） 客户文章解读系列｜IF40.8的前列腺癌治疗突破研究！eRNA驱动铁死亡，联合疗法攻克去势抵抗性难题 客户文章解读系列｜Cancer Research从预测到增效：肿瘤类器官免疫模型助力免疫亚型分类系统创新 客户文章解读｜类器官模型验证TFE3重排肾细胞癌治疗新机制 珍芯严®全场景解决方案 你有思路，我来想！你出方案，我来做！ 以专业眼光洞察数据，让决策更加清晰！ 珍芯严®面向药企药物早期研发与高校、医院的基础科研，我们倾力打造类器官芯片全场景解决方案。凭借创新的类器官芯片技术，打破传统细胞与动物研究瓶颈，高效产出优质数据，从实验室到临床，我们与您并肩作战！ 客服电话/微信:18610798010 扫描二维码可联系我们 小红书 设计: Summer、Rebecca｜封面: Rebecca 求点赞 求分享 求喜欢

点击蓝字 关注我们 苏壬春 王育生 山西医科大学第一医院肿瘤消化科，山西太原 030001 通信作者：王育生，Email：wangyusheng@sxmu.edu.cn 引用本文：苏壬春, 王育生. 整合医学引领突破：嵌合抗原受体T细胞疗法在消化道肿瘤治疗中的研究进展与展望[J]. 中国药物与临床, 2026, 26(1)：4-11. 专家简介 王育生 教授 山西医科大学第一医院主任医师、肿瘤学博士、博士生导师、肿瘤消化科主任、药物临床试验(GCP)办公室副主任。中国临床肿瘤学会(CSCO)理事；国家肿瘤质控中心胃癌质控专家委员会委员；中国研究型医院学会肿瘤学专委会常委；北京癌症防治学会食管癌、结直肠癌专委会常委；CSCO胰腺癌、胃肠间质瘤、胆道肿瘤、临床研究专委会委员；中国抗癌协会(CACA)整合肿瘤肾脏病专委会、食管肿瘤整合康复专委会常委；CACA肿瘤肝脏病学专委会、多学科会诊(MDT)专委会、信息化管理专委会委员；中国医师协会肿瘤医师分会多原发/不明原发灶肿瘤学组组员；中国医药创新促进会抗肿瘤药物临床研究专委会委员；山西省医学会消化病学专委会消化肿瘤学组组长；山西省医师协会肝病医师分会肝癌学组组长；山西省老年医学学会肿瘤整合医学分会会长；山西省抗癌协会肿瘤异质性与个体化治疗委员会主任委员；山西省抗癌协会肿瘤临床试验专委会、食管癌专委会、肿瘤胃肠病学专委会、肿瘤整体评估专委会副主任委员；山西省医师协会肝病医师分会青委会副主任委员；山西省健康管理学会健康教育专委会副主任委员；山西省老年医学学会胃肠间质瘤分会、临床营养分会副会长；山西省生物工程学会转化医学专委会副主任委员。 【摘 要】 整合医学推动消化道肿瘤治疗模式革新。我国胃癌等消化道肿瘤发病率与死亡率居高不下，嵌合抗原受体T细胞(chimeric antigen receptor T-cell，CAR-T)疗法为其带来新的希望，该疗法在血液肿瘤中疗效显著，但受实体瘤抗原异质性、免疫抑制微环境限制，临床应用存在瓶颈，需要融入多学科体系突破。消化道肿瘤CAR-T治疗已获关键进展，Claudin18.2是胃癌核心靶点，其中人表皮生长因子受体2(HER2)、癌胚抗原等靶点的CAR-T疗法亦在探索中。联合治疗是核心策略，CAR-T与白细胞介素(IL)-12、程序性死亡配体-1(PD-1)抑制剂联用可增强疗效，纳米技术助力精准递送。医工结合通过CRISPR-Cas9编辑重塑T细胞表型、构建抗转化生长因子β(TGF-β)CAR-T等优化功能，与手术、腹膜内给药联用可提升腹膜转移肿瘤疗效。目前CAR-T仍面临靶点阳性人群占比低、成本高、毒性及疗效不稳等问题，未来需建多学科团队，以“靶点精准定位-医工技术赋能-多疗法协同-临床转化落地”为路径，推动其从挽救治疗向一线联合治疗跨越，助力肿瘤治疗迈入精准化新阶段。 【关键词】 整合医学；消化道肿瘤；嵌合抗原受体；胃肠肿瘤 基金项目：中央引导地方科技发展资金项目(YDZJSX2025D069) 整合医学 (holistic integrative medicine，HIM)将人体视为一个整体，将医学各领域最先进的知识和理论以及临床各专业最有效的实践有机地结合起来，是医学未来发展的必要方向[1-2]。随着HIM的概念和实践在肿瘤学界的广泛推广[3]，实体瘤治疗逐渐进入HIM时代，肿瘤HIM大会在多地举办[4]，中国抗癌协会肿瘤HIM多瘤种相关指南发布[5-6]。 据流行病学统计，2022年，中国癌症新发病例482.47万例，死亡257.42万例[7]，中国总体恶性肿瘤死因前5位为肺癌、肝癌、胃癌、结直肠癌和食管癌，消化系统肿瘤占中国全部恶性肿瘤死亡病例的67.5%，防治紧迫[8]。 嵌合抗原受体T细胞(chimeric antigen receptorT-cell，CAR-T)疗法在血液系统肿瘤中成功验证细胞免疫潜力[9]，但实体瘤的有效性受到包括抗原异质性和肿瘤微环境(tumor microenvironment，TME)的免疫抑制[2]。为提高CAR-T细胞在实体瘤中的疗效，增强T细胞持久性和细胞毒性[10]、重新编程TME或CAR-T细胞[11]、靶向多种抗原和利用创新的同种异体CAR-T细胞制造等策略具有重要意义[12]。实体瘤的复杂性要求其跳出单药治疗模式，将CAR-T疗法与免疫检查点抑制剂、分子靶向治疗及其他局部治疗方式相结合，能有效克服TME局限性[13]。CAR-T疗法融入多学科体系可以突破单药治疗效果局限的瓶颈[14]。 本综述以肿瘤HIM为核心框架，提出“靶点精准定位-医工技术赋能-多疗法协同-临床转化落地”的四维整合创新路径，以CAR-T在胃癌、结直肠癌、食管癌等主要消化道肿瘤治疗中的应用为核心，系统解析CAR-T治疗现状、细胞医工改造策略、手术/免疫/靶向/局部治疗等多手段的协同机制及临床转化价值，明确HIM视角下CAR-T突破消化道肿瘤治疗瓶颈的学术思路与实践方向。 1 消化道肿瘤CAR-T治疗的HIM现状 1.1 核心靶点精准定位奠定整合治疗基础 靶点选择是CAR-T融入肿瘤整合治疗的前提[15]，目前研究聚焦于特异性高、疗效佳的靶点，以胃癌为例，Claudin18.2靶点基因的突破最为显著。该抗原在胃癌发生时表位暴露，正常组织中表达极少，是理想靶点。在一项多中心、随机对照Ⅲ期临床研究(NCT0354397)中，Claudin18.2阳性、人表皮生长因子受体2(human epidermal growth factor receptor 2，HER2)阴性、局部晚期不可切除或转移性胃或胃食管交界腺癌患者中，与安慰剂+mFOLFOX6相比，用佐妥昔单抗靶向Claudin18.2可显著延长无进展生存期和总生存期，但存在不良反应较突出、适用人群受限、成本高与耐药相关问题[16]。研究显示，靶向Claudin18.2的CAR-T药物舒瑞基奥仑赛注射液(satri-cel，也称为CT041)Ⅱ期随机对照试验(NCT04581473)显示对二线治疗失败的晚期胃癌患者中位无进展生存期达3.25个月，优于标准治疗的1.77个月，且能降低63%的疾病进展风险，客观缓解率达22%，远超对照组的4%，安全性方面，CT041组细胞因子释放综合征(cytokine release syndrome,CRS)发生率为93.2%，但多为1~2级(88.1%)，3级CRS发生率仅5.1%，无4~5级CRS发生，神经毒性发生率为13.6%，均为1~2级，未出现治疗相关死亡[17]。此外，其他消化道肿瘤靶点的研究也在推进中，癌胚抗原(carcinoembryonic antigen,CEA)在结直肠癌中阳性率达70%~80%，Fan等[18]开发了一种逆转录病毒嵌合抗原受体(CAR)构建体，其中包含具有Bcl-xL基因的CEA靶向CAR，并测试了抗CEA CAR-T细胞免疫治疗结直肠癌。在体内体外，抗CEA CAR-T细胞的过继细胞转移显著增强了CAR-T细胞在肿瘤组织中积累的能力，一项“应用CEA CAR-T细胞疗法，治疗CEA阳性转移性结直肠癌”的Ⅰ期临床试验(NCT02349724)，在CEA阳性转移性结直肠癌患者中耐受性良好，且半数以上接受治疗的患者评估为稳定，2例稳定超过30周[19]。上皮细胞黏附分子(EpCAM)在干细胞和循环肿瘤细胞上表达，并与肿瘤复发转移密切相关，是包括消化道肿瘤等实体瘤的诊断标志物，在一项Ⅰ期临床研究(NCT02915445)中，纳入多例结直肠癌、胃癌EpCAM高表达患者，2例患者为部分缓解。3例患者显示>23个月的无进展生存期，其中1例患者在输注后200d经历了2年无进展生存期，可检测到CAR-T细胞，安全性仅1例患者(8.3%)发生可逆性3级白细胞减少[20]。黏蛋白1(mucin 1,MUC1)[21]等靶点也在探索中，MUC1在肿瘤中显著扩增，阻碍免疫细胞进入和与抗原结合。靶向HER2的CAR-T在体外实验中可清除阳性胃癌细胞系[22]，HER2蛋白在高比例的癌症病例中过表达，并影响癌症干细胞亚群的维持，其被用作HER2阳性胃癌患者的临床治疗靶点。研究结果表明，表达增加的中央记忆表型的扩增CAR-T细胞被HER2抗原的特异性识别以主要组织相容性复合物(major histocompatibility complex，MHC)非依赖性方式激活，并有效杀死了患者来源的HER2阳性胃癌细胞[23]。CAR-T细胞疗法具有良好的临床疗效，一项Ⅰ期临床试验(NCT01935843)评估HER2 CAR-T治疗晚期胆道癌和胰腺癌患者的安全性和有效性，纳入HER2阳性(>50%)的晚期胆道癌和胰腺癌，在经过白蛋白结合型紫杉醇联合环磷酰胺治疗后给予输注CART-HER2细胞，无进展生存时间是4.8个月(1.5~8.3个月)，安全性方面，包括1例3级急性发热综合征和1例转氨酶升高外、1例因胃窦转移导致的出血，提示HER2靶向CAR-T细胞治疗在抗肿瘤过程中有较好的有效性，同时可能存在一定风险[24]。 1.2 多疗法协同CAR-T破解消化道肿瘤治疗瓶颈 消化道肿瘤的免疫抑制性肿瘤微环境、肿瘤异质性等问题，单靠CAR-T难以彻底解决，联合治疗成为HIM的核心思路[25]。一方面，CAR-T与免疫调节剂联合，如Chi等[26]将靶向CEA的CAR-T与重组人白细胞介素(IL)-12联合，分别对胰腺癌、胃癌、结直肠癌细胞，并对上述瘤种的移植瘤小鼠进行研究，证实IL-12显著提升了CAR-T细胞的活化、增殖能力和细胞毒性；一项单臂、开放标签、Ⅰ期临床试验(NCT03874897)，开展了与抗程序性死亡受体1(PD-1)抑制剂联合的相关探索，期望改善肿瘤微环境的免疫抑制状态，主要终点是安全性，没有报告剂量限制性毒性、免疫效应细胞相关神经毒性综合征，CRS均为1~2级；总缓解率(ORR)为40.0%(6/15)，疾病控制率(DCR)为86.7%(13/15)；具体而言，6例患者达到部分缓解(PR)，7例疾病稳定(SD)，2例疾病进展(PD)，未报告完全缓解(CR)[27]。另一方面，结合纳米技术等创新手段，有研究开发类似BiCD30/5-GF的纳米颗粒策略用于胃癌治疗，靶向表达成纤维细胞生长因子受体4(FGFR4)的肿瘤细胞，这类技术可辅助CAR-T精准递送药物，增强局部治疗效果，减少全身毒性[28]。 1.3 制约CAR-T整合治疗困境 首先适合CAR-T治疗的靶点阳性人群占比不高，如Claudin18.2高表达且符合治疗阈值的胃癌患者仅35%~38%[29]，HER2阳性患者仅占晚期胃癌的12%左右[30]，多数患者暂无法受益于现有CAR-T疗法。其次技术与成本壁垒高，当前CAR-T多为自体细胞制备，流程复杂、耗时久，且通用型CAR-T仍在研发中，高昂的成本让很多患者难以承担[31]。此外，毒性反应管控难度大，CAR-T细胞治疗存在CRS、神经毒性和中靶脱瘤毒性三大毒性问题，治疗中虽satri-cel的CRS多为轻度[17]，但部分靶点的CAR-T仍可能出现中靶脱瘤毒性等问题，有研究揭示了淋巴细胞功能相关抗原-1(LFA-1)及迟现抗原-4(VLA-4)信号通路在CAR-T细胞治疗中引发的“中靶脱瘤毒性”的关键作用及其发生机制。通过同时敲除CAR-T细胞中的P选择素糖蛋白配体1(PSGL-1)、CD11a及CD49d，降低毒性并增强了CAR-T细胞的记忆性功能[32]。最后是疗效稳定性不足且耐药机制复杂，肿瘤异质性易导致抗原逃逸，部分患者治疗后可能出现靶标丢失，使CAR-T失效，而双靶点CAR-T细胞治疗，成为提高血液系统恶性肿瘤治疗效果的新策略[33]。同时，不同患者的免疫状态差异大，也会影响CAR-T细胞的存活和产生的抗肿瘤反应，这些都需要通过整合基因检测、免疫评估等手段精准筛选患者并调整方案[34]。 2 HIM下的细胞工程学优化 2.1 重塑T细胞功能表型 在癌症中，CD8+T细胞持续暴露于抗原信号。这种过度和结构性的信号会导致T细胞功能的恶化，称为“耗竭”，有研究表明，核受体家族4A(NR4A)和胸腺细胞选择相关高迁移率族盒蛋白(TOX)转录因子与耗竭表型密切相关。然而，包括干细胞记忆T细胞在内的早期记忆T细胞的增加对于T细胞的持久性和有效的肿瘤杀伤至关重要，特别是CAR-T细胞疗法[35]。CRISPR-Cas9基因编辑为增强人类T细胞对抗癌症的天然能力提供了一个强大的工具，有一项Ⅰ期临床试验(NCT0339448)，通过对癌症患者的T细胞基因进行编辑，从而提高T细胞的抗肿瘤免疫力[36]。对临床使用的抗CD19 CAR-T细胞的分析表明，积极的治疗结果与线粒体质量增加有关，研究发现叉头框蛋白O1(FOXO1)的过表达促进了健康人或患者的CAR-T细胞中的干细胞样表型，这与体内线粒体适应性、持久性和治疗效果的改善有关。因此，从基因上强制实现有利的代谢表型具有很高的转化潜力，可以提高CAR-T细胞对消化道肿瘤的疗效[37]。 2.2 微环境调控型CAR-T 细胞因子IL-7在T细胞的发育和成熟中起着关键作用。它促进幼稚和中枢记忆T细胞亚群的产生并调节其稳态。IL-15介导CD8记忆T细胞的形成和稳态。已有报道IL-7和IL-15能够指导T细胞向记忆干细胞样表型发展，其分化程度较低，具有上级扩增和存活能力[38]，研究证明在IL-7/IL-15存在下扩增的CAR-T细胞显示出增强的增殖和上级的抗肿瘤活性。IL-7/IL-15选择性扩增了幼稚和中枢记忆T细胞，这有助于CAR-T细胞在荷瘤小鼠中的植入[39]。抑制性细胞因子转化生长因子β(TGF-β)的产生，限制了CAR-T细胞的持久性和功能[40]。有研究表明一种新的ICR修饰的CAR-T细胞策略，不仅可以阻断TGF-β信号，还可以增强抗肿瘤疗效。在患有高TGF-β实体瘤的小鼠中，信号反转CAR/TB15T细胞通过阻断TGF-β和重新利用IL-15刺激信号有效地治疗肿瘤，从而增强CAR-T细胞的持久性和功能[41]。肿瘤部位表达高水平的趋化因子C-X-C基序趋化因子(CXCL)13，而C-X-C基序趋化因子受体5(CXCR5)是CXCL13的唯一受体，主要在B细胞和辅助T细胞上表达(EGFR)CAR-T细胞来表达第二种受体CXCR5，以促进CAR-T细胞向表达CXCL13的非小细胞肺癌肿瘤迁移，并更有效地根除肿瘤[42]。 2.3 益生菌引导的CAR-T细胞 益生菌引导的CAR-T细胞，肿瘤定植益生菌释放合成靶标，标记肿瘤组织进行CAR介导的原位裂解。设计共释放趋化因子的多功能益生菌，以增强CAR-T细胞的募集和治疗反应[43]。 2.4 纳米疫苗和纳米抗体 一种设计用于将CAR抗原全身递送到淋巴隔室的纳米颗粒RNA疫苗可以刺激过继转移的CAR-T细胞。在驻留的抗原呈递细胞上呈递天然折叠的靶标可促进CAR-T细胞的同源和选择性扩增[44]。DeMunter等[45]设计了一种纳米类TCR抗体(TCR mimicantibody，TCR mAb)CAR-T治疗剂，其具有2个对HER2和CD20双特异性的串联TCR样纳米抗体以激活T细胞并杀死肿瘤细胞。 2.5 CAR自然杀伤细胞(CAR-NK)和CAR巨噬细胞(CAR-M) CAR-NK细胞可能是CAR-T细胞的有利替代品，因为它们不需要人类白细胞抗原系统(HLA)相容性，毒性有限。此外，CAR-NK细胞可能从多种来源大规模产生，这表明它们是有前景的现成产品。目前正在研究具有吞噬作用、肿瘤抗原呈递和广泛肿瘤浸润能力的CAR-M免疫疗法[12]。 3 HIM下的多模态联合治疗体系 由于CAR-T细胞在肿瘤中的募集、浸润、激活和功能持久性方面的局限性，其在实体瘤中的疗效一直不佳。为了克服这些挑战，正在研究包括免疫检查点抑制剂、分子靶向治疗、局部治疗与CAR-T细胞治疗的组合策略[46]。上述疗法的既定功能特征为使用CAR-T细胞的组合方法提供了理论基础。化疗重塑肿瘤周围基质，减少免疫抑制细胞群，促进促炎环境，所有这些都可以增加CAR-T细胞的募集、浸润和积聚。放射治疗促进趋化因子梯度，这增强了CAR-T细胞的肿瘤浸润，并进一步增加了肿瘤相关抗原的表达，从而增加了CAR-T细胞的活化。免疫检查点抑制剂治疗可灭活T细胞耗竭途径，最显著的是PD1/程序性死亡配体-1(PD-L1)途径，从而改善CAR-T细胞的功能持久性并促进内源性免疫。 3.1 免疫检查点抑制剂 3.1.1 CAR-T联合免疫检查点抑制剂 在过去10年间，针对PD-1和PD-L1的免疫检查点抑制剂的广泛研究使得该类药物数量迅速扩大[47]。CAR-T细胞疗法结合PD-1阻断剂已在血液恶性肿瘤的治疗中显示出协同效应。有研究证实，B细胞淋巴瘤在CAR-T细胞输注后使用帕博利珠单抗治疗是安全的，且耐受性良好。对CAR-T细胞治疗有应答与无应答患者在细胞生物学上存在潜在差异，这种差异影响了PD-1阻断的临床疗效[48]。一项CAR-T联合PD-1抑制剂的临床试验的Ⅰ期(NCT02414269)主要阐述了以间皮素为靶点的自体CAR-T细胞与帕博利珠单抗联用治疗恶性胸膜间皮瘤的临床疗效，中位生存期达到23.9个月，安全性耐受性良好，该研究中其他实体瘤中联合治疗方案应进一步评估[49]。此外，肿瘤细胞可以通过上调免疫检查点分子，如PD-L1和细胞毒性T细胞相关抗原4(CTLA-4)来增强CAR-T细胞的耐药性，并参与代谢竞争[11]。CAR-T细胞治疗实体瘤面临重大障碍，包括PD-1/PD-L1轴介导的T细胞抑制。CAR抗原亲和力可能是调节T细胞对PD-1/PD-L1轴敏感性的关键因素[50]。Ba等[51]研究结果表明，tmTNF-αCAR-T细胞具有强大的抗肿瘤作用，抗PD-L1/PD-1可以增强这种作用，因为tmTNF-α信号传导诱导三阴性乳腺癌(TNBC)中PD-L1的高表达，而在消化道肿瘤方面，一项单臂、开放标签、Ⅰ期临床试验(NCT03874897)、satri-cel联合PD-1抑制剂治疗标准化疗难治的消化道肿瘤，表现出良好的安全性和有效性[27]。 3.1.2 分泌免疫检查点抑制剂的CAR-T细胞 检查点抑制剂和CAR-T细胞的协同治疗作用引起了装甲CAR-T细胞的发展，该装甲CAR-T细胞分泌免疫检查点抑制剂以克服实体瘤内的免疫抑制，它们具有限制CAR-T有效性的物理和免疫障碍[52]。T细胞可以被修饰以分泌抗体来抑制检查点(PD-1/PD-L1/CTLA-4)用于增强CAR-T疗法的强度、有效性和持久性，Suarez等[53]创建了可以分泌抗PD-L1抗体的CAR-T细胞，以实现延长癌细胞的消除，而不是使用PD-1阻断抗体。研究人员已经开发出具有抗PD-1自我分泌或PD-1沉默能力的CAR-T细胞，以阻断PD-1的负调控途径。PD-1阻断CAR-T细胞靶向表皮生长因子受体(EGFR)vⅢ表达细胞，显示出改善的抗PD-1抗体。在胶质母细胞瘤的小鼠模型中的肿瘤活性和延长的存活[54]。Fang等[55]计了具有自分泌抗PD-1 scFv模块的CAR-T细胞，以促进T细胞功能的调节：CAR-T只有在抗原接合后才有活性，以控制肿瘤部位抗PD-1抗体的分泌。这些研究人员将抗PD-1抗体基因上游的启动子构建体和CAR构建体共转染到T细胞中。这些抗PD-1CAR-T细胞具有较低的PD-1表达，较高的T细胞活化水平和更好的抗肿瘤活性，在体外和体内特异性针对间皮素(MSLN)和PD-L1阳性肿瘤细胞[55]。相反也有研究表明，CAR效应细胞会触发靶细胞上PD-L1的表达，在PD-L1-CAR的情况下，导致独特的自扩增现象。这种自我放大效应可能是PD-L1-CAR-T细胞对恶性和非恶性细胞的细胞毒性增强的原因，这意味着在将PD-L1-CER策略引入临床研究时要格外谨慎[56]。 3.2 与靶向药物的联合应用 单克隆抗体和小分子抑制剂等靶向治疗提高了CAR-T细胞的浸润性和特异性。单克隆抗体靶向细胞表面特异性抗原，而小分子药物可以通过质膜转运，干扰与肿瘤生长、存活、血管生成和转移相关的酶活性和信号通路[57]。单克隆抗体既可以靶向肿瘤细胞上过表达的受体，如HER-2、EGFR、血管内皮生长因子受体(VEGFR)等，也可以靶向其配体以中和细胞表面的这些受体，如贝伐单抗用于血管内皮生长因子(VEGF)。大多数小分子靶向许多肿瘤中增殖和存活的信号转导机制；例如酪氨酸或丝氨酸/苏氨酸激酶和促分裂原活化蛋白激酶(MAPK)信号级联。激酶抑制剂可以靶向肿瘤中具有异常活化或失调的几种生长因子受体，例如EGFR、VEGFR、胰岛素样生长因子1受体(IGFR)，VEGF信号传导诱导抑制CD8+T细胞增殖并降低其细胞毒性活性[58]。此外，VEGF-A可诱导肿瘤浸润性CD8+T细胞上的PD-1表达，表明CAR-T细胞可能受益于VEGF-VEGFR通路阻断[59]。上述机制均说明CAR-T与靶向治疗联合的潜力，目前更多研究者将目光聚焦CAR-T治疗靶点，而联合治疗案例罕有报道，采用索拉非尼和磷脂酰肌醇蛋白聚糖3(GPC3) CAR-T(代号CT011)联合治疗肝细胞癌，取得了完全缓解的效果，表明GPC3 CAR-T有可能用于肝细胞癌早线治疗[60]。 3.3 CAR-T与局部治疗的协同增效 3.3.1 CAR-T治疗与手术 将CAR-T治疗与手术相结合可能会减少肿瘤复发并对预后产生积极影响。CAR-T细胞的优势和局限性对于外科手术治疗都是至关重要的，也有越来越多的研究探索非手术治疗方式和CAR-T细胞的联合治疗模式，来改善手术和非手术干预的预后。伤口愈合，功能/美学恢复和围术期患者管理可以明显改善手术治疗疗效[61]。在这项研究中，含有人类CAR-T细胞的特殊凝胶应用于小鼠部分肿瘤切除后的手术伤口，几乎所有的病例中，CAR-T细胞显著地消除了残留的肿瘤细胞，使小鼠存活下来，免于肿瘤复发导致的死亡[62]。 3.3.2 CAR-T腹膜内给药 肿瘤细胞减灭术和腹腔热灌注化疗(hyperthermicintroperitoneal chemotherapy，HIPEC)在治疗高肿瘤负荷的腹膜播散癌(peritoneal carcinomatosis，PC)方面效果较差，但缺乏能够提高生存率的治疗方法。目前的治疗，包括细胞减灭术联合HIPEC，中位总生存期为18~21个月[63-64]。Katz等[65]首次描述了使用CAR-T治疗PC，他们在动物模型中使用靶向CEA的CAR-T细胞治疗结直肠PC。作者观察到腹膜内给药优于全身给药。与全身给药相比，腹膜内输注与更高的肿瘤减少率和更持久的效果有关，因此表明可以防止复发和其他远处转移。此外，CAR-T细胞的腹膜内给药在皮下结节等远端部位显示出抗肿瘤活性，这不是CAR-T细胞直接作用的结果；相反，它是与放疗中发生的远位效应类似的效应结果。这种机制是由CAR-T细胞破坏后释放多种肿瘤抗原触发的，允许它们被树突状细胞识别，并产生针对CAR-T靶标以外的抗原的免疫应答[66]。 4 临床转化瓶颈与突破路径 当前CAR-T整合治疗消化道肿瘤的临床转化面临三大核心障碍：靶点筛选的临床转化效率低：多数靶点仍处于基础研究阶段，从实验室到临床试验的转化周期长达3~5年，需建立“靶点-动物模型-临床试验”的快速转化平台；联合方案的临床试验设计复杂：多疗法联合涉及给药顺序、剂量调整、毒性叠加等问题，如CAR-T与PD-1抑制剂联合的最佳给药间隔尚未明确，需开展更多剂量递增和给药时序探索的Ⅰ期临床试验；成本控制困难：自体CAR-T的个性化制备流程导致成本居高不下，需推进通用型CAR-T的研发，同时优化细胞制备工艺，降低耗材成本。突破路径包括：建立多中心HIM研究联盟，实现临床样本、数据共享；提高临床试验效率；政策层面加大对创新CAR-T药物的扶持，推动医保准入，降低患者负担。 HIM为CAR-T疗法突破消化道肿瘤困境提供了方案。本综述提出的“靶点精准定位-医工技术赋能-多疗法协同-临床转化落地”四维整合创新路径，是对传统CAR-T研究视角的重要补充。从Claudan18.2等靶点定位，到CT041的临床获益，再到多手段协同探索，CAR-T已成为整合治疗核心，印证“多学科融合”是必然趋势。对胃癌、结直肠癌、食管癌等消化道肿瘤，CAR-T联合免疫、靶向、局部治疗等探索已显示出潜力。随着HIM深入，协同疗法克服CAR-T在消化道肿瘤治疗的固有瓶颈，实现CAR-T疗法的全方位突破，为患者带来更优选择，推动肿瘤治疗迈入新阶段用。 参考文献 向上滑动查看 [1] Fan 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