CD8 x CD3 x CD19

关键提要： 在2024年的管线更新中，信达删除了多款免疫检查点抑制剂管线，保留了CTLA-4抑制剂用于结肠癌辅助疗法。 关于下一代IO疗法，侧重于：PD-1的迭代升级与TCE疗法。双抗成为信达主要表达方式。 信达锚定既往接受过IO疗法的人群，作为新疗法的疗效门槛。I期研究中，双抗IBI363表现出泛肿瘤活性，TCE IBI389在冷肿瘤胰腺导管癌中疗效及安全性良好。 在新药开发的这条路上，风向何尝不是瞬息万变。 回顾信达一年间的肿瘤管线变化，我们不难发现其在新药管线布局方面，迎合了当下的热潮——以ADC+IO作为肿瘤领域的驱动与方向。 与此同时，亦可看到在IO领域内，信达大幅度缩减免疫检查点抑制剂的大幅度比例。在今年8月的管线更新中，昔日TIGIT-IBI939、LAG3-IBI110、CD47-IBI188，以及包含这些靶点的双抗，已不复再见。 从2014年全球范围内首款PD-1抑制剂帕博利珠单抗获批，到2018年国产PD-(L)1抑制剂奔涌，过去10年是当之无愧是PD-(L)1靶点的黄金年代。以帕博利珠单抗来说，迄今为止已获得FDA批准适应症40个，涉及至少16种癌症类型。 这种广泛的抗肿瘤效果，革新了诸多癌种治疗格局。而PD-(L)1抑制剂的意义不仅在此，还在于拓宽免疫治疗领域，人们前所未有般将目光投注于IO疗法。 然而约70%的患者对PD-(L)1抑制剂单药治疗不敏感，留下了突破口。联合疗法成为一种重要的解决策略，包括：1）与IO疗法联用；2）与抗血管生成药物联用；3）与免疫刺激剂联用；4）与ADC联用。 与此同时，人们也在探索另外的免疫检查点。 CTLA-4是最早上市的免疫检查点，可追溯至2011年的伊匹木单抗获批上市。但受限于irAE问题，该药物上市后反应平平。 直到2015年，BMS将伊匹木单抗与PD-1纳武利尤单抗联用，这对双免疫组合将黑色素瘤患者的10年生存率提高至43%。此后，伊匹木单抗+纳武利尤单抗又相继斩获了肾细胞癌、结直肠癌、NSCLC等多项适应症。 CTLA-4也是信达保留的在研免疫检查点管线，在研适应症为结肠癌新辅助疗法。今年3月，信达已经完成了III期患者的首次给药（CTLA-4 IBI310+ PD-1信迪利单抗）。 信达针对的为微卫星高度不稳定或错配修复蛋白缺陷（MSI-H/dMMR）结肠癌患者，这类患者仅占转移性结肠癌的5%，且已被免疫疗法覆盖——伊匹木单抗+纳武利尤单抗的联用组合可用于任何治疗线的患者使用，但属于2B级推荐（由于毒性不推荐密集使用，NCCN 2024.v4），其他可用免疫疗法还有帕博利珠单抗，多塔利单抗。 但信达的组合侧重于可手术切除的MSI-H/dMMR患者，这类患者占局限性结肠癌中的10%-15%。这是第1个差异化，在较大的市场避开同类竞争。 此外，目前新辅助化疗的pCR仅为5%，而IBI310+信迪利单抗组合在Ib期研究中获得了高达80%的pCR率（vs 信迪利单抗单药47.7%）。这是第2个差异化，相比化疗和PD-1单药的疗效优势，增加获批可能性。 LAG-3是继上述两者之后第3款成功用于肿瘤治疗的免疫检查点途径。但它的上市也和PD-1紧密绑定——2022年，BMS宣布其LAG-3单抗Relatlimab+纳武利尤单抗的联合疗法Opdualag获批用于晚期黑色素瘤治疗。信达对该靶点的研究领域包括鳞状NSCLC、胃癌还有肝癌的一线治疗。 信达对LAG-3的策略仍然是与PD-1联用。以鳞状NSCLC来说，在Ib研究中，接受IBI110+信迪利单抗治疗的20名患者中，ORR达到80%。对于NSCLC来说，当前无论是鳞癌或非鳞癌，都有免疫疗法的覆盖。 或许用TIGIT的例子来描述NSCLC的挑战艰难更为恰当。 罗氏的TIGIT单抗tiragolumab+PD-L1单抗Tecentriq组合，2020年时在一项针对PD-(L)1阳性1L NSCLC的II期CITYSCAPE研究中，将ORR提升至66%（vs Tecentriq单药24%），获益主要来自于PD-L1高表达（TPS≥50%）人群。 凭借该研究，tiragolumab成为首个获得FDA突破性疗法指定的TIGIT药物。在后续的针对未经治的PD-L1高表达患者的III期SKYSCRAPER-01研究中，罗氏的联用组合获得中位OS 22.9个月（vs Tecentriq单药 16.7个月）的成绩。 但今年7月，帕博利珠单抗打断了罗氏在NSCLC的高歌——tiragolumab组合+化疗在OS和PFS获益上并不如帕博利珠单抗+化疗（SOC）。 对于信达来说，LAG-3在NSCLC上的表现出的肿瘤缓解，能否转化为强有力的OS获益，还是个未知数。 LAG-3尚且如此，至今仍未有成功药物上市的TIGIT，以及安全性疑云围绕的CD47，更是在长长隧道中攀爬不可知的光明。同样都是未知，何不选择一个更加明确的道路？ 信达顺应的第2个时代潮流，是双抗。 与其横向探索与PD-1联用的药物，信达更关注纵向的PD-1迭代。而这，也是当下寻求再现PD-(L)1抑制剂辉煌的一个思路：在已知免疫疗法有效的领域开展头对头研究；PD-(L)1抑制剂能够联用的药物，理论上也都可以尝试联用。 在这方面，康方生物的动作一直为人们所关注。 AK104是一款PD-1/CTLA-4双抗。2022年6月获NMPA批准上市，单药用于复发/转移性宫颈癌的2/3线治疗，2023年该药销售额已达到13.58亿元。 今年以来，AK104迎来了大适应症的收获期：1）AK104+含铂化疗联合/不联合贝伐珠单抗用于一线治疗持续、复发或转移性宫颈癌；2）AK104+XELOX用于一线治疗不可手术切除的局部晚期复发或转移性胃/胃食管连接癌；上述两项适应症均已获CDE受理。 康方值得关注的还有一款PD-1/VEGF双抗AK112。今年5月，AK112联合化疗获批用于治疗具有EGFR突变的经EGFR-TKI治疗的晚期非鳞NSCLC。在刚过去的9月，康方生物公布了AK112头对头帕博利珠单抗治疗一线NSCLC患者的III期数据，显示AK112将中位PFS相比对照组延长了了5.32个月。 回过头来看，信达也布局了下一代PD-1，为PD-1/IL-2α-bias双抗IBI363。 IBI363设计的特点在于IL-2。IL-2是迄今为止扩增T细胞最强的白介素，但由于半衰期短需要高剂量和频繁给药而带来严重全身毒性问题，限制其临床应用。 IL-2的功能性受体有两种存在形式：IL-2Rβ/γ二聚体（中等亲和力）和IL-2Rα/β/γ三聚体（高亲和力）。前者主要在静息CD8+ T细胞和NK细胞上表达，促进抗肿瘤作用；后者主要在Treg和活化T细胞上表达，Treg会诱导免疫抑制。 一般开发路径都是采用IL-2Rβ/γ偏向、not-α的策略，即强化抗肿瘤，减轻免疫抑制，但实际疗效不佳。信达剑走偏锋，采用α偏向，原因是肿瘤特异性T细胞上调PD-1和IL-2Rα表达，而PD-1结合臂可以同时实现对PD-1的阻断和IL-2的靶向递送。 在肿瘤中，偏向大量扩增CD8+ T细胞；在血液中，偏向扩增Treg细胞，使得IBI363具有良好的疗效和安全性。早期临床中，IBI363能够达到3mg/kg这样高剂量的给药，并且在既往IO疗法失败患者中，有效性能达到以前PD-1在IO-naive人群中的基本水平。 9月WCLC大会上，信达报告了IBI363在NSCLC中的I期数据。该项研究中，纳入了134例患者，其中95.5%曾接受过PD-(L)1免疫治疗。 125名患者中，总体ORR为20.8%，DCR为74.4%；其中3mg/kg Q3W组的至少随访12周18名患者中，ORR和DCR分别达到50%和88.9%。消息振奋人心，支持IBI363的进一步开发。 与IBI363并驱的另一抓手是TCE疗法。 TCE是一种特殊的双抗，一端连接肿瘤相关抗原，另一端连接T细胞的CD3表位，激活T细胞。 从历史上看，TCE并不是抗肿瘤新药。自2014年CD19 × CD3 TCE疗法Blinatumomab上市以来，后续获批的7款TCE双抗均针对血液瘤。而随着CAR-T疗法的涌现，TCE在血癌的市场正遭受强烈冲击。 而在今年，TCE迎来了转折点。 5月16日，安进的DLL3/CD3双抗Tarlatamab获得FDA加速批准上市，用于治疗含铂化疗期间或之后发生疾病进展的广泛期SCLC。这，是真正意义上的首个靶向实体瘤的TCE抗体。 在更早时候，信达敏锐地嗅到IO领域内的这一趋势。如今，CLDN18.2/CD3双抗IBI389已公布了其在胃和胰腺癌领域的初步临床结果。 胰腺导管腺癌（PDAC）占胰腺癌的90%以上。是最致命的肿瘤之一，由于诊断和治疗反应有限，患者的平均5年生存率不到10%。 PDAC存在很大异质性，不仅在患者之间，也单个原发性肿瘤内。此外，独特的TME环境也是PDAC的特征之一：成纤维细胞、癌症细胞和免疫细胞之间的相互作用产生了具有免疫抑制作用的、冷的TME。 目前，晚期PDAC的主要一线治疗方法仍然是化疗，诸如PD-(L)1、CTL-4的免疫检查点阻断，对大多数PDAC患者都没有作用。但在PDAC中，近60%患者报告CLDN18.2表达阳性，成为一个可能的切口。 IBI389的I期研究中，纳入了64 名CLDN18.2 阳性PDAC患者，他们接受过的既往治疗中位数为2。有效性数据显示：在可评估的23例患者中，ORR为30.4%，DCR为69.6%。对于PDAC，2线的ORR基本在10%-20%。 安全性方面，几乎所有患者都发生了TRAE，其中35名（54.7%）患者程度≥3级。对于特别关注的CRS，发生率为51.6%，且严重程度均≤2级。 CNS全名为细胞因子释放综合征，基本上是T细胞疗法的常见副作用，比如CAR-T；双抗Tarlatamab的获批也带有CRS和神经毒性的黑框警告。在严重情况下，CRS会产生致命风险，但如果能及时识别和管理CRS的症状，多数患者的器官功能障碍是可预防和可逆的。 以小见大，从信达的转变中我们可以窥探出肿瘤免疫的新趋势走向。 在PD-1不断创造里程碑的一刻起，大家一直在讨论谁会是“下一个PD-1”，而随着开发的加速，这一未来将逐渐明了。 参考资料： IBI363临床前研究； https://www.nature.com/articles/s43018-023-00612-0 IBI363非小细胞肺癌I期数据： https://www.prnewswire.com/news-releases/innovent-delivers-oral-presentation-on-phase-1-clinical-data-of-ibi363-first-in-class-pd-1il-2-bias-bispecific-antibody-fusion-protein-in-advanced-non-small-cell-lung-cancer-at-the-2024-wclc-302243870.html#:~:text=First-in-class%20PD-1/IL-2%CE%B1-bias%20bispecific%20antibody%20IBI363%20in%20patients%20with%20advanced%20non-small IBI389 I期PDAC研究： https://ascopubs.org/doi/10.1200/JCO.2024.42.16_suppl.4011 免责声明 “药渡Daily”公众号所转载该篇文章来源于其他公众号平台，主要目的在于分享行业相关知识，传递当前最新资讯。图片、文章版权均属于原作者所有，如有侵权，请及时告知，我们会在24小时内删除相关信息。

摘要:免疫细胞治疗作为一种革命性的治疗方式，显著改变了癌症护理。这是一种专业的免疫疗法，利用活的免疫细胞作为治疗癌症的疗法。与传统药物不同，细胞疗法被认为是“活药”，这些产品目前是定制的，需要先进的制造技术。尽管嵌合抗原受体（CAR）-T细胞疗法在治疗血液恶性肿瘤方面受到了行业的极大关注，但其在治疗实体瘤方面的有效性常常受限，导致替代性免疫细胞疗法的出现。肿瘤浸润性淋巴细胞（TIL）细胞疗法、细胞因子诱导的杀伤细胞（CIK）细胞疗法、树突状细胞（DC）疫苗和DC/CIK细胞疗法旨在利用身体的自然防御机制来定位和消除癌细胞，通常具有较少的副作用或风险。另一方面，如嵌合抗原受体-T（CAR-T）细胞、T细胞受体（TCR）-T、嵌合抗原受体-自然杀伤细胞（CAR-NK）或CAR-巨噬细胞（CAR-M）等细胞疗法通常使用自体干细胞、同种异体或异种细胞，或基因修饰细胞，需要更高水平的操作，被认为是高风险的。这些高风险细胞疗法通常在肿瘤靶向和信号传导方面具有特殊特性，触发新的抗肿瘤免疫反应。最近，在抗肿瘤机制和细胞疗法产品设计的基本和临床研究以及技术创新方面取得了显著进展。随着技术的迅速整合和高创新格局，关键的未来发展方向已经出现。为了满足细胞疗法技术进步治疗癌症的需求，我们在本研究中全面系统地调查了免疫细胞疗法的技术创新和临床进展。基于免疫细胞疗法的治疗机制和方法学特点，我们分析了这些疗法的主要技术优势和临床转化风险。我们还分析和预测了应用前景，为相关企业提供必要的信息，以便他们做出关于研发方向选择的明智决策。 1.引言 癌症是一种利用多种逃逸机制来躲避抗癌免疫的全身性疾病，并且显著改变整个免疫系统的功能和组成。抗癌治疗的演变跨越了一百多年，其效果和特异性不断提高，旨在消除癌细胞的同时尽量减少对健康组织的损害。为了实现这一目标，免疫细胞治疗在现有方法中脱颖而出，成为了一种改变游戏规则的解决方案。2017年，食品药品监督管理局（FDA）批准了两种嵌合抗原受体-T（CAR-T）细胞疗法，即Kite Pharm的axicabtagene ciloleucel（Yescarta）和Novartis的tisagenlecleucel（Kymriah），用于治疗淋巴瘤。这些批准标志着抗癌治疗加速发展的一个重大里程碑。免疫细胞治疗的基本概念是通过外部供应具有所需功能的细胞来增强免疫反应，以帮助患者对抗癌症。它不仅重新激活了现有的免疫反应，还推动了新的免疫反应加入到抗肿瘤努力中。免疫细胞治疗的反应通常涉及多种免疫细胞类型的激活和协作，包括抗原呈递细胞，如树突状细胞（DCs）和巨噬细胞，T淋巴细胞（T细胞）和自然杀伤（NK）细胞。肿瘤负担的免疫系统不仅在免疫细胞数量上失衡，而且在调节抗癌免疫反应的分子和信号通路上也表现出功能异常。因此，精确施用适当的治疗策略是必要的，以防止免疫细胞治疗的效果不佳。 根据癌症类型及其机制，免疫过程的各个领域为治疗干预提供了途径。方法包括，例如，提取和扩增具有预先癌症识别能力的免疫细胞（例如，肿瘤浸润性免疫细胞），外部分化有效的细胞类型[例如，细胞因子诱导的杀伤（CIK）细胞]，以及基因修饰细胞以实现特定识别和肿瘤细胞消除[例如，T细胞受体（TCR）工程，嵌合抗原受体（CAR）]。在本综述中，我们将讨论最新的免疫细胞治疗，总结应用于实现和优化这些治疗类别的策略，并提供未来的展望。 2.用低风险免疫细胞治疗癌症 低风险免疫细胞治疗旨在使用患者自己的免疫细胞来消除癌细胞。需要注意的是，“低风险”强调的是细胞治疗领域内某些治疗相对更安全、副作用较少，属于再生医学或先进治疗药物产品（ATMPs）。低风险免疫细胞治疗包括四种关键技术：肿瘤浸润性淋巴细胞（TIL）疗法、CIK细胞疗法、DC疫苗和DC/CIK细胞疗法。为了更全面地理解这些方法，必须深入研究促进这些细胞治疗的基本机制和临床进展。 2.1.TIL细胞治疗 TILs是存在于实体肿瘤微环境（TME）中的天然单核细胞，包括肿瘤内肿瘤浸润性淋巴细胞（iTILs）和基质肿瘤浸润性淋巴细胞（sTILs）。与iTILs相比，sTILs主要是效应记忆T细胞，更容易被检测到。作为一群已经接触过肿瘤组织的异质性淋巴细胞，TILs“预训练”攻击癌细胞，同时留下健康的细胞。在小鼠肿瘤模型中，这些异质细胞已经显示出治疗晚期癌症的潜力，第一个人类TIL治疗导致转移性黑色素瘤显著消退。实体瘤缺乏理想的肿瘤标志物，使得靶向肿瘤相关抗原（TAAs）具有挑战性。TILs作为具有多样化受体的多克隆细胞，为实体瘤提供了独特的治疗选择。与基因修饰的免疫细胞相比，TILs在克服实体瘤的异质性方面表现出优越性，特别是像黑色素瘤这样高度异质性的肿瘤。此外，它们具有注射后迁移至TME的趋化因子受体，并且与CAR-T细胞相比，它们的非靶向毒性较低，这归因于T细胞成熟过程中的负选择。 TILs可以从切除的肿瘤组织中分离出来。鉴于TIL在原始TME中的稀缺性，可供扩增的TIL数量有限，以及阻碍TIL抗肿瘤细胞毒性的额外因素（例如，Treg，肿瘤相关巨噬细胞，髓系抑制细胞和各种免疫抑制分子）。TIL的生产和扩增是TIL治疗成功的至关重要步骤。TIL在体外的扩增涉及快速扩增协议（REP）。在REP前阶段，TILs在高剂量白细胞介素（IL）-2下进行初级扩增。一些方法涉及选择肿瘤特异性TILs进行进一步扩增，而其他方法则扩增大量TILs以保持疗效。在REP阶段，同时给予高剂量IL-2和抗CD3，并使用辐照的同种异体外周血单核细胞（PBMCs）作为饲养细胞，直到获得足够数量的细胞。然后，经过质量控制的扩增细胞产品准备用于患者给药后进行淋巴细胞减少。 自1988年Rosenberg等人成功将TIL治疗应用于转移性黑色素瘤患者以来，一系列临床试验相继出现。1996年，TIL治疗首次被引入用于治疗非小细胞肺癌（NSCLCs），在涉及113名患者的临床研究中。结果显示，TIL与IL-2联合使用对NSCLCs是一种有效的治疗方法，与II期或IIIa期相比，对IIIb期NSCLCs有选择性益处。在初步成功后，TIL治疗的后续发展一直朝着提高治疗其他肿瘤类型的疗效方向发展，包括皮肤、肾脏和胃癌。这些发展中的具体方法旨在阐明TIL细胞类型的组成及其与临床结果的相关性。例如，成功生成的肿瘤浸润性B淋巴细胞（TIBs）已被发现可以预测转移性肾细胞癌（mRCC）患者的临床结果改善。另一项关于胃癌TIL治疗的研究表明，TIL的组织学亚群与不同的存活时间相关。目前，TIL治疗的临床转化仍处于初步阶段，缺乏长期临床观察。然而，初步成功表明有机会开发具有更有效分离和扩增方法的有希望的治疗性TILs，并可能与其他抗肿瘤疗法结合使用。 2.2.CIK细胞疗法 CIK细胞是具有混合T和NK细胞样表型的异质免疫效应细胞。它们是通过将人的PBMC或脐带血单核细胞与干扰素γ（IFN-γ）、抗CD3抗体、重组人IL-1和IL-2一起体外培养产生的。CIK细胞独特地表现出对肿瘤的主要组织相容性复合体（MHC）不受限制的靶向性，减少异体反应性，并能够攻击各种肿瘤类型。在体外培养过程中，CIK细胞分泌各种细胞因子以激活巨噬细胞、NK细胞和CD8+ T细胞的细胞毒性活性，从而直接抑制肿瘤细胞的生长并促进间接杀伤效果。CIK细胞诱导凋亡基因和抗肿瘤基因的表达，进行细胞毒性活动并促进肿瘤细胞凋亡。它们主要通过粘附分子淋巴细胞功能相关抗原-1/认知配体细胞间粘附分子-1（LFA-1/cam-1）与肿瘤细胞上的抗原结合的机制来实现肿瘤杀伤效果。这促进了MHC-I或MHC-II分子的表达，导致增强的呈递、激活、识别和直接杀伤肿瘤细胞。 激活的CIK细胞分泌各种细胞因子，包括IL-2、IL-6、肿瘤坏死因子α（TNF-α）、粒细胞巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）和其他细胞因子，不仅直接增强细胞毒性效果和抑制肿瘤细胞，还通过调节免疫系统间接杀死肿瘤细胞。主要由CIK细胞产生的IFN-γ增强了NK细胞、巨噬细胞和细胞毒性T淋巴细胞（CTL）的活性。它还可以促进肿瘤细胞上MHC-I分子的表达，导致CTL杀伤增加。最近的研究指出，CIK细胞分泌的IFN-γ可以促进慢性淋巴细胞性白血病（CLL）细胞上ICAM-1的表达，对细胞毒性效应细胞的凋亡诱导产生积极影响。肿瘤细胞的凋亡基因也可以被CIK细胞激活，因为这些细胞表达FasL，一种属于TNF超家族的Fas配体，它诱导肿瘤细胞凋亡。Verneris指出，某些肿瘤细胞（如黑色素瘤和卵巢癌）通过诱导表达FasL的淋巴细胞凋亡来逃避免疫清除，但它们对CIK细胞敏感。这是因为，在CIK细胞的诱导过程中，Fas敏感或激活的T细胞被IFN-γ等细胞因子的作用或激活诱导的细胞死亡机制选择性地消除。结合CIK细胞中高水平的抗凋亡基因表达，这些因素使CIK细胞能够耐受表达FasL的肿瘤细胞诱导的凋亡。 尽管存在复发和无反应性的担忧，CIK细胞的异质性使它们能够靶向并杀死各种肿瘤细胞。自1991年引入CIK细胞疗法以来，已有超过5,000名患有多种肿瘤类型的患者，包括肺癌、乳腺癌、脑癌和结肠癌等，参与了CIK细胞疗法。全球CIK细胞（或CIK细胞与DC联合）的临床试验已超过80项。CIK细胞的治疗潜力超出了它们与NKG2D的相互作用，包括抗体依赖性细胞介导的细胞毒性（ADCC）轴。与其他免疫疗法、常规化疗或放疗一起，CIK疗法表明了协同的抗肿瘤效果，正在发展中，是治疗癌症的一条令人鼓舞的途径。虽然临床前景看好，但一些公开讨论是必要的。与其他免疫细胞相比，CIK细胞输注后的毒性效应、最小化额外的支持性护理、确定与其他免疫疗法的优势、了解与CIK细胞在癌症微环境中的串扰的关键决定因素，以及在多个中心推广这种方法需要探索。 2.3.DC疫苗 操纵患者的自体DCs进行“疫苗接种”以对抗肿瘤组织是一种有前景的方法。DC疫苗涉及用TAAs（如肽、蛋白质、DNA/RNA或病毒）处理体外培养的DCs。DCs将摄取抗原，然后在仔细控制的培养过程中激活。DCs作为强大的抗原呈递细胞，对影响免疫系统起着至关重要的作用。虽然未成熟的DCs处理外来抗原，触发成熟和迁移到淋巴结，成熟的DCs可以在TME内促进肿瘤耐受，可能导致T辅助型2反应。 DC疫苗，通常采用体外成熟的自体单核细胞并用抗原冲击，已在多种肿瘤患者中显示出良好的耐受性和最小的毒性。然而，抗原特异性免疫反应的幅度和持续时间普遍较弱，限制了客观的临床反应。尽管在儿童肿瘤中的反应有限，正在进行的研究集中在增强疫苗生产的每一步上。策略包括扩大DC来源、提高免疫原性、优化抗原选择、开发新的免疫佐剂以及探索同时进行的免疫调节或化疗。 Sipuleucel-T是唯一获得FDA批准的自体DC疫苗，为有效的成人恶性肿瘤治疗提供了希望，特别是对于去势抵抗性前列腺腺癌。通过培养患者的PBMCs与一种由TAA（前列腺酸性磷酸酶（PAP））和GM-CSF组成的重组蛋白（PAP-GM-CSF）来生产。这种开创性的疫苗代表了DC疫苗领域的一个重要进展，展示了在成人和儿童恶性肿瘤中改善结果的潜在途径。在临床试验中，DC主要用于与CIK细胞、免疫检查点抑制剂（ICI）以及化疗和放疗结合的免疫疗法中以改善结果。研究表明DC能够激活自然杀伤T（NKT）细胞，或同时激活CD4+和CD8+ T细胞。 2.4.DC/CIK细胞疗法 当多种低风险的免疫细胞疗法一起使用时，可以实现积极的综合协同效应，特别是在DC和CIK的共同应用中尤为明显，它们是可适应和协同的。这种协同作用旨在增强身体对疾病的免疫反应。CIK细胞以其广谱的肿瘤杀伤效果而闻名，但由于缺乏特定的识别能力而受到限制。DC目前被认为是最有效的抗原呈递细胞，最近的研究表明CIK和DC之间的相互作用会在两个群体内部引起免疫刺激性表面分子表达的变化。实际上，与CIK细胞共同培养DCs发挥了互补作用，相互促进成熟，共同增加抗肿瘤活性，并展现出有希望的协同效应，即使在之前对CIKs有抵抗力且之前未与DCs共同培养的肿瘤细胞系上也是如此。DC分泌的细胞因子，如IL-2、IL-12和IFN-γ增强了CIK细胞的成熟，导致CIK细胞中CD3+、CD8+和CD56+亚群的水平增加。值得注意的是，DCs显著增加的IL-12分泌显著增强了CIKs的细胞溶解功能。此外，这种合作环境还减少了IL-10的分泌和调节性T细胞（CD4+CD25+ Treg细胞）的数量，减弱了它们对肿瘤免疫的抑制作用，并增强了CIK细胞的肿瘤杀伤效果。同时，CIK细胞增强了DCs的抗原呈递特异性和共刺激分子的表达，有助于整体增加抗肿瘤活性。此外，DC和CIK细胞的共同培养抑制了人类端粒酶逆转录酶（hTERT）蛋白的表达，抑制了端粒酶活性，并阻碍了肿瘤细胞的增殖。 基于上述机制，DC-CIK疗法以相互适应和协同为特点，已成为近年来肿瘤治疗领域的研究焦点。基础和临床研究迅速发展，并证明了在显著增强抗肿瘤免疫方面的有效性。尽管存在轻度移植物抗宿主病（GvHD）的担忧，试验经验表明结果是可控的。案例研究已经证明了安全性和提高的疗效。DC/CIK细胞疗法针对免疫系统的多个方面，从而形成了更全面的对抗疾病的方法。这在复杂情况或难治性恶性肿瘤中尤为有益，其中多种免疫功能障碍发挥作用。总的来说，低风险的免疫细胞疗法可以帮助增强免疫系统识别和消除有害实体的能力，从而改善健康结果。这些疗法的协同效应有潜力显著提高基于免疫的治疗的有效性，并为患者提供更好的结果。然而，评估和定制这些疗法的确切组合和剂量以确保其对个体患者的安全性和有效性至关重要。 3.高风险免疫细胞治疗技术的进步 高风险免疫细胞治疗使用自体干细胞、异体或异种细胞，或基因修饰细胞，所有这些细胞都需要进一步的操作和评估。这些治疗的设计非常适合其预期目的。这些治疗刺激针对肿瘤的新免疫反应，通常有潜力重新激活已有的反应。在这里，我们描述了高风险免疫细胞治疗中的特征设计、转染方法、细胞来源，以及克服抑制性肿瘤微环境（TME）的方法，包括CAR-T、T细胞受体-T（TCR-T）、CAR-NK和CAR-巨噬细胞（CAR-M）。此外，我们提供了对未来趋势的见解。 3.1.CAR的设计 CAR是工程受体蛋白，为免疫细胞提供了识别癌细胞表面特定抗原的新能力，从而可能触发免疫细胞消除癌细胞的潜力。当前研究表明，即使是对CAR结构的微小修改也可能会显著影响治疗效果。它通常由三个模块化域组成：细胞外域、跨膜域和细胞内域。 细胞外域：靶向的艺术。细胞外域包括一个用于目标结合的单链可变片段（ScFv）和一个铰链区域，通常在CAR工程细胞中的免疫球蛋白（Ig）样域铰链，并通过跨膜域锚定到细胞膜。通过CAR的细胞外域引入了驱动免疫细胞激活的新功能，包括T细胞、NK细胞和巨噬细胞。CAR工程免疫细胞能够识别癌症特异性靶标表位，不受MHC和共受体的限制，使它们在寻找和杀死癌细胞方面更有效。 CAR工程免疫细胞已经从针对单一抗原发展到针对两种不同抗原，以优化治疗阴性抗原癌细胞逃逸或抗原丢失的复发，并且结合任一抗原都将触发CAR工程免疫细胞的激活。这可以通过几种方式实现（图1A-C），例如将编码两个独立CAR分子的单个双顺反子向量转导到单个细胞中，或将编码双价CAR分子的向量转导到细胞中，或共同给药两种不同的CAR工程免疫细胞产品，或共同转导两个向量到单个免疫细胞中编码不同的CAR。这些方法对于B细胞淋巴性白血病特别有前景，尤其是对于复发或难治性B细胞急性淋巴性白血病（B-ALL），因为临床研究表明CD19/CD22共转导CAR-T细胞具有显著的疗效，以及CD19/CD22双特异性CAR-T细胞。同样，I期临床试验表明，双特异性CD20/CD19 CAR-T也可用于治疗复发和难治性B细胞恶性肿瘤患者，治疗28天后的总体反应率为82%，显示出治疗目的的安全性和有效性。此外，Wang等人表明，CD19/CD22双顺反子CAR-T与单特异性CD19或CD20 CAR-T细胞相比，在体外和体内表现出相当或更好的功能。 除了ScFv的优化，细胞外区域也得到了改进。与传统CAR直接作用于靶细胞不同，研究人员提出了一个新概念：模块化CAR（modCAR）。这种CAR-T（图1D、E）通常与其适配器一起工作，适配器的一端结合到细胞上，另一端用于识别和结合肿瘤表面抗原。适配器分子可以是单克隆抗体、抗体片段（图1D）、小分子或任何结构（图1E），只要能针对至少一个所需的抗原并介导目标与效应细胞之间的交联。它提供了一种高度灵活、可定制和通用的方法，以快速优化效应细胞活性，潜在地实现智能抗原靶向。 图1. CAR的设计策略。针对肿瘤的CAR设计示意图。(A) 通过将编码两个独立CAR分子的双顺反子载体转导到单个细胞中，可以生成双顺反子CAR工程细胞。(B) 通过将编码串联CAR分子的载体转导到细胞中，生成双价CAR。(C) 通过共同给予两种不同的CAR工程免疫细胞产品（上图）或共同转导两种编码不同CAR的载体到免疫细胞中（下图），实现双特异性，但产品将复杂且昂贵。可以使用抗体（D）或其他适配器（E）生成modCAR。(F) 设计装甲CAR以共表达分子，包括细胞因子和/或趋化因子，以增加效果和持久性。(G) SynNotch CAR通过添加分泌蛋白和结合剂，并利用特设计对机制执行AND、NOT和OR布尔逻辑门。这也可以通过特设计的转录因子和转录机制（H）实现。CAR：嵌合抗原受体；modCAR：模块化CAR。 装甲CAR细胞（图1F）旨在分泌细胞因子或其他分子，以帮助抵消肿瘤微环境（TME）的免疫抑制特性，潜在地提高CAR工程细胞的持久性和有效性。有时被称为第四代CAR细胞或TRUCKs（T细胞重定向用于抗原无限制的细胞因子启动的杀伤），它们为CAR靶向组织提供了一种多功能治疗，超越了传统CAR-T细胞的能力。TRUCK概念目前正在通过共表达分子如趋化因子配体或基于第二代或第三代CAR的细胞因子组合进行探索。其中，IL-7、IL-12、IL-15、IL-18、IL-23以及这些分子的各种组合正在早期阶段试验中。值得注意的是，IL-7和IL-15已被发现可以促进CAR-T细胞的增殖，而IL-12和IL-18增强了T细胞的效应能力。此外，表达特定分子的工程CAR-T细胞，如CCL-19或CCL-21，能够趋化其他免疫细胞或CAR-T细胞向附近的癌细胞移动。这增强了免疫细胞的渗透和CAR-T细胞的存活，从而提高了CAR-T细胞的有效性。 CAR设计中的最新发展是合成Notch（SynNotch）受体（图1G，H），它提供了一种精确的靶向策略，允许精确控制CAR工程细胞的激活，同时通过引入可诱导的开关来最小化非靶向效应。一个典型的案例使用了布尔逻辑和逻辑门的原理，当所有条件满足时，通过构象变化激活的共定位依赖的蛋白开关（Co-LOCKR）可以执行AND、NOT和OR布尔逻辑门。在体外已经证明了针对癌细胞的特异性，但在临床应用中仍面临各种挑战。 细胞内域：信号和细胞功能。细胞内域由一系列共刺激域组成，CAR的分类基于共刺激域的数量。第一代CAR仅由CD3ζ组成，而第二代CAR除了CD3ζ外还含有一个共刺激域，第三代CAR则涉及一个以上的共刺激域以及CD3ζ。 在T细胞中，第一代CAR已构建包含编码针对2,4,6-三硝基苯酚（TNP）抗体的可变区域的重组基因片段，这些片段被拼接到α或β T细胞受体（α或β TCR）的C区之一。转导T细胞后，这种结构可以稳定地表达在T细胞表面，并能够识别MHC非限制性的肿瘤细胞，但在临床试验中显示出较弱的抗肿瘤效果。第二代CAR-T利用T细胞激活的经典信号，并增加了一个共刺激分子，如4-1BB（也称为CD137）或CD28，这显著提高了CAR-T细胞的激活水平和增殖能力。临床数据支持接受第二代CAR-T细胞治疗的患者对其肿瘤负担有延长和有效的控制。新发现的共刺激分子包括可诱导的共刺激分子（ICOS）、OX40（也称为CD134）和CD40等。第二代CAR结构在临床实践中最广泛使用。第三代CAR-T细胞包含两个共刺激分子，导致增强的细胞毒性。在临床试验中，当共同给予淋巴瘤患者CD19导向的第二代CAR-T细胞（带有CD28共刺激域）和第三代CAR-T细胞（带有CD28和4-1BB）时，观察到更长的持久性和优越的扩张。然而，目前评估仅第三代CAR-T的临床数据有限。在一个研究者发起的试验中，HD-CAR-1，一种第三代CAR-T治疗，在成人复发/难治性ALL患者中进行了评估。在90天的研究期结束时，80%的患者实现了完全缓解。此外，最近的研究表明，配备有4-1BB和CD28共刺激域的CAR-T细胞增强了T细胞记忆表型，与仅有一种共刺激分子的细胞相比，表现出更好的增殖和细胞因子释放水平。 迄今为止，大多数涉及CAR-NK细胞的研究都使用了最初用于T细胞的CAR构建。已经开发了包含CD28或4-1BB共刺激域的第二代CAR-NK。最近的研究报告称，含有细胞内域的CAR-NK，包含4-1BB和CD3ζ，克服了抑制信号并诱导了NK细胞特异性，导致杀死CD19+ aALL细胞。然而，已经为NK细胞特别创建了新的CAR设计，这些不同的CAR构建对NK细胞的细胞毒性和细胞因子产生有不同的影响。研究表明，包含NK特异性共刺激域2B4（也称为CD244）的CAR-NK细胞对肿瘤细胞有显著增强的细胞毒性活性，诱导快速增殖，增加细胞因子产生，并减少凋亡。这表明，与NK细胞上的常规4-1BB CAR相比，NK细胞特异性激活信号在CAR性能中起着至关重要的作用。此外，利用不同的信号域，如CD3ζ、DAP10和DAP12的CAR构建，在原代NK细胞或NK92细胞系中表现出不同的抗肿瘤活性。具体来说，与包含DAP10域的CAR相比，具有CD3ζ信号域的CAR表现出优越的性能，而使用DAP12域的CAR优于包含CD3ζ域的CAR。 CAR-M细胞与CAR-T细胞具有相同的结构和代级分类，但其细胞内信号域的功能不同，主要是为了增强吞噬作用。CAR-M细胞能够直接利用CD3ζ细胞内域传递吞噬信号。Fc受体（FcRγ）的γ亚基和多个表皮生长因子样域蛋白10（Megf10）也可以作为细胞内信号域。最近的研究结果表明，添加一个串联的PI3K招募域可以增加对癌细胞的吞噬。CAR-M的第一个临床试验产品是第一代产品，包含CD3ζ作为其细胞内域，并且第一阶段的临床试验结果显示了有希望的初步安全性和有效性结果，并获得了FDA的快速通道指定。 4.提高基因转移方法的效率 在免疫疗法中引入核酸，包括基因表达和CRISPR基因编辑，是一个至关重要但具有挑战性的步骤。近年来，非病毒转染技术因其在克服与病毒载体生产相关的劳动密集和昂贵程序以及cGMP合规性方面的经济利益而越来越受欢迎。例如，转座子或移动遗传元素被用来实现高效和持久的转基因表达，在产生稳定的CAR-T细胞方面引起了极大的兴趣。此外，电穿孔或机械穿孔能够使免疫细胞如T细胞短暂表达基因组编辑核酸酶，例如CRISPR-Cas9的表达，并已在基于mRNA的人类T细胞修饰中进行了探索。这些非病毒转染技术在程序简单性、容量和吞吐量以及有利的安全概况方面提供了优势。 与非病毒转染相比，病毒转导方法在临床环境中是主流模式，并被广泛认为是转染困难细胞类型（如免疫细胞）的一种高效方法。常用的病毒载体，如腺相关病毒载体和腺病毒载体，不能整合到宿主基因组中。然而，逆转录病毒载体和慢病毒载体可以整合，并且表现出高传递效率，使它们非常适合转导高度复制的细胞，如免疫细胞。Tecartus和Yescarta都是由Kite Pharma生产，依赖于γ逆转录病毒（GRV）载体将CAR构建体转导到T细胞中，而Kymriah则使用慢病毒（LV）载体进行转导。一般来说，γ逆转录病毒和LV系统经常用于将基因转移到T细胞中，研究表明它们通常可以获得30%-80%的转导效率。然而，安全性、效率和便利性问题是必须考虑的问题。 与T细胞相比，病毒基因传递到原代NK细胞已被证明既具挑战性又效率低下，可能由于NK细胞的固有特性。研究表明，使用逆转录病毒载体成功转染原代扩增的NK细胞，单轮转染效率范围为27%-52%，经过两轮转染后为47%-75.4%。虽然逆转录病毒已被广泛用于最近的临床前和临床研究中生产CAR-NK细胞，但缺乏有效的基因转移方法仍是NK细胞在免疫疗法中使用的主要障碍。此外，与逆转录病毒转染相关的插入性突变和对原代NK细胞活性的有害影响是临床应用中的主要限制。与逆转录病毒载体相比，基于慢病毒的转染具有较低的遗传毒性和插入性突变风险。然而，原代NK细胞在LV转导中的效率很低，需要多轮转染。最近，Bari等人表明，用狒狒包膜糖蛋白变体（BaEV-LV）伪型的LV载体的转导效率比用泡状口炎病毒糖蛋白（VSV-G-LV）伪型的高20倍以上，这是用于伪型LV载体的第一种且仍最广泛使用的糖蛋白。他们通过这种转染方法成功地在约70%的不同供体的原代人类NK细胞中表达了CD19-CAR，这些CD19-CAR NK细胞有效地且特异性地根除了CD19阳性肿瘤细胞。用BaEV-gp伪型的慢病毒带有肿瘤特异性CAR在NK92细胞中的转导率几乎达到100%，在iPSC衍生的NK细胞或激活的原代NK细胞中为50%-80%。因此，它可能是NK细胞CAR基因转移的有希望的载体。此外，用长臂猿白血病病毒（GaLV）包膜蛋白伪型的慢病毒可以有效转导原代NK细胞。电穿孔和脂质体介导的转染方法也用于在NK细胞中传递外源基因。与上述病毒转染相比，这些方法提供了更快的转基因表达、降低的凋亡水平、更小的个体间差异和更高的基因转移效率。然而，外源DNA通常不会整合到目标细胞的基因组中，导致转基因表达在转染后约3-5天内下降。但当与DNA整合技术结合时，这些方法可以产生稳定转染并表达转基因的细胞。DNA转座子是可以通过切割和粘贴机制在载体和染色体之间有效转座的移动DNA元素。PiggyBac（PB）和Sleeping Beauty（SB）是迄今为止最常用的两种转座子系统，与其他系统相比，在哺乳动物细胞中显示出最高的转座活性。通过将含有CAR的质粒和转座酶DNA转染到iPSC中，成功地稳定创建了表达CAR分子的CAR-iPSC-NK细胞。 与病毒载体相比，转座子系统提供了许多好处，例如较低的免疫原性、增加的生物安全性、降低的生产成本，以及能够转移基因片段，其载荷能力接近9-10 kb。这些优势使其成为将CAR整合到NK细胞基因组中以实现持久表达的一个有力选择。然而，要充分利用转座子系统对原代NK细胞进行转染，需要进行优化，例如通过电转染提高转导效率和细胞活性。 巨噬细胞比其他造血系统中的细胞更难转染和抵抗遗传操作，因为它们有能力识别并响应外来核酸。Bobadilla及其同事创建了一种基于HIV-1的慢病毒系统，该系统通过感染时Vpx诱导的SAMHD1降解，已被证明可以有效传递转基因到骨髓细胞。Klichinsky团队使用复制缺陷的嵌合腺病毒载体Ad5F35有效地传递CAR到巨噬细胞，并同时促进M1表型的表达，最终增强了肿瘤杀伤活性。这些结果强调了基因工程巨噬细胞在癌症免疫疗法中的潜力。与生成CAR-NK细胞的方法类似，转座子系统也被用来将感兴趣的基因整合到宿主基因组中。 4.1.新型细胞来源方法推动现成的免疫细胞治疗产品 迄今为止，所有商业批准的癌症免疫细胞疗法都依赖于自体使用，即使用的材料是患者自己的细胞。尽管这种方法已证明有效，但存在一些重要的限制，例如在处理快速癌症进展的患者时制造的不良等待时间，由于患者T细胞功能障碍可能导致的生产失败，与健康淋巴细胞一起提取的恶性白血病细胞污染产品的风险，高生产成本，标准化的复杂性，以及再剂量机会的限制。因此，当前的研究工作集中在开发同种异体疗法上，以克服自体疗法的限制。特别是，CAR-NK是一种有前景的同种异体细胞治疗，对实体瘤和血液系统恶性肿瘤均无重大毒性副作用。它是一种更简单、可再注射、更实惠的通用治疗。 然而，当前的治疗尚未显示出强大的疗效和/或长期持久性，并且NK细胞更难进行工程改造。CAR-NK细胞的研究主要在临床前和早期临床试验阶段，很少有临床试验报告。尽管如此，通用的同种异体CAR-NK细胞在癌症治疗中仍显示出巨大潜力。 目前，CAR-M主要是自体疗法，但“现成的”同种异体CAR-M已经出现并正在进行进一步研究。 在开发同种异体方法时，必须系统地解决最重大的风险：免疫排斥和GvHD（移植物抗宿主病）的发展。免疫排斥可能限制治疗的效力，因为接受者的免疫系统可能会排斥移植物。GvHD可能是致命的，由供体T细胞内源性的αβ TCR复合体识别宿主肽-人类白细胞抗原（HLA）复合体引起，导致组织损伤。为了解决同种异体风险，可以采用两种主要策略。第一种是在供体αβ T细胞上除了引入CAR转基因外，还进行额外的遗传修改。另一种是选择替代的细胞来源或亚群，如诱导多能干细胞（iPSCs）、脐带血（UCB）细胞、γδ T细胞、记忆T细胞亚群、病毒特异性T细胞（VST）等。 为了消除内源性αβ TCR介导的GvHD，最直接的方法是破坏编码T细胞受体恒定（TRAC）α链的基因。Eyquem等人开发了一个案例，通过腺病毒转染和CRISPR-Cas9敲入技术将CAR构建体整合到TRAC位点，同时诱导CAR表达和TCR失活。与随机整合相比，CAR表达可以由内源性TCR启动子调控，并在暴露于抗原时模仿TCR转录，防止恒定的和过度的T细胞激活，这可能导致T细胞分化和耗竭。此外，研究结果表明，这些TRAC-CD19 CAR-T细胞在ALL小鼠模型中显示出比用逆转录病毒编码的CAR的T细胞更大的抗肿瘤效力。 此外，除了CRISPR-Cas9，基因编辑技术，如TALENs和锌指核酸酶（ZFNs），也被发现在消除TCR表达以创建“通用”供体T细胞方面有效。然而，尽管TCR缺失的CAR-T细胞降低了GvHD的风险，但其长期持久性较短，可能是由于免疫排斥。因此，科学家们敲除了β2-微球蛋白（B2M）基因以限制HLA类I分子的表达。这种方法防止了异体CAR-T细胞通过它们的TCR被识别为外来物，但仍然容易受到宿主NK细胞的溶解。因此，一项研究使用突变的B2M融合蛋白来解决这个问题。为了在激活的异体CAR-T细胞生产过程中提高HLA-II消除的效率，一些学者提出抑制CIITA或HLA-DRA、HLA-DQA和HLA-DPA基因。 iPSCs具有无限的增殖和分化潜力，使它们成为创建众多同质HLA组合库的理想资源。通过从库中选择一个HLA匹配的iPSC来源，可以最小化宿主和移植物之间CAR-T细胞的免疫排斥风险，但必须进行严格的质量控制以确保安全，因为未分化的、增殖的iPSCs可能引发不良结果。Wang等人生成了缺乏HLA-I/II、B2M和CD155的低免疫原性iPSC衍生的CAR-T细胞。 研究通过体内发挥效应功能证明了它们抑制肿瘤进展的有效性。此外，iPSCs也为生产满足临床需求的CAR-NK和CAR-M细胞铺平了道路。与分化的NK细胞或巨噬细胞相比，iPSCs可以更有效地被工程化以稳定表达CARs。Li等人通过在培养基中添加各种细胞因子和促分化蛋白来分化CAR转染的iPSCs为CAR-NK细胞。这些iPSC衍生的CAR-NK细胞在体外和体内都显示出强大的抗肿瘤活性。Zhang等人建立了一个骨髓/巨噬细胞分化协议，诱导CAR-iPS向骨髓细胞系分化，成功产生了足够的CAR-iMac细胞（iPSC衍生的CAR-M细胞）。然而，当在小鼠模型中测试时，CAR-iMacs的有效性有限。总的来说，iPSC衍生的工程免疫细胞的发展涉及复杂的生产程序，需要精确的细胞产品制造和质量保证，以支持更广泛的临床应用。 γδ T细胞表达TCRγδ并以HLA独立的方式识别恶性细胞。它不需要消除TCR表达或信号，并且GvHD的风险低或不存在。研究表明，γδ CAR-T细胞显示出与传统的αβ CAR-T细胞相似或更大的细胞毒性效应，并且在体内没有观察到GvHD。然而，它们在体外的细胞毒性能力持续性较差。此外，针对CD20的γδ CAR-T细胞在B细胞淋巴瘤的动物模型中取得了有希望的结果，目前正在进行第一阶段的临床试验。 脐带血（UCB）提供了一个容易获得的NK细胞和同种异体T细胞来源。它们富含γδ T细胞和造血干细胞（HSCs），尽管总细胞数量有限。UCB衍生的CAR-T细胞在体内显示出增强的肿瘤抑制作用，减少了IL-10的分泌，并降低了调节性T细胞（Tregs）的比例，表明了改善的治疗潜力。Van Caeneghem等人从脐带血中分离出CD34+ HSCs，然后生成CAR-T细胞。这些CAR-T细胞具有原始表型（CD45RA+ CD62L+），并且不表达TCRαβ复合体，显著降低了GvHD的风险，并有效地消除肿瘤细胞。 记忆T细胞的特征是CD45RA−CD45RO+表型，它们不太可能发展为GvHD，也不太可能迁移到表现GvHD的器官。研究表明，T记忆干细胞（TSCM）和中央记忆T细胞（Tcm）与它们的分化对应物相比，具有优越的增殖和干细胞潜力，并且在T细胞转移后的临床研究中表现出高扩张和持久性。 VSTs拥有能够识别病毒抗原的TCR，如巨细胞病毒（CMV）、Epstein-Barr病毒（EBV）等。经过CAR改造的VSTs在实体瘤中显示出有希望的结果，但与CARs相比，工程化针对肿瘤的转基因TCR VSTs更具挑战性。在肿瘤细胞中表达EBV相关抗原的霍奇金淋巴瘤患者中，输注CAR-VST细胞取得了良好的耐受性和缓解率。针对HER2的CAR-VST细胞产品在CMV血清阳性和进行性胶质母细胞瘤患者的第一阶段临床试验中显示出既安全又临床有效。值得注意的是，可以建立VST库，以覆盖大多数患者，并促进CAR-T或TCR-T重定向到肿瘤的临床使用。 PBMCs通常来自外周循环或脐带血等。它是临床目的的主要NK细胞来源。PBMC衍生的NK（PB-NK）细胞可以从HLA匹配和不匹配的供体中分离出来，扩大了潜在供体池。通常，它们显示出成熟的表型，增殖能力降低，细胞毒性增加，没有GvHD的风险。Töpfer等人已经证明，表达CAR的NK细胞系YTS以及PB-NK细胞可以成功地重定向针对前列腺干细胞抗原（PSCA）阳性肿瘤，导致大部分治疗小鼠的肿瘤被完全根除。一种短暂表达针对间皮素的mRNA CAR，MCY-M11的CAR-PBMC细胞产品已进入临床试验，它是一种混合产品，包含不同的CAR工程T细胞亚群、单核细胞和B细胞群体，展现出理想的功能和免疫表型特征。 NKT细胞，也称为CD1d限制性T细胞，是一类同时具有T细胞和NK细胞特性的异质性T细胞群。这些细胞主要识别非多态性CD1d分子，这是一种结合自身和外来脂质以及糖脂的抗原呈递分子。I型NKT细胞或称为iNKT细胞不具有HLA限制性，可能作为通用供体细胞发挥作用，但其在体内的持久性尚未知晓。研究表明，CAR19-iNKT细胞表现出抗淋巴瘤活性，并且具有增强的消除脑淋巴瘤的能力。另一种异体NKT细胞，表达带有CD28和IL-15的抗CD19嵌合受体，目前正在进行临床试验，针对复发或难治性B细胞恶性肿瘤患者（NCT03774654）。 4.2.改善肿瘤微环境以增强治疗性免疫细胞的效果 免疫细胞治疗实体瘤的效果受限于低持久性和注入后的不充分增殖，这在很大程度上归因于免疫抑制微环境，它不是被动的旁观者，而是癌症进展的积极推动者。肿瘤细胞居住在这个由浸润和驻留宿主细胞（如T细胞和巨噬细胞）、分泌因子（如IL-10和转化生长因子-β（TGFβ））以及细胞外基质（ECM）组成的异质微环境中。这些组分可以相互作用，为恶性细胞的生长、迁移和转移创造支持性环境，从而逃避免疫系统和肿瘤特异性细胞毒性T细胞。为了根除肿瘤，科学家们开发了几种策略来促进CAR工程或TCR工程治疗性免疫细胞向癌症焦点的迁移和渗透，包括利用趋化因子受体如CCR2、CXCR2、CCR4、CXCR4等。这些研究表明，CAR-T、TCR-T和NK细胞显示出增加的肿瘤渗透率，导致肿瘤退缩和增强的抗肿瘤效果。然而，将基因工程免疫细胞渗透到肿瘤中只是抗癌的第一步。有时，可能需要直接转化方法来修改免疫抑制微环境。使用免疫检查点抑制剂，如抗PD-1、抗PD-L1抗体和抗CTLA4抗体，可以改善免疫抑制肿瘤微环境。然而，它可能导致药物抗性的出现、T细胞耗竭和复发，有时甚至会导致危及生命的毒性。在肿瘤微环境中阻断TGF-β信号是另一种提高检查点抑制剂效果和增强抗肿瘤反应的方法，因为它在肿瘤信号、重塑和代谢中起着至关重要的作用。临床证据也表明TGF-β信号与对检查点阻断剂无反应的患者之间存在相关性。为了解决这个问题，已经开发了双功能抗体-配体陷阱，使用针对CTLA-4或PD-L1的抗体与TGFβ受体II外域（TGFβRIIecd）融合。它可以在肿瘤微环境中隔离TGF-β，耗尽调节性T细胞，并促进CTL共刺激。此外，通过转导优势负性TGFβ受体-II（dnTGFβRII），开发了对TGFβ有抵抗力的肿瘤特异性T细胞，并已在动物模型和临床研究中显示出治疗益处。另一种新策略是利用肿瘤微环境中高浓度的免疫抑制信号分子，通过引入嵌合开关受体（CSR），如PD-1:CD28、TIGIT:CD28、CTLA-4:CD28、TGF-βRII:4-1BB、Fas:4-1BB。CSR由PD-1、CTLA-4或TGF-βRII的细胞外域和CD28或4-1BB的细胞内域组成。T细胞与CSR一起被转导，与CAR或TC共表达，以产生工程化CTL。这些工程化CTL仍然与肿瘤细胞上的免疫抑制分子相互作用，但通过细胞内域传递共刺激信号而不是抑制信号。最近，这一策略已经进行了临床测试。这些工程化细胞被发现能有效克服免疫抑制肿瘤微环境，例如分泌更多的IFN-γ，积聚在肿瘤中，并展现出优越的抗肿瘤功能。细胞外基质为各种抗癌疗法创造了物理屏障。然而，巨噬细胞在调节ECM和展示肿瘤归巢行为方面发挥着关键作用。CAR工程巨噬细胞被证明能主动迁移到肿瘤部位，可以作为药物递送系统在抗原特异性环境中局部递送细胞因子和/或细胞毒性物质，显著改变免疫抑制肿瘤微环境，并通过吞噬作用消除肿瘤细胞。张等人使用CAR修饰的巨噬细胞解决了ECM引起的免疫细胞渗透不足的问题。体外研究表明，CAR-147巨噬细胞能够重塑肿瘤的ECM，诱导CD3+ T细胞渗透，并提高肿瘤微环境中IL-12和IFN-γ的水平，最终展现出抗肿瘤效果。 4.3.临床研究进展 从临床进展的角度来看，自2017年FDA批准首个CAR-T细胞疗法产品以来，全球已有10个CAR-T产品获得批准（补充表1）。自2013年以来，CAR-T、CAR-NK和TCR-T疗法的临床研究迅速增加，到2022年CAR-T细胞疗法的数量达到258例，值得注意的是，2023年的数据来自1月至10月（图2A）。从国家角度看，高风险细胞疗法的临床研究主要分布在美国和中国，占全球研究的80%以上（图2B）。CAR-T疗法的主要临床治疗靶点是CD19、CD22、CD20和B细胞成熟抗原（BCMA）。在血液肿瘤中，增长最快的适应症是淋巴瘤和骨髓瘤。目前，TCR-T有一种治疗产品在市场上，用于转移性葡萄膜黑色素瘤。总的来说，TCR-T在实体瘤中的进展速度比血液肿瘤快（图2C）。TCR-T的靶抗原主要集中在MART-1、HPV16-E6、NYESO、HPV16-E7等。在病症方面，TCR-T的临床研究主要用于实体瘤的治疗。这些实体瘤大多与病毒感染有关，如与人类乳头瘤病毒（HPV）感染相关的宫颈癌。此外，TCR-T在头颈、肝脏和结肠癌症的临床研究正在迅速进展（图2C）。就CAR-NK病症而言，血液肿瘤仍然是进展最快的，其中淋巴瘤病症的进展速度更快（图2C）。 图2. CAR-T、TCR-T和CAR-NK疗法的临床试验。临床试验数据统计。(A) 2018年至2023年细胞疗法临床研究的数量，分为CAR-T、TCR-T和CAR-NK几组。(B) 按国家分组的细胞疗法临床研究数量，同样分为CAR-T、TCR-T和CAR-NK几组，Y轴在50到450之间中断。(C) 针对不同适应症的细胞疗法药物的临床进展，细胞疗法药物的分组与(A)相同，适应症分为液体和固体肿瘤两组。原始数据下载自https://classic.clinicaltrials.gov/，更新至2023年10月30日。CAR-T：嵌合抗原受体T细胞；CAR-NK：嵌合抗原受体自然杀伤细胞；CNS：中枢神经系统；HPV：人乳头瘤病毒；TCR-T：T细胞受体T细胞。 CAR-NK的临床治疗靶点主要是血液肿瘤的CD19、CD22和BCMA，以及实体瘤的PSMA、HER2、ROBO1和MUC1。总的来说，TCR-T和CAR-NK仍处于早期临床开发阶段。到目前为止，CAR-M的临床研究仍处于起步阶段，只有一个I期临床试验（NCT04660929）。图2的数据可从补充表2获得。 5.结论与展望 免疫细胞治疗在肿瘤治疗中变得越来越重要。与替代免疫治疗方法（如免疫检查点抑制剂和细胞因子）相比，免疫细胞治疗表现出了优越的疗效、特异性，并倾向于引起可接受的副作用。当作为某些癌症的独立治疗时，特别是采用性T细胞转移疗法，在血液系统恶性肿瘤如白血病和淋巴瘤中显示出了显著的成功。然而，由于免疫抑制肿瘤微环境、肿瘤异质性、靶标抗原表达低等因素，一些实体瘤对单独的免疫细胞治疗更具挑战性。在许多情况下，转向另一种免疫细胞治疗或将免疫细胞治疗与其他治疗策略（如化疗、放疗、其他免疫治疗或靶向治疗）结合起来被认为是有益的，可以通过不同的机制增强整体治疗效果。目前，全球已有10个CAR-T产品获批，而DC疫苗和TCR-T各有一个获批产品。在低风险免疫细胞治疗方面，TIL和DC疫苗在治疗实体瘤方面显示出了希望。此外，CIK治疗与其他免疫策略结合使用时显示出协同的抗肿瘤效果。这些方法通常由具有不同功能特征的异质细胞组成，在治疗相对高异质性的恶性肿瘤方面具有优势。另一方面，高风险免疫治疗如CAR-T和TCR-T通常是定向的和高度特异性的，使它们特别适合相对快速增殖的恶性肿瘤。在血液肿瘤中，CAR-T和TCR-T已经得到了临床验证，它们在治疗实体瘤方面的应用正在稳步进展。而基于其生物学特性，CAR-NK和CAR-M在治疗实体瘤方面具有固有优势。TCR-T专注于特定的肿瘤相关抗原和新抗原，使它们在外来抗原如病毒相关恶性肿瘤方面受益。研究人员目前正在努力突破包括CAR-T在内的细胞治疗技术的瓶颈。新的细胞来源和降低GvHD风险和其他风险的方法为“现成的”或同种异体细胞治疗创造了机会，这些治疗可以事先准备并在需要时轻松地给多个患者使用，实现更快的诊断和癌症治疗。此外，针对CAR的新颖设计最小化了对健康组织的损害，并与传统治疗相比减少了副作用。某些设计甚至为治疗实体瘤提供了可能性。此外，修改肿瘤环境和诱导记忆T细胞的策略使得实现长期效果成为可能。同时，由于这些疗法新颖、复杂和技术性，它们可能对公共卫生和个体患者构成以前未探索的风险。TIL细胞治疗、DC/CIK细胞治疗和DC疫苗被认为是低到中等风险。风险因素包括生产中使用的生物活性物质，如抗体、细胞因子、血清、生长因子和抗生素，以及在保存、冷冻、解冻和冷链运输过程中的产品稳定性和活性风险。此外，产品本身可能存在固有风险，如不完全去除肿瘤细胞或其他不需要的细胞，以及与归巢、植入、迁移和增殖相关的潜在并发症或降低的产品活性。然而，高风险免疫疗法需要更多的操作，使用基因修饰细胞、自体干细胞或同种异体或异种细胞，这需要额外的评估。在临床上，这些疗法有时可能引发细胞因子风暴和细胞因子释放综合征（CRS），这两种都是危及生命的全身性炎症综合征。因此，这些产品的风险管理考虑相应更具挑战性。必须仔细评估产品与患者相互作用产生的即时和延迟影响的潜在风险。这些风险包括不需要的免疫原性及其相关效应，包括CRS、GVHD、移植物排斥、过敏反应、超敏反应和免疫缺陷。此外，评估与患者细胞的预期和非预期遗传修饰相关的潜在风险也很重要，包括细胞功能、细胞凋亡、生长或分化的变化、插入性突变或遗传毒性以及恶性转化的可能性。然而，准确评估免疫细胞治疗的风险仍然具有挑战性。一些真正的风险超出了预期或在临床前研究中没有被揭示。重要的是要理解风险在临床研究中无处不在，它被定义为在特定时间框架内发生不利结果的可能性。评估可接受的免疫细胞治疗风险水平涉及权衡各种因素，而不仅仅是绝对风险，而是可能随之而来的潜在治疗益处。与患有较轻微肿瘤或癌症适应症且存在适当治疗方法的患者相比，患有危及生命的晚期或严重恶性肿瘤的患者可接受的风险水平要高得多。总的来说，免疫细胞治疗的技术障碍相对较高，创新动力强，技术发展多。近年来进展呈爆炸性增长。尽管CAR-T、TCR-T和DC疫苗已获批准，但其他免疫细胞治疗仍处于早期临床和临床前研究阶段。低风险疗法如TIL面临由于无法完全消除Tregs而有限的效力。CIK细胞治疗在获取和扩增方面遇到困难。DC肿瘤疫苗受到缺乏理想的肿瘤特异性抗原、TAA免疫原性弱、难以高效诱导免疫原性DC以及体外DC致敏方法的静脉回输无法有效激活DC分化和成熟的影响。高风险细胞治疗在克服肿瘤异质性的障碍方面仍有很长的路要走。CAR-T细胞仍面临效应T细胞耗竭、细胞因子风暴和免疫抑制微环境等挑战。TCR-T细胞治疗的挑战包括如何减少TCR不匹配和针对新抗原的最小选择。CAR-NK疗法正在经历遗传操作和细胞增殖困难。尽管CAR-M可能成为有希望的抗癌疗法，但它们尚未完全实现。临床研究需要确认肿瘤相关巨噬细胞在决定TME是否可以将肿瘤靶向CAR-M转化为肿瘤支持表型方面的高适应性。然而，免疫细胞治疗在抗癌疗法的未来开发中仍具有至高无上的潜力。人们普遍认为，快速的技术创新将使这些疗法成为高效的癌症治疗手段，显著改善治疗效果，推进人类医疗保健。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。

摘要：改进的疫苗接种需要更好地传递抗原并激活自然免疫反应。在这里，我们报告了一种脂质纳米颗粒系统，该系统具有携带包括mRNA和蛋白质在内的抗原的能力，通过表面装饰有刺突蛋白形成病毒样结构，展示了对SARS-CoV-2变体的应用。该策略使用Omicron BA.1上的S1蛋白在表面传递XBB.1的S1蛋白mRNA。病毒样颗粒通过表面S1蛋白与ACE2或DC-SIGN受体的相互作用，能够在人类呼吸道上皮细胞和巨噬细胞中特异性增强mRNA的表达。通过相同的受体结合，展示了巨噬细胞和树突状细胞的激活。与单独的mRNA和蛋白质疫苗相比，蛋白质和mRNA的结合在BALB/c小鼠中增加了抗体反应。我们对这种强大免疫机制的探索表明，它可能涉及交叉呈递给从激活的先天免疫信号到适应性免疫信号的不同亚群的树突状细胞。 1.引言 自2019年底由严重急性呼吸综合征冠状病毒2（SARS-CoV-2）引起的2019冠状病毒病（COVID-19）大流行开始以来，已经开发并上市了多种针对该疾病的疫苗。然而，这些疫苗的应用并未完全限制大流行的传播，流行病学调查中发现的抗体水平显示出有限的持续时间和对病毒变种的低效性。这些发现表明，SARS-CoV-2与宿主免疫系统之间的相互作用在很大程度上尚不清楚，需要开发新型疫苗。幸运的是，基于脂质纳米递送系统的成功开发，mRNA疫苗取得了突破性进展，提供了新的技术可能性。通过人工脂质膜与细胞质膜的融合，将编码抗原的mRNA通过脂质纳米颗粒（LNP）传递到细胞内，可在细胞内有效表达病毒刺突蛋白（S蛋白）抗原，并诱导随后的S抗原呈递，通过树突状细胞（DCs）和巨噬细胞激活先天/适应性免疫。 根据病毒免疫学研究，在细胞内病毒复制过程中产生的结构和/或非结构抗原可以被先天免疫系统的细胞模式识别受体在宿主免疫反应的抗原信号刺激的首次事件中识别。这意味着mRNA具有通过这种自然免疫途径引发免疫反应的优势；其策略在某种程度上类似于膜状病毒SARS-CoV-2的感染机制，尽管活病毒通常利用病毒膜中的S蛋白与细胞膜中的ACE2受体特异性结合以实现病毒基因组的内化。 因此，当脂质递送颗粒在其表面装载S蛋白时，这些脂质颗粒可能具有类似病毒的结构（VLS），通过受体靶向细胞。特别是，SARS-CoV-2的S蛋白被发现与DC和巨噬细胞表面表达的ACE2或DC-SIGN受体相互作用。这些发现导致合乎逻辑的推断，如果能够构建所提出的VLS系统，它将不仅与注射局部组织的肌肉细胞或上皮细胞相互作用，还与携带ACE2受体或DC-SIGN的先天免疫细胞（例如DCs和巨噬细胞）。先前报道了一种可吸入的纳米疫苗，其具有仿生冠状病毒结构，模拟病毒遗传物质由脂质体包裹，表面装载有S蛋白的受体结合域（RBDs）作为“刺突”以模拟病毒结构，表明VLS的可能性。因此，本研究的目的是设计一种VLS颗粒来包裹mRNA分子并装载蛋白质，并研究其免疫学特性，特别是其通过表面S1蛋白特异性结合到DCs和巨噬细胞上的DC-SIGN来在小鼠模型中引发免疫反应的能力。所获得的数据表明，通过VLS结构将mRNA特异性地传递到DCs的这种策略与常规mRNA疫苗相比具有非常重要的意义。 2.结果 2.1.VLS的特性描述 SARS-CoV-2 mRNA疫苗的早期开发中一个重要的技术基础是通过静电吸引和氢键将mRNA分子与阳离子脂质结合，这导致了mRNA分子被LNPs包裹。在我们的VLS设计中，需要一个脂质载体来包裹mRNA，并装载表面蛋白，这可能需要更大的阳离子脂质电荷容量以在离子环境中进行电荷复合。为了使脂质颗粒同时携带mRNA和蛋白的能力更强，我们的设计包括了两种阳离子脂质分子，((2-(2-羟乙氧基)乙基)氮杂二基)双(己烷-6,1-二基)双(2-己基癸酸酯)和1,2-二油酰-3-三甲基铵丙烷；一种中心磷脂，1,2-二油酰-磷脂酰胆碱；以及一种聚聚乙二醇(PEG)分子，甲氧基聚(乙二醇)-N-十四烷基十四酰胺-1-2k。通过微流控工艺生产了这种脂质组成和编码SARS-CoV-2 XBB.1株S1蛋白的mRNA的LNP（补充图1a）。这些特征粒子的结构参数（扩展数据表1）和与脂质定量相关的识别mRNA分子（补充图1a）表明了mRNA疫苗的典型特征。此外，这种LNP能够以剂量依赖性的方式将其包裹的mRNA传递到293细胞中（图1a,b）。此外，表达并纯化的S1重组蛋白（补充图1a）被装载在包裹mRNA的脂质颗粒上，以构建具有与mRNA疫苗相似结构特征的VLSs（扩展数据表1）。我们的电子显微镜观察表明装载过程是不可逆的（补充图1b），并且这种VLS的形态特征显示，与单独包裹mRNA的LNP相比，粒子表面有一些凸起，存在差异（图1c）。添加S抗体可以通过抗体桥使颗粒聚集（图1c）。通过免疫沉淀法对VLSs进行结构分析，使用特定的S抗体表明，沉淀的VLS颗粒含有mRNA分子和S1蛋白（图1d）。这些数据支持在我们的设计模型中使用VLS颗粒。 图1 | VLS和LNP的特征。a，荧光显微镜显示LNP、包裹GFP mRNA的LNP和VLS中GFP表达显著。比例尺，250微米。b，通过西方印迹分析检测293T细胞转染LNPs或VLSs 48小时后的S1蛋白。左图：与LNPs相比，293T细胞转染EGFP或S1 mRNA后的S1蛋白表达；右图：转染不同剂量S1 mRNA的VLSs后，293T细胞中S1蛋白的表达。GAPDH作为蛋白装载对照。西方印迹上信号的强度（条带上方）通过ImageJ（版本1.8.0.112）进行密度分析定量。c，LNPs、包裹S1 mRNA的LNPs、VLS和用特定抗S1抗体处理的VLSs的电子显微镜图像。比例尺，200纳米。a-c中的实验均重复了两次。d，总样品、渗透和洗脱中的蛋白（S1或N）和mRNA含量。“IP-S1”表示样品在与特定抗S1抗体孵育过夜后进行了测试，“IP-N”表示样品与抗N抗体孵育。实验装载量相等，并通过西方印迹和SDS-PAGE银染（Input）鉴定。数据以三个独立实验的平均值±标准差表示。 2.2.VLSs使细胞转染并靶向ACE2/DC-SIGN分子 与mRNA疫苗的LNPs相比，当蛋白装载在表面时，VLSs提高了mRNA的传递能力。S1蛋白与ACE2或DC-SIGN分子的结合可能导致VLSs靶向局部组织中具有这两种受体的细胞。我们的研究表明，VLSs不仅能高效转染293细胞（图2a），而且还能增强16HBE细胞培养中的mRNA表达，这不仅显示了目标mRNA的拷贝数（图2b），而且还表达了蛋白质（图2a），并且在添加针对S或ACE2的抗体后呈现恢复（图2c,d）。THP-1细胞也是如此（图2a,b）。基于我们对大约16HBE细胞表达ACE2和THP-1细胞表达ACE2/DC-SIGN的识别数据（补充图2），两种细胞系中mRNA表达的增强可能是由于ACE2或DC-SIGN与S1蛋白的相互作用介导的。此外，用针对DC-SIGN的特定抗体处理THP-1细胞也干扰了VLS mRNA的表达（图2c,d）。这表明VLSs能够通过S1与ACE2和DC-SIGN受体的相互作用，将mRNA传递到人类巨噬细胞中，这与报告的数据一致。此外，表达DC-SIGN的小鼠DCs（JASWIIs）被发现与S1蛋白相互作用（补充图3a）。这些细胞与VLS包裹的EGF或S1 mRNA的转染导致了明显比单独转染LNP包裹的mRNA更大的mRNA表达，因为针对S或DC-SIGN的特定抗体的阻断消除了这种效应（图2c,d和补充图3c）。使用表达DC-SIGN的小鼠RAW264.7巨噬细胞的相同实验也提供了类似的结果（图2c和补充图3b）。基于先前确认的数据，显示人类DCs和巨噬细胞由于表达ACE2/DC-SIGN而被SARS-CoV-2感染，我们的结果表明，VLS与ACE2或DC-SIGN受体的相互作用可能参与了先天免疫的激活。 图2 | VLS通过S1蛋白靶向ACE2/DC-SIGN分子增强细胞转染，实现mRNA传递。a，不同细胞中S1蛋白的表达通过西方印迹进行检测。c，使用不同细胞的受体或S1（N）蛋白的抗体阻断后，通过西方印迹检测VLSs中S1蛋白的表达。LNPs和包裹S1 mRNA的VLSs与293T细胞、16HBE细胞、THP-1细胞、DCs和RAW264.7细胞共孵育。a和c中的实验均重复了两次。b，通过qRT-PCR评估转染到不同细胞的mRNA拷贝数。d，使用细胞受体的抗体阻断或S1（N）蛋白的抗体阻断后，通过qRT-PCR评估转染到细胞的mRNA拷贝数。b、d中，n=3个独立样本，均值±标准差。黄色框架中的蓝色文本显示了不同抗体处理的样本或细胞。显著性差异是通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定的。 2.3.VLSs与DCs和巨噬细胞的相互作用 先前的数据表明，LNPs对mRNA疫苗在细胞中诱导的强烈转录反应是由于LNPs引起的外源性损伤，被认为是mRNA疫苗的不良反应。我们研究了是否可以通过S1蛋白与受体的结合来降低我们VLS的活性。在我们的研究中，用VLSs处理的16HBE细胞中具有免疫激活作用的一些分子的表达倾向于增加（图3a），在THP-1细胞中检测到免疫调节因子的表达增加和炎症介质如肿瘤坏死因子（TNF）的表达减少（图3b）。此外，在小鼠DCs的JAWSII菌株中，包括TNF和GATA-3在内的分子表达倾向于减少，而干扰素（IFN）家族成员的表达倾向于增加（图3c）。在RAW264.7小鼠巨噬细胞中观察到免疫调节因子和炎症因子的转录概况轻微且平衡的上调（图3d）。有趣的是，上皮细胞中干扰素家族成员的上调表达与DCs和巨噬细胞中的相似（图3a,c）。这些结果表明VLSs在先天免疫中具有某种免疫激活作用，这与mRNA/LNPs不同，并支持我们的假设，即S1蛋白对VLS表面的影响不仅可以导致mRNA传递，还可以激活DC中的DC-SIGN信号通路。 图3 | LNPs和VLSs转染细胞的免疫基因转录。a-d，16HBE（a）、THP-1（b）、JASWII DC（c）和RAW264.7（d）细胞在转染只包裹S1 mRNA的LNPs或同时包裹S1 mRNA和S1蛋白的VLSs后24小时的免疫反应相关主要基因的表达谱。蓝色代表只包裹S1 mRNA的LNPs，黑色代表VLSs。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.4.用VLSs对小鼠进行免疫接种引发免疫信号传导的差异 我们对VLSs与免疫系统之间的相互作用的研究表明，无论VLS中包裹的mRNA编码GFP还是S1蛋白，它都在局部组织中动态表达（补充图4），类似于mRNA疫苗的报告。有趣的是，VLS组小鼠局部组织中S1抗原与DCs或巨噬细胞的共定位率大于mRNA或单独蛋白组小鼠（图4a和补充图5a,b）。在初次免疫后3-7天，VLS组小鼠脾脏中CD86+ DCs与CD83+ DCs的比率，这表明由Toll样受体（TLR）信号刺激的DCs的成熟度，大于mRNA或蛋白组小鼠（图4b）。 脾脏中特定CD4+与CD8+记忆T细胞的比率在增强型VLS组以及接受用VLS预处理的DCs组中也大于其他两组（图4c,d），这表明VLSs通过S1蛋白特异性结合到DC-SIGN受体与小鼠DCs的相互作用，随后mRNA的有效表达增强了DCs的活化效率，随后激活T细胞是显著的。进一步的抗体测量显示，在注射后第21天，接受用VLS预处理的DCs的小鼠的抗体滴度大于接受用mRNA或蛋白疫苗预处理的DCs的小鼠（图4e）。在免疫后24至48小时，对接种实验VLS疫苗的小鼠局部组织中各种重要免疫分子的转录水平进行后续分析，发现与单独用mRNA或蛋白免疫的小鼠相比，与DCs和巨噬细胞活化直接相关的一些功能分子的表达增加，如CXCL10和MHCI（图4f）。CXCL10的千倍增加表明，由VLSs激活的DCs可以被分类为cDCs21。进一步对接种免疫的小鼠脾脏中收集的淋巴细胞在免疫后不同时间点进行的京都基因与基因组百科全书（Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes）同源转录组分析显示，与mRNA和蛋白组相比，VLS组显示出特征性的动态轮廓（图4g）。所有转录轮廓的变化表明，接种VLSs和mRNA或蛋白的个体宿主免疫反应存在差异。 图4 | VLSs在小鼠中诱导了先天免疫反应。a，代表性共定位率显示，与肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的小鼠相比，在24小时和48小时后S1表达与DCs/巨噬细胞在肌肉中的情况。b，小鼠在免疫后3天和7天，脾脏中CD86+与CD83+ DCs的比率，这些小鼠接受了VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的免疫。c，d，在接受加强和DC处理的输血VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs后，特异性记忆T细胞（c）和活化T细胞（d）中带有CD8标记分子的比率。e，在不同处理组DCs输血后第21天的小鼠抗体滴度。f，小鼠肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs后24小时和48小时，与炎症和先天免疫反应相关的主要基因表达谱。g，在初次免疫后7天、14天和28天以及加强免疫后21天，与免疫调节的激活或分化、细胞过程、信号转导和炎症相关的主要基因表达谱的淋巴结。颜色条代表与LNP组数值相比的log2（倍数变化）。颜色越红，基因转录水平上调越明显。组织中炎症细胞因子的相对表达水平通过比较Ct（ΔΔCt）法归一化至空白对照组（LNP）的水平。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.5.VLSs在小鼠中引发更强的免疫反应 基于对我们的VLS疫苗和当前在人群中使用的mRNA疫苗（III期临床试验）（18岁以上）（补充图6）的分析差异，我们的免疫学数据表明，与mRNA或蛋白疫苗中mRNA和蛋白含量相等的VLSs在接种的BALB/c小鼠中引发强大的免疫反应，接种后对Omicron株S抗原的结合抗体水平远高于单独接种mRNA或蛋白的小鼠；高水平维持了八个月以上（图5a），并且小鼠对武汉、Beta和Delta株的S抗原表现出明显的反应性，水平略低（图5b）。使用假病毒和真病毒同步检测变异株的中和抗体也显示了类似的结果（图5c），其中对变异株的中和抗体达到了高于1:103的水平，这在先前对动物和人类的免疫保护研究中被确认为有效。对武汉、Omicron和XBB.1株的RBD的抗体水平在VLS组中大于其他两组（图5d）。与其他两组相比，接种VLS后，尤其是加强免疫后，VLS组小鼠在上呼吸道和血清中分泌的IgA水平增加（图5e）。此外，比较VLS组和mRNA组小鼠淋巴结中活化B细胞的比率表明，VLS组中活化B细胞的比率大于mRNA组（图5f）。重要的是，针对IFNγ和白介素-4（IL-4）的ELISpot检测显示，在免疫后第90天，VLS组的T细胞反应比mRNA和蛋白组更强烈（图5g）。由于观察到IL-4反应的明显加强，同时对这些小鼠的血清中的多种细胞因子进行了检测，结果表明VLS组的大多数细胞因子水平低于mRNA或蛋白组（图5h）。所有数据表明，VLSs引发的免疫反应应与基于VLSs对先天免疫的已知激活效应的mRNAs或蛋白质引发的免疫反应不同。 图5 | VLSs在小鼠中诱导了适应性免疫反应。a,b, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron（a）和野生型（WT）、Beta和Delta（b）株的SARS-CoV-2特异性抗体滴度。样本在初次注射后的第35、49、120、180和240天获取。c, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron真实病毒株BA.5和假病毒的中和抗体（NAb）滴度。d, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron株、XBB.1株和WT株RBD的IgG抗体滴度。e, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron株刺突蛋白的IgA抗体滴度，在免疫后的第21和49天在小鼠BALF（支气管肺泡灌洗液）和血清中。f, 观察到的经VLS和mRNA疫苗处理的小鼠淋巴结中的活化B细胞。g, 在初次免疫后第49天，经肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的小鼠的IFNγ和IL-4的ELISpot反应。橙色框架代表包裹5、10、20和40μg S1 mRNA的LNPs，从浅到深；蓝色边框代表5、10、20和30μg S1肽；蓝色边框中的橙色框架从浅到深代表不同剂量的RNA和肽的不同组合的LNPs。SFC，形成斑点的细胞。h, 加强免疫后第28天，用VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs免疫的小鼠血清中的细胞因子。所有测定值都通过减去空白小鼠血清中检测到的值来计算。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.6.VLSs在ACE+/+小鼠中引发的有效免疫保护 在我们的病毒挑战测试中，涉及ACE+/+小鼠和仓鼠（补充图7），结果表明VLSs完全保护了挑战的小鼠免受Omicron BA.5株、XBB.1和武汉株的侵害，因为没有观察到症状（扩展数据表2）。在感染期间，在小鼠的各个器官中检测到很少或没有病毒复制（图6a,b和补充图8-10），并且没有检测到组织病理学变化（扩展数据表3）。值得注意的是，在与VLS阴性小鼠相比，用XBB.1挑战的VLS免疫小鼠的主要器官中没有检测到活病毒（图6c）。此外，对BA.5挑战的小鼠的淋巴细胞在第3天进行了转录组分析。结果表明，与功能反应相关的差异表达基因与免疫系统在VLS组明显不同于其他两组（图6d）。B细胞、CD4+细胞和CD8+细胞的分类表明，更多的DEGs百分比集中在CD4+细胞和B细胞群体中（图6d）。这些基因主要是与淋巴细胞增殖相关的转录调节分子。结合ACE+/+小鼠VLS组中出色的免疫保护效果，这种独特的转录组轮廓表明，通过VLSs与DCs的稳健结合，通过系统激活DCs在VLS刺激下基于不同信号的整合效应引发的免疫学结果。 图6 | VLSs对C57-hACE+/+小鼠中Omicron BA.5和XBB.1株挑战的影响。a, 在Omicron BA.5株感染后，通过RT-qPCR测定了肌肉注射VLS、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的hACE+/+小鼠在肺、大脑和脊髓中的病毒载量。b,c, 在Omicron XBB.1株感染后，通过RT-qPCR测定了肌肉注射VLS和LNPs的hACE+/+小鼠在大脑、肺、淋巴、气管和脊髓中的病毒载量（b），并通过病毒斑点形成测定了病毒滴度（c）。基线是根据未感染的阴性小鼠中检测到的值定义的。FFU，聚焦形成单位；dpi，感染后天数。d, 在Omicron BA.5株感染后3天，从小鼠肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的淋巴结组织中分离的CD8+ T、CD4+ T和B细胞的激活或分化相关的显著差异表达基因。颜色条代表与LNP组相比的log2（倍数变化）。颜色越红，表示基因转录水平上调越明显。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 3.讨论 在过去几年的COVID-19大流行期间，mRNA疫苗为我们提供了新的疫苗研究技术和疫苗设计和开发的新思路。这种技术方法诱导了对传染因子的生物学模仿，并为下一代COVID-19疫苗的开发提供了新的可能性。基于这一进展，我们的工作建立了一个改进的脂质系统，扩大了抗原携带能力，包括mRNA和蛋白。这个系统依赖于由两种阳离子脂质、一种中心磷脂和一种聚-PEG分子组装成的专门脂质颗粒的结构，该结构由mRNA和病毒蛋白组成。这种脂质系统能够有效地包裹编码S1抗原的mRNA，并在其表面携带S1蛋白。此外，我们的结果揭示了表面S1蛋白能够与ACE2/DC-SIGN受体结合，促进mRNA进入细胞并增加抗原表达，除了通过LNP融合到细胞膜的表达之外。因此，我们进一步表明，VLS表面S1蛋白在引导mRNA/LNPs靶向DCs和巨噬细胞方面发挥重要作用，这导致免疫系统对抗原的摄取显著增加。对这些细胞的转录概况的进一步分析表明，VLS能够以平衡的方式激发多种免疫调节因子和炎症介质的表达的一般趋势与mRNA/LNPs不同，这表明了VLS作为疫苗免疫原的重要性。这种设计通过体内免疫学分析进一步得到验证；我们观察到在接种VLS的个体的局部组织中，S1抗原与DCs或巨噬细胞的共定位程度更高，以及在接种VLS的个体的淋巴器官中活化DCs群体的百分比更高，与接种mRNA/LNPs的个体相比。进一步使用体外用VLS预处理的DCs的BALB/c小鼠进行的调查揭示了VLS组中活化T细胞的比例比mRNA疫苗组更高。重要的是，接种VLS的小鼠表现出比接种mRNA/LNPs的小鼠更强烈的抗体反应和更强的细胞毒性T淋巴细胞反应。有趣的是，检测到了从上呼吸道和血清中分泌的特异性IgA。基于进一步的保护性动物测试，我们发现这种增强的免疫力为对抗Omicron BA.5、XBB.1或武汉株提供了更有效的保护。进一步的调查揭示了在VLS组的ACE+/+小鼠在挑战时CD4+细胞群体中大多数基因的系统上调和B细胞和CD8+细胞群体中50%以上基因的上调的差异。这些发现表明，接种VLS的小鼠具有特征性的系统性免疫反应，可能因为来自先天免疫系统的多种信号的综合效应。这些数据支持我们的推测，即VLSs能够与各种细胞相互作用，这不仅导致mRNA的内源性抗原蛋白表达和细胞内TLRs26识别的mRNA分子，而且还有DCs的不同亚群的质膜中的其他TLRs27识别外源性S1蛋白，类似于与DC-SIGN或ACE2的结合。此外，通过脂质融合转染VLSs的上皮细胞的抗原趋化效应使DCs激活以摄取抗原并产生一定的抗原信号。在VLS免疫期间引发的这些事件可能导致不同亚群的DCs和巨噬细胞对T细胞和B细胞的抗原交叉呈递，并可能导致对VLS免疫的强烈免疫反应（扩展数据图1）。因此，我们假设基于在DCs和巨噬细胞中特异性诱导mRNA表达的策略可能有助于开发病毒样疫苗候选物，使其能够引发综合免疫反应，以提供比当前COVID-19 mRNA疫苗更有效的针对病毒变种的保护。 然而，这项研究缺乏足够的数据来解释VLSs的物理化学结构以及它们与细胞（特别是DCs或巨噬细胞）的相互作用机制、在这些细胞中引发的信号以及VLS免疫个体的系统免疫学过程，这值得进一步深入研究。 4.方法 4.1.伦理声明 四周至五周龄的K18-hACE2 C57BL/6小鼠（人类ACE2基因敲入C57BL/6小鼠）由Cyagen Biosciences提供（动物许可证号码SCXK (Su) 2022-0016）。BALB/c小鼠和七至八周龄的金黄仓鼠从Vital River购买（动物许可证号码SCXK (Jing) 2021-0006和SCXK (Jing) 2021-0011）。所有动物都在特定病原体自由的隔离设施中饲养（实验室许可证号码SYXK (Lu) 2020-0019）。实验动物的照顾和使用遵循“3R”原则和动物福利指南。动物实验过程及与动物相关的护理和福利已经山东威高利彤生物制品有限公司的动物实验伦理委员会审查和批准（批准号码LACUC-RD3-2022-006）。 4.2.细胞系 HEK-293T和16HBE细胞在含有10%胎牛血清（FBS；HyClone，GE Healthcare）、100 U/ml青霉素和100 mg/ml链霉素的Dulbecco改良Eagle培养基（DMEM，Thermo Fisher Scientific）中培养。JASWII树突状细胞在含有20% FBS和5 ng/ml小鼠粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（HY-P7361，MCE）的MEM Alpha（Thermo Fisher Scientific）中培养。RAW264.7细胞在含有10% FBS的最小Eagle培养基（MEM；Thermo Fisher Scientific）中培养。THP-1细胞在含有10% FBS和0.05 mM β-巯基乙醇（M917637，Macklin）的RPMI 1640（Thermo Fisher Scientific）中培养。所有细胞均从ATCC购买，并在37℃、5% CO2条件下维持。 4.3.病毒 新型冠状病Omicron BA.5株（H株）于2022年12月从COVID-19患者中分离出来。完整的基因组序列已上传至NCBI GenBank（OQ179919.1）。新型冠状病KMS-2株（武汉）于2020年2月从云南省传染病医院的COVID-19患者中分离出来。 4.4.动物实验设计 C57BL/6-ACE2（BALB/c或金黄仓鼠）小鼠被随机分为五组（补充图7）。 扩展数据图7| 推测的VLS疫苗与宿主免疫系统相互作用并引发小鼠免疫反应的机制。➀ 注射的VLS疫苗被上皮细胞内吞。从内体逃逸并进入细胞质后，mRNA在核糖体中被翻译成蛋白质。翻译后的抗原蛋白可分泌到细胞外空间。DCs和巨噬细胞可被VLS引起的局部炎症所吸引。分泌的抗原和VLS疫苗表面的抗原均可被招募的DCs和巨噬细胞摄取，随后激活并呈递给Tfh/Th1和B细胞。➁ 注射的VLS疫苗通过S1蛋白特异性结合DC-SIGN或ACE2受体介导，被DCs和巨噬细胞内吞。传递的mRNA被翻译成内源性抗原，可激活DCs和巨噬细胞。这些激活的免疫细胞能够将抗原呈递给Tfh/Th1和B细胞，以激活特异性免疫反应和B细胞的特异性增殖，产生抗体反应，同时引发特异性CTL反应。➂ VLS疫苗表面的S1蛋白抗原作为外源性抗原，被DCs和巨噬细胞识别和内吞，随后激活并呈递给Tfh/Th1和B细胞。这些途径的所有抗原信号都能激活并增强特异性免疫反应。 在A组（免疫实验组，n=35），C57BL/6-hACE2小鼠被分为四组：对照组、VLS组、mRNA组和肽组。VLS包含20μg mRNA和10μg蛋白；mRNA组小鼠接种20μg mRNA，肽组小鼠接种10μg蛋白。所有小鼠在初次免疫后的第21天进行加强免疫。在初次免疫后的24、48和72小时，从免疫部位获取组织，进行qRT-PCR测量细胞因子表达的免疫荧光检测。此外，在初次免疫后的3、7和14天以及加强免疫后的28天，从淋巴结中分离出B细胞、CD4+ T细胞和CD8+ T细胞，进行转录组测序。 在B组（免疫实验组，n=36），C57BL/6-hACE2小鼠被分为三组：对照组、VLS组和mRNA组。用于探索mRNA分子与传递系统的组织部位的mRNA。在肌肉注射后的第1、3、5和7天收集心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺、大脑和淋巴结，进行组织免疫荧光检测。 在C组（免疫实验组，n=72），BALB/c小鼠被分为12组：N1-N12。N1-N4为mRNA疫苗组，N5-N8为VLS疫苗组，N9-N12为肽疫苗组。N1-N4分别包含5、10、20和40μg mRNA。N5-N8包含5μg mRNA和5μg肽、10μg mRNA和5μg肽、10μg mRNA和10μg肽、20μg mRNA和10μg肽。N9-N12分别包含5μg、10μg、20μg和30μg肽。所有小鼠在初次免疫后的第21天进行加强免疫。在免疫后的第35、49、120、180和240天，从尾静脉采集血液样本进行抗体检测。加强免疫后的第28天，收集血液进行中和抗体和结合抗体测试，脾脏进行淋巴细胞分离和ELISpot检测。同时，比较SARS-CoV-2疫苗的免疫滴度。 在D组（免疫保护实验组；C57BL/6-hACE2，n=75；金黄仓鼠，n=40），加强免疫后的第28天，对照组、VLS组、mRNA组和肽组小鼠分别通过鼻内途径用SARS-CoV-2 Omicron BA.5（10^4.5 50%细胞培养感染剂量（CCID50））、SARS-CoV-2野生型（10^4 CCID50）或SARS-CoV-2 Omicron XBB.1（10^4.5 CCID50）进行挑战。在病毒感染后的第3、5和7天收集心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺、气管、大脑、脊髓、淋巴结和性器官，进行病毒载量定量。同时，在挑战后第3天，从C57BL/6-hACE2小鼠的淋巴结中分离出B细胞、CD4+ T细胞和CD8+ T细胞，进行转录组测序。 在E组（输血实验，n=27），DCs用LNPs-肽、LNPs-mRNA和VLSs处理12小时。体外处理的DCs（每只小鼠3×10^5个细胞）通过尾静脉输注到小鼠体内。在移植后的第3和5天获取脾脏和腹股沟淋巴结，进行流式细胞术和qRT-PCR。输血后21天测量抗体滴度。上述动物挑战实验由武汉生物制品研究所委托进行。 4.5.LNP传递系统的合成和配方 根据((2-(2-羟乙氧基)乙基)氮杂二基)双(己烷-6,1-二基)双(2-己基癸酸酯)、1,2-二油酰-3-三甲基铵丙烷、1,2-二油酰-磷脂酰胆碱和甲氧基聚(乙二醇)-N-十四烷基十四酰胺-1-2k的分子量，分别在绝对乙醇（优级试剂）中溶解至20%、10%、20%和10%的分子浓度。所有四个组分以30.68:6.84:15.2:1的摩尔比在乙醇中混合，以准备LNP传递系统。mRNA根据请求比例在20 mM醋酸钠、2.5 mM KCl和0.1%海藻糖的缓冲液中稀释。通过NanoAssemblr Ignite+ LNPs（Precision Nanosystems）将空白LNPs与mRNA以1:3的重量比混合制备LNP-mRNA。脂质颗粒进一步通过Zetasizer Ultra光谱仪进行表征。 4.6.SARS-CoV-2 S1 mRNA的合成 通过PCR技术将SARS-CoV-2的S1序列扩增并插入到PVAX载体中。将黄热病病毒的5′-非翻译区（UTR）扩增并插入到Kozak序列之前，将人类线粒体核糖体的3′-UTR扩增并插入到S1序列之后，作为S1序列的5′-UTR和3′-UTR。构建的质粒用BamHI（目录号R0136V，NEB）在37℃下线性化3小时进行体外转录反应。通过体外转录反应（HiScribe T7 ARCA mRNA Kit，目录号E2060S，NEB）合成N1mψ修饰的S1 mRNA。反应混合物用DNase I处理，并使用氯化锂沉淀进行纯化。 4.7.VLS疫苗的制备 通过将LNP-mRNA和肽添加到缓冲液（0.1%海藻糖和3.5%葡萄糖）中，在室温下以30 r.p.m.混合30分钟，然后在4℃旋转混合10 r.p.m.过夜。VLS疫苗进一步通过Zetasizer Ultra光谱仪进行表征。 4.8.LNP转染的mRNA和VLS细胞 然后，将0.5、1、2、5和10μg的mRNA通过LNP传递系统转染到293T细胞中，并在转染后24小时进行西方印迹检测。同时，将mRNA和VLSs转染到16HBE、JASWII DCs、THP-1细胞和RAW264.7细胞中，在24小时后进行西方印迹分析和qRT-PCR测量。 4.9.共免疫沉淀 向LNP包裹的mRNA和VLS疫苗（VLS疫苗装载了BA.1 S1蛋白或N蛋白）中加入抗S1和抗N抗体。然后，加入50μl的磁性珠（BeaverBeads Protein A Matrix Antibody Purification Kit，目录号20102，苏州）并孵育30分钟，在室温下30 r.p.m.。接下来，在磁场中吸附含磁性珠的样品2-3分钟，室温下，上清液用于mRNA和蛋白含量测量。然后，用洗涤缓冲液洗涤珠，加入洗脱缓冲液进行洗脱，并通过qRT-PCR和ELISA测量mRNA和蛋白含量。 4.10.qRT-PCR 通过qRT-PCR测量VLS和mRNA疫苗中的mRNA含量。根据指南，引物的结合位点设计在SARS-CoV-2 S1基因区域，S1基因的一部分构建在pUC57质粒中。体外转录的mRNA用作标准样品。引物为F：TGGATCTGGAGGGAAAGCAGGCAACT和R：CCGATTGGCAGATCCACCAGAGGTTC，TaqMan探针（Sangon Biotech）的序列为5′-6FAM-ATGGCTACTTCAAGATCTATAGCAAGC-TAMRA-3′。通过绝对定量的qPCR确定组织中的病毒载量。根据世界卫生组织的指南，引物的结合位点设计在SARS-CoV-2 N基因区域，N基因构建在pUC57质粒上。引物为F：GAATGGCTGGCAATGGCGGTGATGCT和R：TTGTTGGCCTTTACCAGACATTTTGCT，TaqMan探针（Sangon Biotech）的序列为5′-6FAM-TTGCTGCTGCTTGACAGATT-TAMRA-3′。使用RNAiso Plus（T9108，Takara）从组织中提取病毒基因组RNA，使用一步PrimeScript RT-PCR试剂盒（Perfect Real Time）（TaKaRa，代码RR064A）进行反应。 组织和细胞中细胞因子的相对表达，使用RNAiso Plus（T9108，Takara）提取总RNA。基因表达以与LNP注射的小鼠或未感染病毒的细胞中的水平的倍数变化（2−∆∆Ct）表示，这些水平用于校准。使用一步SYBR PrimeScript PLUS RT-PCR试剂盒（TakaRa，代码RR096A）进行反应。使用的具体引物列在扩展数据表4和5中。 4.11.免疫荧光和共聚焦显微镜 收集肌肉组织并立即在液氮中冷冻。组织切片嵌入OCT（Tissue-Tek OCT Compound 4583，Sakura）中，并在冰晶切片机上切成5μm厚（CM1850，Leica）。组织切片固定和用5% BSA封闭。检测病毒抗原时，切片依次用小鼠抗SARS-CoV-2 S抗体（Sino Biological，目录号40150-V08B1）和Alexa Fluor 647偶联的山羊抗小鼠IgG二抗（Invitrogen）孵育。使用抗CD11c抗体（Abcam，目录号ab33483-N418）检测DCs，使用抗F4/80抗体（Zhengneng，目录号263101-31B1），Alexa Fluor 488偶联的山羊抗兔IgG二抗和647偶联的山羊抗小鼠IgG二抗（Invitrogen）检测巨噬细胞。所有细胞核均使用4,6-二氨二苯吲哚检测，并使用共聚焦显微镜（TCS SP2，Leica）分析。 4.12.病毒滴定 病毒滴度通过斑点测定法确定，按照标准协议进行，如前所述。简而言之，病毒经过梯度稀释并加入六孔板。羧甲基纤维素用作液体覆盖的基质，结晶紫用作染色以增强斑点可视化，细胞在37℃、5% CO2条件下培养7天。 4.13.中和试验 简而言之，血清在56℃下灭活30分钟，连续稀释1:4，并与病毒以100倍CCID50/100μl的滴度混合，在37℃下孵育2小时。混合物加入六孔板，并使用羧甲基纤维素作为基质，结晶紫用作染色以在37℃、5% CO2条件下培养后增强斑点可视化。同时，测量假病毒的血清中和滴度，50%抑制稀释（EC50）定义为血清稀释度，与病毒对照孔（病毒+细胞）相比，相对光单位减少了50%，减去只有细胞的对照组的背景相对光单位。简而言之，假病毒（Acro，目录号PSSO-HLC016）与测试样品的连续稀释1:64在37℃下孵育1小时，与病毒对照和细胞对照孔一起。然后，将293T-ACE2细胞加入每个孔中。在37℃、5% CO2环境中孵育48小时后，测量发光。 4.14.IFNγ特异性和IL-4特异性ELISpot检测 对于ELISpot检测，根据制造商的协议使用小鼠IFNγ和IL-4 ELISpot试剂盒（Mabtech）。简而言之，用脾淋巴细胞接种板，然后加入3μg的刺激物（XBB Spike RBD蛋白，目录号40592-V08H144，Sino Biological；B.1.1.529 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522e，Acro；BA.4/BA.5 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522R，Acro；BA.2.12.1 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522q，Acro；BQ.1.1 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C5240，Acro；BA.2.75.2 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522z，Acro），然后将细胞加入并37℃孵育30小时。接下来，去除细胞和培养基，显色发展。使用ELISpot阅读器（Mabtech）计数有色斑点。 4.15.从小鼠淋巴结中分离B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞 在无菌条件下分离淋巴结并轻轻研磨，将淋巴细胞分离成悬浮液。使用MajoSort小鼠CD19纳米珠（目录号SPD-C522R，Acro 480002，BioLegend）富集B细胞，使用EasySep小鼠CD4+ T细胞分离试剂盒（目录号SPD-C522R，Acro 19852A，Stemcell）富集CD4+ T细胞，使用EasySep小鼠CD8a+选择试剂盒（目录号SPD-C522R，Acro 18953，Stemcell）富集CD8+ T细胞。 4.16.B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞的转录组分析 通过淋巴结分离B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞。使用TRIzol（目录号DP421，天根）提取总RNA。使用NanoDrop系统和Bioanalyzer评估RNA数量和完整性，并根据Illumina的说明准备样品并测序（Gene Denovo Biotechnology）。在京都基因与基因组百科全书分析中，选择表达变化2倍或更大的基因在P < 0.05，并按功能类别进行分组。所有转录组测序结果已上传至GSA；提交的指定访问号码为CRA010542。 4.17.酶联免疫吸附试验（ELISA） 使用SARS-CoV-2 Spike Protein ELISA Kit（Acro，目录号RAS-A039）定量S1抗原，并使用SARS-CoV-2 (2019-nCoV) Nucleoprotein ELISA Kit（Jiya Biotechnology）定量核蛋白。使用SARS-CoV-2 RBD (Wild-Type) Antibody (IgG) Detection Kits（Vazyme，目录号DD3201-01）、SARS-CoV-2 RBD (Omicron BA.4/5) Antibody (IgG) Detection Kits（Vazyme，目录号DD3214-01，中国）和Mouse Anti-2019-nCoV (S) IgA Elisa Kits（FineTest，目录号1906）进行S1-RBD IgG检测。使用Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.1.529) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T061）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T045）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.351) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T084）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.617.2) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T086）进行S1抗体检测。光密度值至少比阴性对照高2.1倍的血清样本被视为阳性。终点滴度定义为产生阳性光密度值的最高血清稀释度。几何平均滴度计算为每组阳性血清样本的终点滴度的几何平均值。 4.18.西方印迹法 蛋白质通过12% SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE）分离，并转移到聚偏二氟乙烯（PVDF）膜上。膜用5%牛血清白蛋白-三羟甲基氨基甲烷缓冲液与Tween-20（Sigma-Aldrich）封闭，并与抗SARS-CoV-2 S1抗体（MHC0102，云南乐鹏科技）、抗ACE2抗体（Abcam，目录号ab15348）和抗DC-SIGN抗体（Santa Cruz Biotechnology，目录号sc-74589）孵育2小时；洗涤三次，然后用辣根过氧化物酶（HRP）标记的山羊抗小鼠IgG（H+L）（Sigma）孵育1小时。最后，PVDF膜洗涤三次，用ECL超敏化学发光试剂（NCM Biotech，目录号P10100）覆盖，并在Bio-Rad凝胶成像仪上曝光和显色。 4.19.SDS-PAGE的银染 用试剂盒（Fast Silver Stain Kit，目录号P0017S，Beyotime）对制备的SDS-PAGE凝胶进行银染。SDS-PAGE凝胶的银染分为十个步骤：固定、用30%乙醇洗涤、水洗、增感、水洗、银染、水洗、显色、终止和水洗。 4.20.流式细胞术分析 在疫苗初次和加强免疫后的第3天和第7天收集淋巴结和脾脏，并分离淋巴细胞。用于检测DC激活表面标记的流标抗体为PE/Cy5-CD45（目录号MA5-38732，Thermo Fisher）、PE/Cy7-CD11c（目录号A15849，Thermo Fisher）、FITC-CD80（目录号A14722，Thermo Fisher）、APC-CD83（目录号ab234119，Abcam）和PE-CD86（目录号12-0862-82，Thermo Fisher）。用于检测特定T细胞表面标记的流标抗体为BV421-CD44（目录号103019，BioLegend）、APC-CD25（目录号102011，BioLegend）、PE/Cy5-CD3（目录号100205，BioLegend）、FITC-CD4（目录号100405，BioLegend）、APC/Cy7-CD8（目录号100713，BioLegend）和PE-Tetramer（Helixgen COVID-19 MHC-I Tetramer）。用于检测活化B细胞表面标记的流标抗体为FITC-CD19（目录号115505，BioLegend）、PerCp/Cy5.5-GL7（目录号144609，BioLegend）和PE-S1（Expedeon，目录号336-005）。细胞在4℃下染色30分钟，流式细胞分析（LSR Fortessa，BD）前洗涤两次。 4.21.Luminex分析 根据制造商的说明进行Bio-Plex Mouse 23-Plex Panel试剂盒（目录号M60009RDPD）检测。简而言之，通过将重组标准品连续稀释，生成了从1.6到10,000 pg/ml的标准曲线。通过向每个孔中移液200μl的检测缓冲液来阻断滤板。10分钟后，通过真空吸引弃去检测缓冲液，向指定的样品孔中加入25μl的检测稀释液，向标准品孔中加入RPMI 1640 with GlutaMAX（Gibco）。然后，向相应的孔中加入标准品或样品，以及25μl的抗体包被的荧光珠子。生物素标记的二抗和链亲和素-荧光素标记的抗体随后通过交替孵育和洗涤步骤加入到孔中。然后，向孔中加入100μl的鞘液，立即使用Bio-Plex阵列阅读器在高和低RP1目标上使用五参数逻辑回归曲线进行读取。 4.22.统计分析和可重复性 对于西方印迹和电子显微镜、免疫荧光检测至少重复两次；对于ELISA，定量分析至少重复三次。所有数据表示为均值±标准误差。组间显著性差异通过GraphPad Prism进行分析。统计显著性设为P < 0.05。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 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