肿瘤的精准治疗时代,分子分型已经成为临床决策的重要基石,但现实临床困境依旧突出:大量致癌驱动因子属于 “不可成药” 靶点,肿瘤固有或获得性耐药反复消解治疗效果,肿瘤内部与肿瘤之间的高度异质性不断挑战现有药物体系。CRISPR‑Cas 技术从细菌的适应性免疫系统而来,凭借模块化、可编程的核酸靶向能力,早已走出基础实验室,向着肿瘤临床诊断与治疗的方向大步迈进。
一、多元化 CRISPR 工具盒:不止是 DNA 双链切割
很多人对 CRISPR 的印象停留在 Cas9 切割 DNA,但如今 CRISPR 已经演化出一套庞大的分子工具箱,可实现 DNA 切割、RNA 靶向、单碱基改写、片段精准插入、转录调控、表观遗传重编程等多元功能,不同工具各有适用的肿瘤研究与临床场景。
经典的Cas9是应用最广泛的 DNA 内切酶,依靠单向导 RNA(sgRNA)识别靶序列,切割产生平末端 DNA 双链断裂(DSB)。断裂的 DNA 主要通过非同源末端连接(NHEJ)产生基因敲除;若提供外源供体模板,则借助同源定向修复(HDR)完成基因敲入。但双链断裂也带来风险,可能诱发染色体重排、遗传毒性,这也是临床转化中重点关注的安全隐患。
Cas12 家族(代表 Cas12a)同样靶向 DNA,产生交错型双链断裂,微同源末端连接(MMEJ)修复占比更高。Cas12 拥有极具临床价值的旁路(反式)切割活性:一旦识别靶标,就会无差别切割周围单链 DNA,这个特性不适合基因组编辑,却成为 CRISPR 诊断技术的核心原理。同时 Cas12a 可以自主加工多条 crRNA,实现一次性靶向多达 25 个基因组位点,多重编辑能力对存在多处基因组损伤的肿瘤格外重要。
不同于 Cas9、Cas12 靶向 DNA,Cas13 家族专门靶向 RNA,不会改变基因组 DNA 序列,作用效果瞬时可逆,不需要 PAM 序列,靶向范围更广。不同亚型特性分化明显:LbuCas13a 拥有强旁路切割活性,用于核酸诊断;PspCas13b 脱靶活性极低,适合等位基因特异性沉默突变转录本。RNA 靶向的特性,让它可以靶向非编码 RNA、致癌 RNA 转录本,弥补 DNA 编辑工具的局限;但缺点是效果依赖靶转录本丰度,需要持续递送才能维持治疗效果。
为了规避 DNA 双链断裂带来的基因组不稳定风险,科学家开发出大量衍生编辑工具。碱基编辑器将切口酶 nCas 与脱氨酶融合,直接完成单碱基转换,实现 C・G>T・A 或者 A・T>G・C,无需双链断裂,适合模拟或者纠正肿瘤致病性单核苷酸变异(SNV),但存在 “旁观者编辑” 问题,编辑窗口内其他碱基可能被意外修改。先导编辑器结合 nCas 与逆转录酶,依靠 pegRNA 指定靶点与编辑模板,可完成各类单碱基替换以及小片段插入缺失,大幅降低旁观者编辑;结合重组酶后甚至实现千碱基级别大片段整合。
除了改写序列,催化失活 dCas 蛋白可以作为分子支架,招募效应蛋白,实现基因调控。CRISPRa/CRISPRi分别激活或者抑制基因转录;新一代表观编辑系统 CRISPRon/CRISPRoff,可写入 DNA 甲基化修饰,建立可跨细胞分裂稳定遗传的表观沉默或者激活状态,不需要持续表达编辑元件,可用于癌基因的长效沉默,但需要警惕染色质修饰向邻近基因扩散带来的非预期效应。
整套 CRISPR 工具,覆盖 DNA、RNA 层面,兼顾瞬时调控与永久改写,适配肿瘤复杂多变的基因组特征,为从基础研究走向临床提供了坚实的技术底座。
二、CRISPR 功能基因组学:解码癌症依赖性,破解耐药难题
肿瘤药物研发最大的难点之一,就是找到真正可干预的肿瘤弱点。传统手段很难高通量解析癌细胞的基因必需性、耐药通路以及合成致死关系,而 CRISPR 混合文库筛选彻底改变了靶点发现模式。
CRISPR 敲除筛选将 sgRNA 文库导入表达 Cas 的肿瘤细胞,施加药物、免疫、代谢等选择压力,通过测序统计 sgRNA 丰度变化,判断基因缺失对细胞存活的影响。这类大规模研究构建出像 DepMap 癌症依赖性图谱这样的公共资源,系统解析数千种肿瘤模型中的基因依赖关系,证明基因 “必需性” 不是固定属性,会随着细胞谱系、基因型、微环境发生改变。
大量筛选工作聚焦治疗耐药机制解析:针对 PARP 抑制剂、吉西他滨等化疗药物,鉴定出一大批介导耐药的基因;跨肿瘤、跨药物的整合筛选,还挖掘出多条趋同的化疗逃逸通路。基于双向导的组合扰动筛选,可以系统绘制基因互作网络,寻找合成致死配对,为联合用药方案提供理论依据,应对肿瘤通路重编程带来的单药失效问题。
传统 CRISPR 敲除只能实现基因失活,碱基编辑、先导编辑筛选更进一步,进入精准功能基因组学时代。通过引入特定单核苷酸变异,可以区分肿瘤当中的驱动突变和乘客突变,解析特定氨基酸残基的功能,模拟 EGFR 等关键癌基因各类突变,直接评估不同变异对信号通路、药物响应的影响。
同时,CRISPR 筛选和多组学技术深度融合。Perturb‑seq、CROP‑seq 等技术,把基因扰动和单细胞转录组、蛋白组、染色质可及性分析结合,不再只看细胞存活这一简单终点,直接观测每一个基因扰动带来的细胞分子表型变化,从机制层面解释肿瘤生物学行为。
肿瘤很多特征来自染色体重排、非整倍体等结构变异,过去很难在生理环境下建模。利用 CRISPR 成对双链断裂,可以直接在内源性位点复刻 EWSR1‑FLI1、EML4‑ALK 等肿瘤特征融合基因;KaryoCreate 技术甚至不用 DNA 断裂,就可以诱导特定染色体获得或者丢失,构建非整倍体细胞模型。
研究模型也从二维细胞系走向更贴近真实肿瘤的类器官、体内模型。多重碱基编辑可以在肿瘤类器官中逐步引入多个驱动突变,模拟肿瘤演化全过程;体内 CRISPR 筛选可以在具备完整免疫监视的小鼠体内,寻找真实生理环境下肿瘤脆弱点。但也存在技术陷阱:Cas 编辑产生的新抗原,会造成免疫介导的编辑克隆清除,干扰筛选结果判读,StealTHY 等无免疫原系统正在尝试解决这一痛点。
基于CRISPR-Cas的基因组筛选用于癌症靶点发现和耐药性定位。基于CRISPR-Cas的混合筛选工作流程及其在肿瘤学中的关键应用。将单向导RNA (sgRNA) 混合文库克隆并递送,通常通过低感染复数的慢病毒转导实现每个细胞仅进行一次扰动,随后进行基线取样。然后对细胞施加特定的选择压力或表型分析(例如,药物处理、免疫刺激或代谢应激),并通过下一代测序对 sgRNA 表达的变化进行量化。引导序列的富集或缺失被汇总成基因水平评分,以识别遗传依赖性、药物反应调节因子和背景信息。此类筛选工作流程的应用包括:在肿瘤模型中进行全基因组功能缺失依赖性定位;通过扰动筛选阐明选择压力(例如特定治疗)下的耐药机制;通过组合扰动筛选绘制基因相互作用和合成致死关系;以及利用碱基编辑和引物编辑筛选进行精准功能基因组学研究,以探究特定变异的影响。基于 CRISPR-Cas 的混合扰动筛选还可以与多参数单细胞筛选平台相结合,提供多组学读数,从而解析除简单适应性终点之外的机制。gDNA,基因组 DNA。
三、CRISPR 分子诊断:快检突变,助力液体活检与微小残留病灶监测
下一代测序(NGS)、数字 PCR 是当前肿瘤分子诊断的金标准,但 NGS 周转时间长达数天,设备与生信分析门槛高;qPCR 只能检测已知少数位点。基于 Cas12、Cas13 旁路切割活性的 CRISPR 诊断技术,提供了全新解决方案:靶核酸识别后激活核酸酶,批量切割荧光‑淬灭报告探针,释放荧光信号,把核酸识别转化为可读取的检测信号。
代表性平台包括 Cas12 驱动的 DETECTR,Cas13 驱动的 SHERLOCK。SHERLOCKv2 利用多个正交 Cas 蛋白,可实现单管最多 4 个靶标同步检测;CARMEN‑Cas13 微流控阵列,能够同时处理数千组靶标,实现大规模多重检测。
在肿瘤场景中,该技术尤其适合检测基因融合。以急性早幼粒细胞白血病(APL)PML‑RARA 融合为例,RAPID‑CRISPR 系统可直接处理骨髓或者外周血样本,3 小时完成检测,灵敏度、特异性表现优异;SHERLOCK 体系同样可以检出 BCR‑ABL1 等白血病融合转录本,用于疾病确诊与治疗后微小残留病灶(MRD)监测。
更大的挑战来自单核苷酸变异 SNV 检测。单个碱基错配很难完全阻止向导 RNA 结合,野生型等位基因容易产生信号泄漏。科研人员通过引入人工错配的向导 RNA、split‑crRNA、双向导协同识别等策略,提升单碱基分辨能力,已经实现 TP53、BRCA1、KRAS 等热点突变的有效区分。
Cas13 靶向 RNA 的特性,拓展了检测边界,可以检测 miRNA、环状 RNA、长链非编码 RNA 等 RNA 标志物,捕获 DNA 检测无法反映的转录水平异常。结合 HUDSON 样本前处理方案,无需复杂核酸提取,直接处理原始体液样本,配合等温扩增,整套流程可压缩到 30‑90 分钟,输出荧光或者胶体金试纸条结果,降低实验室硬件要求。
和现有主流诊断手段对比,CRISPR 诊断优势是速度快、设备门槛低,适合床旁检测、资源有限地区,快速确认可操作突变、监测 MRD;短板是多重检测规模不及 NGS,定量动态范围有限,定位是测序技术的补充,而非替代。临床潜在场景包括:急症肿瘤快速分型、耐药突变快速筛查、术中分子分型指导手术、液体活检纵向监测复发。但该类检测仍然需要更多大规模临床队列验证性能,才能正式落地常规诊疗。
CRISPR-Cas 旁路切割诊断用于快速肿瘤基因分型和疾病监测。CRISPR-Cas 旁路切割检测及其在癌症中的潜在临床应用概述。
a,可编程 CRISPR 效应子(例如 Cas12 或 Cas13)在靶标特异性向导 RNA 的引导下识别肿瘤相关核酸。靶标结合激活效应子的旁路核酸酶活性,导致淬灭的荧光报告寡核苷酸探针快速切割,从而产生可测量的荧光信号,该信号与靶标丰度。b,这些检测方法可配置用于检测多种类型的分子靶标,包括单核苷酸变异 (SNV)、小片段插入/缺失 (indel)、融合连接、拷贝数变异和剪接变异,从而支持从低输入样本中快速读取诊断结果。c,肿瘤学应用包括早期癌症检测、基于液体活检的突变谱分析以及微小残留病 (MRD) 的纵向监测,具有高灵敏度、即时检测工作流程的潜力。ctDNA,循环肿瘤 DNA。
四、CRISPR 肿瘤治疗:体外细胞编辑走向成熟,体内编辑蓄势待发
CRISPR 肿瘤治疗领域,现阶段转化成果集中在体外免疫细胞工程,体内直接编辑肿瘤尚处在早期探索。CAR‑T、TCR‑T 细胞经过 CRISPR 多重修饰,突破传统细胞产品的多重瓶颈。
传统 CAR‑T 多采用病毒随机插入,CRISPR‑HDR 介导定点敲入,例如将 CAR 定向整合至 TRAC 基因位点,一方面破坏内源 TCR,降低异体产品移植物抗宿主风险,另一方面让 CAR 受内源启动子调控,改善转基因表达,减少持续异常信号,提升 T 细胞抗肿瘤效力。
T 细胞耗竭、肿瘤微环境抑制是 CAR‑T 最大痛点之一。大量临床试验通过 CRISPR 敲除 PDCD1(PD‑1)、CTLA4、TIGIT、TIM3 等抑制检查点基因。BRL‑201 是代表性产品,将 CAR 敲入 PD‑1 位点同时敲除 PD‑1,在复发难治 B 细胞非霍奇金淋巴瘤临床试验中,客观缓解率 100%,完全缓解率 85.7%,展现亮眼疗效。碱基编辑还可以不彻底敲除基因,仅修改 PD‑1 糖基化位点下调蛋白表达,提供更精细调控方案。
针对实体瘤免疫抑制微环境,CRISPR 可以改造 CAR‑T 实现多重策略:将 IL‑2、IL‑12 细胞因子基因敲入 NR4A2 等肿瘤浸润 T 细胞特异性激活的基因位点,让细胞因子只在肿瘤局部释放,避免全身性细胞因子风暴;敲除 TGFβ 受体、腺苷受体,解除微环境可溶性抑制信号;敲除 NR4A、ID3、DNMT3A 等转录、表观调控因子,重编程 T 细胞状态,抵抗耗竭。体内 CRISPR 筛选持续挖掘新靶点,例如 SOCS1、PTPN2 等基因缺失,可以显著提升 CAR‑T 体内扩增与肿瘤杀伤能力。
CRISPR 同时解决细胞疗法的两大现实难题:靶向脱靶毒性、同源杀伤。当肿瘤抗原同时表达在正常造血细胞上,直接敲除抗原会损害正常细胞功能;碱基 / 先导编辑实现 “表位编辑”,仅改变抗原被 CAR 识别的局部氨基酸,保留蛋白生理功能,保护正常造血干祖细胞,同时允许 CAR‑T 杀伤肿瘤。针对 T 系血液肿瘤,CAR‑T 本身也表达靶抗原会发生同源杀伤,CRISPR 敲除 CAR‑T 自身 CD7、CD5 等抗原,解除该限制,多款异体 CAR‑T 已经进入 Ⅰ/Ⅱ 期临床。
从已公布临床试验数据可以看到,CRISPR 编辑的异体、自体 CAR‑T 在多发性骨髓瘤、B 细胞淋巴瘤、T 细胞恶性肿瘤中获得可观客观缓解率,但细胞因子释放综合征(CRS)、免疫效应细胞相关神经毒性综合征(ICANS)、感染等不良反应依旧存在,不同产品安全性与疗效差异明显。
相比成熟的体外细胞编辑,直接在体内对患者细胞进行 CRISPR 编辑仍处在早期。它的目标是直接向体内递送编辑系统,靶向肿瘤特异性突变、融合序列,但需要克服递送、脱靶编辑、机体对 Cas 蛋白的免疫排斥等重重障碍。
肿瘤学中体外与体内 CRISPR 治疗流程对比。比较基于 CRISPR-Cas 的癌症疗法在体外和体内递送的转化工作流程。体外流程始于白细胞分离术,随后使用 CRISPR-Cas 编辑机制对嵌合抗原受体 (CAR) T 细胞或 T 细胞受体(TCR) 重定向的 T 细胞进行工程改造,通常使用病毒载体或电穿孔递送,以敲除抑制因子或内源性受体和/或敲入特定的治疗有效载荷,然后在将细胞产品输注给患者之前进行扩增和质量控制。质量控制可以包括确认产品特性和效力,
评估细胞因子释放和细胞毒性,评估细胞状态和/或表型(例如耗竭),以及分析预期和非预期的基因组改变。相比之下,体内流程始于肿瘤取样和下一代测序 (NGS),以识别可操作的(表观遗传)基因改变,然后进行个性化的单向导 RNA 设计,以及临床前制剂和验证,包括评估编辑效率、脱靶活性、稳定性、毒性和生物分布。体内递送 CRISPR-Cas 编辑机制依赖于载体系统,例如脂质纳米颗粒 (LNP)、病毒样颗粒 (VLP) 或腺相关病毒 (AAV) 载体。
五、横亘在临床落地前的多重挑战
尽管前景诱人,CRISPR 大规模用于肿瘤临床诊疗,仍有一系列必须攻克的壁垒。
第一,递送难题。体外细胞可以离体完成编辑再回输;体内场景,如何把 Cas 蛋白、向导 RNA 精准高效递送到肿瘤组织,同时避免进入正常细胞,是最大技术卡点。不同 Cas 变体蛋白大小不一,也限制病毒载体包装能力。
第二,安全性风险。 脱靶编辑会造成非预期基因突变;DNA 双链断裂带来染色体结构变异,存在促癌隐患;Cas 蛋白作为外源蛋白,会诱发机体免疫应答,清除被编辑细胞甚至造成免疫毒性。碱基编辑、先导编辑虽规避双链断裂,但依然存在旁观者编辑、脱靶碱基改写风险,需要严格评估长期基因组稳定性。
第三,肿瘤本身的异质性。 同一肿瘤内部不同克隆携带不同突变,单一靶向策略容易产生耐药逃逸,需要结合肿瘤多克隆特征设计方案。
第四,制造、标准化与监管。编辑细胞产品工艺复杂,质控难度高,需要检测脱靶、染色体异常;对于 CRISPR 诊断,要建立统一判读标准;监管机构需要建立适配 CRISPR 诊断、细胞治疗、体内基因编辑的完整评价框架,明确有效性、安全性评价规范。
CRISPR‑Cas 早已不再只是科研工具,它构建起一套贯通肿瘤全流程的技术体系:在科研端,借助高通量功能筛选解析肿瘤依赖、耐药机制,挖掘全新治疗靶点;诊断端,依靠 Cas12/Cas13 旁路切割,开发快速、轻量化突变检测方案,补充现有液体活检体系;治疗端,体外基因编辑重塑免疫细胞,已经在血液肿瘤临床交出早期答卷,而体内精准编辑正在蓄力突破。
参考来源
Grigg, S., Shembrey, C., Fareh, M. et al. CRISPR in clinical oncology: translational advances from molecular diagnostics to therapeutics. Nat Rev Clin Oncol 23, 743–765 (2026). https://doi.org/10.1038/s41571-026-01179-2
本文仅作学术文章的解读,不构成具体患者的诊疗建议。