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本文较长，将分为上下两篇来介绍体内CAR-T的载体对比：AAV/CRISPR vs 慢病毒，关注加收藏，点赞不迷路! 一、In Vivo CAR T重磅消息不断 2025年的In Vivo CAR T重磅消息不断，国际巨头频频出手收购相关公司：2025年3月17日，阿斯利康以10亿美元收购 EsoBiotec；6月30日，艾伯维以21亿美元收购 Capstan Therapeutics；8月21日，吉利德子公司 Kite Pharma以3.5亿美元收购 Interius BioTherapeutics；10月10日，BMS 以15亿美元收购Orbital Therapeutics。 紧接着，2025年11月24日，Kelonia官宣，其研发的KLN-1010 管线1期首批临床结果在2025年美国血液学会(ASH)年会上公布，其披露的摘要聚焦首批3名受试患者的疗效和安全性，整体表现亮眼。 而国内也不断的传来好消息，先是2025年7月2日，武汉协和血液科团队使用普瑞金/EsoBiotec的ESO-T01在复发/难治多发性骨髓瘤的治疗上，也取得了良好的疗效。2025年9月18日，虹信生物和中国科学技术大学附属第一医院合作，在系统性红斑狼疮病的非人类灵长类生物实验和临床实验中，结果预后良好。 2026年1月29日，新年伊始In Vivo CAR T就传来重磅消息，国家药品监督管理局药品审评中心（CDE）公示，石药控股集团旗下北京抗创联生物制药技术研究有限公司申报的SYS6055注射液临床试验申请获批，标志着中国首款体内CAR-T产品正式进入临床验证阶段。 ▲ 图1：SYS 6055注射液获批信息，来源：CDE官网 ▲ 图2：SYS 6055注射液获批公告，来源：石药集团公告 据石药集团公告，SYS6055注射液采用慢病毒载体在患者体内直接生成靶向CD19的CAR-T细胞，可特异性识别并清除靶细胞，从而达到治疗目的。相比传统CAR-T产品，SYS6055在成本、可及性与即时性方面具备突出优势，不仅有望显著降低生产与治疗费用，还能缩短从诊断到治疗的时间窗口，让更多患者尽早获益。 以病毒作为载体的In Vivo CAR T研究在2026年的好消息还不止如此，2026年2月3日，西湖大学马丽佳实验室发表名为《An AAV variant enables human T cell engineering in vivo》的文章，探讨了AAV作为病毒载体在In Vivo CAR T治疗中的可能性。就在大家还在消化这篇重磅文章的时候，3月18日，来自加州大学旧金山分校和加州大学伯克利分校的团队又在《Nature》上发表《In vivo site-specific engineering to reprogram T cells》，进一步研究了AAV/CRISPR-Cas9这种病毒载体+基因编辑在人源化小鼠中的治疗效果。 2026年3月25日，华中科技大学同济医学院同济医院李春蕊教授团队在《Nature Medicine》发表关于ESO-T01的第二篇临床文献《In vivo generation of anti-BCMA CAR-T cells in relapsed or refractory multiple myeloma: a phase 1 study》，报道了体内生成的抗 BCMA CAR-T 细胞治疗复发或难治性多发性骨髓瘤的 1 期临床试验结果，进一步夯实了以慢病毒作为载体的In Vivo CAR T在血液瘤中的应用。 今天小编就以这两种在基因治疗/细胞治疗中最常见的两种病毒载体——腺相关病毒载体（AAV）和慢病毒载体（LV）为例，以这两篇文章为例，分别比较不同病毒载体在体内治疗的不同点。 二、病毒载体结构 目前成熟的商品化载体以慢病毒载体居多，通常情况下慢病毒载体的外壳蛋白会表达一些用于精准识别T细胞以及避免免疫反应的结合位点，和降低免疫源性的突变包膜蛋白（例如常见的VSVG ——水疱性口炎病毒糖蛋白），而病毒内部则含有可以整合到宿主基因组内的CAR基因（如BCMA CAR）。 以ESO -T01（普瑞金/EsoBiotec）的载体设计与CAR构建体为例，在ESO -T01的载体外壳上设计了四个蛋白：抗TCR纳米抗体（VHH）靶向TCR/CD3复合物以赋予T细胞特异性；突变型 VSVG（ENV）包膜降低了广谱趋向性并减弱免疫原性；高CD47表达可减少单核吞噬细胞系统的清除作用，从而增强持续性和转导效率；MHC I类基因敲除可降低免疫原性及对补体或抗体介导失活的敏感性。而病毒基因组上含有合成T细胞特异性启动子（SYN）可将表达限制于T细胞，而 BCMA CAR骨架源自临床验证的PRG1801第二代 VHH CAR。 通过对ESO -T01的CAR构建体进行分析，该CAR包含抗 BCMA VHH 用于抗原识别、CD8铰链区及跨膜结构域（TMD）以维持结构稳定性、4-1BB共刺激结构域，以及用于T细胞激活的 CD3ζ 信号传导结构域。 ▲ 图3：ESO-T01的载体设计与CAR结构 缩写说明：CAR，嵌合抗原受体； BCMA，B细胞成熟抗原；MHC，主要组织相容性复合体；SYN，合成T细胞特异性启动子；TCR，T细胞受体； VHH，重链抗体可变区； VSVG，水疱性口炎病毒糖蛋白。 目前进入到临床实验的以AAV基因为载体的体内CAR T疗法很少，主要还是因为AAV载体的靶向性以及基因毒性。而AAV/CRISPR-Cas9双载体的探索性实验，则给后续的临床治疗提供了参考，该系统借助 CRISPR -Cas9 系统和腺相关病毒（AAV）介导的同源定向修复（HDR），把 CAR 靶向整合到人类内源性 TCRα 基因座（TRAC）。 通过采用AAV6载体，递送编码无启动子CAR cDNA的 HDR模板，该cDNA两侧分别连接自切割2A肽段及截短型表皮生长因子受体（EGFRt）。该设计可在整合后通过内源性TRAC启动子（T细胞特异性启动子）驱动CAR表达。为构建TRAC-CAR T细胞，将靶向TRAC的Cas9- 包膜递送载体（EDV）与水疱性口炎病毒（VSVG）糖蛋白G31联合使用，并将TRAC-CD19 CAR HDRT （同源定向修复模板）包装于AAV6载体中。 ▲ 图4： 携带Cas9– RNP VSVG -WT包膜递送载体和携带HDRT的AAV6载体LHA，左同源臂；RHA，右同源臂 三、T细胞靶向特异性 如图5和图6所示， ESO -T01的特异性通过载体注射后第7天的流式细胞术进行评估。结果显示， ESO -T01对人源化小鼠外周血中主要免疫细胞群（T细胞、B细胞、CD45阳性细胞及CD56阳性细胞）的CD3+细胞具有剂量依赖性转导作用，且仅发生于T细胞中，非T细胞群中未检测到 BCMA CAR表达。而进一步通过临床实验表明，在 CAR-T细胞扩增高峰期，对患者外周血中脱靶转导的流式细胞术分析。 a-c图显示患者I001–I005在CAR-T细胞达到最大扩增时，CD3⁻淋巴细胞亚群(a)、单核细胞亚群(b)及中性粒细胞亚群(c)中CAR表达的代表性散点图。所有患者中CAR阳性非T细胞比例均低于1%，且多数样本中未检测到CAR信号，表明脱靶转导程度极低。这些数据证实了 ESO -T01载体的体内T细胞特异性。 ▲ 图5：注射后第7天外周血细胞中 BCMA CAR表达情况；来源：DOI：10.1038/s41591-026-04244-6 ▲ 图6： CAR-T细胞扩增高峰期患者外周血中脱靶转导的流式细胞术分析 缩写说明：CAR，嵌合抗原受体；CD3，分化簇3；Lym，淋巴细胞；Mon，单核细胞；Neu，中性粒细胞。 为鉴定调控新进化的 AAV 变体转导的宿主因素，研究人员开展了全基因组 CRISPR 敲除筛选实验。简言之，如图7所示，将扰动T细胞混合群体与表达 GFP 的 AAV 共转导，该 AAV 以AAV6或T细胞进化 AAV 形式包装后，按高 GFP 与低 GFP 分选进行 NGS，经过筛选表明T细胞与 NK 细胞表面表达的跨膜受体CD7为T细胞进化 AAV 转导的主要决定因子。通过敲除了CD7基因以及已知影响 AAV 生物学功能的对照基因（KIAA0319L和参与聚糖生物合成的SLC35B2），进一步验证CD7缺失显著降低了进化变体的转导效率，而AAV6则未受影响。 研究将这种在人类T细胞上进化且靶向CD7的变体命名为 AAV -hT7。在人源化小鼠模型中的生物分布分析显示，AAV6和 AAV -hT7的 AAV 基因组均可被检测到。为进一步提高EDV / AAV 递送系统的选择性，通过引入对 LDLR 受体家族亲和力缺失的突变 VSVG 来限制 EDV 特异性，并添加了兼具靶向和激活功能的抗CD3单链可变片段（scFv）27。为验证递送方法的特异性，研究设计了一项实验：通过HDR41介导，双重 EDV / AAV 治疗可促使无启动子 GFP 特异性整合至广泛表达的网格蛋白A（CLTA）基因第一外显子中。由于 CLTA 在所有细胞类型中均广泛表达， GFP 表达表明其整合是由于同时摄取了 AAV 和 EDV 。通过采用原始 AAV 与进化 AAV 的组合，通过 VSVG 或抗CD3假型EDV载体将 GFP 敲入模板递送至 CLTA ，以实现 CLTA 靶向Cas9– RNP 的递送。 原代人T细胞、 NK 细胞、巨噬细胞、造血干细胞（HSCs）及一组人B细胞癌细胞系（NALM6、SupB15、JeKo1、Raji）均以固定感染复数（MOI，3×10⁵ sgRNA/细胞 EDV ，5×10⁵ vg/细胞 AAV）的 EDV / AAV 组合进行 GFP CLTA 敲入处理，并通过流式细胞术评估表达水平（图7i，j）。然而VSVG /AAV6表现出广泛的趋向性，在所有测试的细胞系中均检测到显著的 GFP +细胞群，而 AAV -hT7完全阻断了对造血干细胞（HSCs）的靶向作用，因此 AAV -hT7/抗CD3- EDV 的联合使用对CD4+和CD8+ T细胞表现出选择靶向性。 ▲ 图7：不同类型VSVG的包膜递送载体在免疫细胞中的分布 四、依科赛OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03 OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03 ✅ 无血清、无异种成分，化学成分限定。 ✅ 支持多种悬浮293细胞的快速扩增和高密度生长。 ✅ 支持高效转染，高滴度病毒包装（AAV&LV），慢病毒滴度最高可达4.2E+08 TU/ml。 ✅ 完全自主研发，供货稳定，GMP级别， 支持临床申报和商业化。 OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03和竞品品牌对比，如图8所示，添加了HA02补料后慢病毒的滴度相对于竞品要高20%以上。 ▲ 图8：OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03慢病毒包装对比测试 OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03和竞品品牌对比，如图9和图10所示，添加了HA03补料后AAV病毒不仅有更高的滴度，而且空壳率也大大降低了。 ▲ 图9：OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03转染后的细胞密度和AAV病毒滴度 ▲ 图10：OptiVitro® 293无血清病毒包装培养基HE03的AAV病毒拷贝数及实心率 OptiVitro® 293细胞无血清培养基HE03专为293细胞悬浮培养而设计，专为293细胞病毒包装而设计，具有高密度生长、高病毒滴度的特点，支持悬浮HEK293T、293F等高效扩增及质粒转染，是病毒包装的生产利器！ 本款产品近期正在进行促销活动，更多详情，请您咨询依科赛销售代表或技术支持。 试用装申请二维码 下期预告 “对于这两种病毒载体的体内CART方法，疗效如何呢?和现在的体外CART疗法对比，有什么不同呢?小编将在下篇为大家进行揭晓，点击关注不迷路。”