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学术前沿 单细胞结合空间转录组的研究思路和案例分享 ——肿瘤免疫研究领域（下） 01 引言 单细胞转录组测序是在单个细胞水平进行高通量转录组测序的一项技术，其能有效解决细胞异质性以及之前bulk RNA-seq被掩盖的种种问题。随着该技术在分辨率和通量方面的不断优化，研究者从异质性样本中分析细胞类型特异性基因调控网络的能力也相对提高，但是在细胞的空间位置水平尚有欠缺。空间转录组技术于2020年被《自然》杂志评为年度技术，可以解析时间和空间维度上单个细胞的基因表达模式，以及细胞类群的空间位置关系及生物学特征。其原理是将空间条形码寡核苷酸引物固定在载玻片上，然后将组织贴于载玻片实现组织内转录组序列的捕获与检测。随着10x Genomics的空间Visium技术的登场和不断更新加强，单细胞联合空间转录组的研究如火如荼的开展，遍布了遗传、发育、肿瘤、免疫等多个生物科研和医学热门领域。 一、研究目的 1.某肿瘤中，整体的细胞图谱、空间图谱及细胞间机制探索。 2.某肿瘤中，不同进展期（病变期）、不同亚型、特殊基因表达或原发灶与转移灶样本之间差异机制探索。 3.某肿瘤中，肿瘤对治疗方案的疗效应答中的差异机制探索。 二、样本选择 1. 某癌种中，根据其样本类型的特殊性，选择一定数量的样本，包括新鲜组织、冰冻组织或石蜡样本。 2. 某癌种中，根据原发灶和转移灶、免疫类型（浸润型、沙漠型、排斥型）、基因表达（阴/阳）或不同病理亚型的分组取样。 3. 某癌种中，根据PD1免疫药物治疗/靶向药物治疗/常规放化疗等治疗药物，新辅助、转化治疗等方案，选取应答/无应答、治疗前/治疗后的样本分组取样检测。 三、研究方法 1.主要研究方法：主要应用在发现探索阶段的方法,一般包括流式细胞技术(Facs)、单细胞组学（scRNA-seq）、空间转录组(visium HD)、多重免疫荧光染色(mIF)、探针原位杂交（Xenium）等； 2.其他辅助方法：辅助研究方法应用在机制验证方面，会根据验证模型的不同水平，比如细胞水平、动物模型、人源组织、类器官、网络数据库等等，对应各种生物检测分析方法并没有固定的思路。 四、分析思路 1.单细胞图谱：细胞类型的空间分布特征，亚群的图谱分类； 2.空间图谱绘制：细胞类型的空间分布特征，亚群的定位； 3.各个亚群细胞中的特征，寻找对比差异显著的细胞亚群，从剖析细胞/基因功能空间动态变化、空间细胞分化规律（拟时序）去分析细胞发生的机制和可能作用； 4.各类细胞亚群的相关性，通过细胞通讯、ST定位以及IHC或mIF等图像直观证明细胞亚群间特异的互动关系； 5.实验验证靶点和机制：细胞水平、类器官水平、动物模型水平做敲除干预治疗等验证。 五、文献分享 案例1 《单细胞和空间转录组分析揭示了肝转移性结直肠癌的细胞异质性》 发表期刊：Cell，影响因子：11.5 研究背景：结直肠癌(CRC)是世界上第三大最常见的恶性肿瘤，而转移性 CRC 的生存率很低。CRC转移过程是一个多步骤的过程，包含了癌细胞和基质细胞之间的交流通过分泌细胞因子、生长因子和蛋白酶来促进转移性扩散，从而重塑肿瘤微环境。TME 的细胞组成非常复杂，包括多种成纤维细胞和免疫细胞，它们在癌症逃避、转移和治疗反应中发挥着重要作用。癌症相关成纤维细胞（CAF）是许多类型恶性肿瘤（包括 CRC、乳腺癌和胰腺癌）的主要基质细胞成分。为了全面绘制结直肠癌和匹配的肝转移的细胞景观，研究人员使用scRNA-seq结合空间转录组(ST)和免疫组织化学(IHC)染色以及流式细胞术生成了高分辨率的细胞图谱。 检测技术组合：流式细胞术、单细胞转录组、空间转录组 样本类型：1. 6例CRC患者的27份样本，包括原发性结直肠癌(CC)、邻近正常结直肠粘膜(CN)、肝转移(LM)、邻近正常肝组织(LN)和外周血(PB)五种组织类型用于单细胞转录组检测。 2. 6例CRC患者，包含4例CRC原发性肿瘤（C1至C4）和2例肝转移性肿瘤（L1和L2）采用空间转录组。 主要结果： 1.根据免疫和非免疫细胞群，分别展示了CRC原发肿瘤和CRC肝转移性肿瘤的单细胞转录组图基本分类，以及原发和转移的差异。 Fig.1.CRC原发及肝转移中的全球细胞景观 2.CRC原发性肿瘤和CRC源性肝转移性肿瘤的空间分布 在ST组织中鉴定出B细胞、 T细胞、 NK细胞、浆细胞、髓样细胞、肿瘤细胞、成纤维细胞和内皮细胞。这些细胞簇的比例和分数在每个地区都不同。与C1、C3和C4的肿瘤旁组织相比，肿瘤组织中浆细胞的比率降低。 Fig.2.空间转录组样本的细胞鉴定 3.原发性肿瘤和肝转移性肿瘤之间肿瘤细胞的转录组异质性 亚聚类分析揭示了肿瘤细胞的不同分化谱系。在各群中鉴定出簇状细胞的分化标志基因。肿瘤细胞群的异质性表明肿瘤细胞的分化潜力。 为了进一步研究不同肿瘤细胞簇的功能通路和转录程序，进行了基因集变异分析（GSVA）和转录因子（TF）分析。结果显示，表明CA2可能是TME中的干细胞亚群。 Fig.3.原发性和转移性肿瘤细胞的转录组特征和异质性 4.TME重塑髓系细胞的组成 鉴定出三种髓系细胞：单核细胞/巨噬细胞、树突状细胞和肥大细胞。使用亚聚类分析确定了8个单核细胞/巨噬细胞簇和3个常规DC（cDC）簇，GSVA分析显示，Mac_SPP1亚群参与了与炎症反应相关的通路。拟时序显示Mac_CXCL9 和 Mac_SPP1 亚群均发生终末分化，表明它们是肿瘤激活的Mac亚群。cDC_LAMP3 亚群还表现出高水平的成本刺激分子CD40CD80和CD86 表达，它们是DC成熟的标志物。在LM中，cDC_LAMP3亚群的比例显著增加表明肿瘤细胞对TIME的重塑作用。 Fig.4.骨髓细胞的免疫景观 5.CXCL13T 细胞在肝转移性肿瘤中富集 在 T 细胞中，7个CD8 T细胞簇、5个常规CD4 T（cCD4）细胞簇和2个调节T细胞簇被识别。从细胞比例显示，无论是CD8还是CD4的T细胞，LM的CXCL13T细胞子集比例都很高。GSVA分析显示，CD8_CXCL13亚群富含T细胞增殖通路，CD4_CXCL13 亚群富含G细胞+2-M检查点通路。用流式细胞术鉴定了CD69+CD103+CD8+T细胞。CC和LM的CD69+CD103+CD8+T细胞的Ki67表达水平均高于其他CD8+T细胞。然而，来自CN和LN的不同CD8+T细胞亚群的增殖特性几乎相同。 Fig.5.CXCL13+T细胞在肝转移瘤中富集 6.CXCL13 T细胞与CRC患者的良好预后相关 在上图验证CD8_CXCL13细胞可能是肿瘤激活的亚群。进一步对CD8_CXCL13子集的特征做深入研究。与其他亚群相比，在CD8_CXCL13亚群中观察到高水平的耗竭标志物，且耗竭表型表明它们的肿瘤反应性。IHC难以检测组织中的CXCL13，因此选用CD69和CD103标记CXCL13细胞，结果显示该群T细胞比肿瘤组织中的其他CD8 T细胞更接近CK19肿瘤细胞。将基因表达综合（GEO）队列中的CRC患者分为CXCL13+高和CXCL13低组，发现CC中 CXCL13 的较高表达预示着更好的总生存期。 Fig.6. CXCL13+ T细胞的特性及预后影响 7.成纤维细胞的不同亚群存在于 CRC 的原发性和肝脏转移性肿瘤中 在CRC的TME中鉴定出8个具有不同基因表达模式的成纤维细胞簇，然后研究人员对各类成纤维细胞分别做了转录组数据比较、IHC组化、拟时序分析、以及ST分析，在CRC原发性和肝转移性肿瘤之间观察到不同的表型谱和成纤维细胞的高度可变频率，这表明在不同癌症环境中TME内的细胞异质性。 Fig.7. 原发性和转移性肿瘤中成纤维细胞的转录组特征和异质性 8.在原发性肿瘤中富集的 F3 表达成纤维细胞亚群分泌促肿瘤因子，并与 CRC 患者的不良预后相关 为了研究富含CC和LM的不同成纤维细胞对TME 的重塑，研究人员分析了F2_MCAM和F4_F3的特征。通过差异基因富集以及F4_F3细胞与肿瘤细胞之间揭示了通过NRG1和Erb-B2受体酪氨酸激酶3 （ERBB3）通路进行串扰。在ST中发现了两类细胞 F3与NRG1的共定位并通过transwell细胞实验迁移证明。最后在预后数据中发现F3和NRG1 高表达水平的CRC患者总生存期较差。 Fig.8. F3+成纤维细胞的特性及预后影响 9. LM的TME中表达MCAM的成纤维细胞通过Notch 信号通路调节CD8_CXCL13细胞的产生 之前发现RBPJ在LM中的表达与CXCL13和ITGAE呈正相关。为了进一步了解两个亚群受到什么类型的细胞调节Notch信号，采用cellphoneDB分析，在内皮细胞中E2_DLL4亚群与CXCL13+ T细胞的相互作用最强，在成纤维细胞中F2_MCAM簇通JAG1-NOTCH1与CD8_CXCL13和CD4_CXCL13亚群相互作用。由于TME中成纤维细胞的分散分布模式，推测F2_MCAM亚群有助于CXCL13+ T细胞中Notch信号的激活。此外根据LM中F2_MCAM的比例高低，发现F2_MCAM高组患者LM中CD8_CXCL13亚群的浸润评分更高，并在ST中得到了验证，使用JASPAR预测表明RBPJ可能作TF影响CXCL13的表达。 Fig.9. TME中的NOTCH信号调节CD8_CXCL13细胞的生成 10.ST组织中的细胞间相互作用网络 原发性肿瘤和肝转移性肿瘤ST中不同簇之间的细胞相互作用，表明ERBB3-NRG1相互作用在原发性肿瘤发生和转移中的潜在作用，发现在CRC原发肿瘤中富集的F3成纤维细胞可以通过产生各种促肿瘤因子（包括 NRG1）来调节发展和/或迁移，这些因子与肿瘤细胞上表达的ERBB3相互作用以发挥其促肿瘤功能。 Fig.10. ST组织中的细胞配体和受体相互作用 案例2 《空间和单细胞转录组学揭示了HNSCC中与癌症相关的成纤维细胞亚群限制了CD8+ T细胞的浸润和抗肿瘤活性》 发表期刊：Cancer Research，影响因子：12.5 样本类型：5例头颈部鳞状细胞癌HNSCC癌和癌旁组织； 技术组合：单细胞RNA转录组、空间转录组、免疫组化、免疫荧光、其他等等； 研究背景：免疫治疗可以延长一些HNSCC患者的生存期，但应答率仍然很低。阐明肿瘤微环境中cd8+t细胞浸润和功能障碍的关键机制有助于最大限度地发挥免疫治疗HNSCC的益处。CD8+T细胞与包括CAFs在内的其他类型细胞之间的相互作用决定了CD8+T细胞如何在这一动态TME中发挥作用，本研究对五对肿瘤和邻近组织的不同免疫浸润和单细胞RNA测序的HNSCC标本进行了空间转录组学分析，揭示了与cd8 + t细胞浸润限制和功能障碍相关的特定癌症相关成纤维细胞(CAF)亚群。 技术路线： 主要结果： 1. HNSCC肿瘤组织对CD8+T细胞具有招募趋化作用，CD8+T细胞存在于肿瘤基质中，且免疫排斥型的HNSCC中CD8a+被受限无法浸润到肿瘤巢中； Fig 1.CD8+T细胞在不同HNSCC肿瘤亚型中的分布 2.MHC-IhiCAFs（5亚群）是肿瘤组织中区别于癌旁组织的最主要的CAFs亚群，高表达CXCLs和MHC-I增强了CAFs与CD8+T的结合，且可通过限制CD8+T细胞的抗肿瘤能力造成预后不良； Fig 2.HNSCC肿瘤及邻近组织成纤维细胞的整体分析 3. MHC-IhiCAFs中存在LGALS9（编码galectin-9蛋白）的富集，大部分HNSCC肿瘤基质中均存在galectin-9蛋白的表达；MHC-IhiCAFs中galectin-9蛋白的表达依赖于干扰素信号； Fig3. TCF1 ~ GZMK ~ CD8 + T细胞与galectin-9的CAF细胞呈负相关 4.在CAFs中敲减LGALS9表达会降低CD8+T表达免疫检查点分子，同时促进干性和细胞毒性分子的表达，且动物实验证明Gal-9+CAFs促进干细胞样CD8+T细胞耗竭转化。 图4. 动物实验验证MHC I类的高表达限制了cd8+T细胞的抗肿瘤功能 案例3 《上皮细胞激活成纤维细胞促进食管癌的发展》 发表期刊：Cancer cell，影响因子：48.8 样本类型：29例ESCC患者79个多期食管病变的正常上皮、癌前病变和癌组织； 技术组合：单细胞RNA转录组、空间转录组、免疫组化、免疫荧光、其他等等； 研究背景：食管鳞状细胞癌(ESCC)的发展经历了多阶段上皮癌的形成，即从正常上皮、低级别和高级别上皮内瘤变到浸润性癌。然而，癌前病变如何发展为癌机制尚未可知。 主要结果： 1.ESCC多阶段肿瘤发生过程各种细胞类型图谱分析 Fig 1.单细胞转录组学分析揭示了ESCC多阶段肿瘤发生过程中的各种细胞类型 2.上皮细胞中ANXA1的功能失调可能是ESCC肿瘤发生中至关重要的事件； Fig 2.上皮细胞在ESCC肿瘤发生过程中逐渐抑制ANXA1表达 3.ESCC肿瘤发生过程中上皮细胞与成纤维细胞的相互作用，食管上皮细胞产生的ANXA1功能的丧失可能导致NF-CAF转化； Fig 3.上皮细胞抑制ANXA1可促进NF向CAFs转化 4.KLF4、KLF5、CEBPB和FOXA1与ANXA1的RNA水平呈正相关，细胞实验发现只有靶向KFL4的SiRNA可显著抑制ANXA1表达，KLF4调节ANXA1转录，促进NFs向myCAF的转化。 图4.在体外和体内，抑制上皮细胞ANXA1可促进myCAF的激活 参考文献： [1]Wang F, Long J, Li L, Wu ZX, Da TT, Wang XQ, Huang C, Jiang YH, Yao XQ, Ma HQ, Lian ZX, Zhao ZB, Cao J. Single-cell and spatial transcriptome analysis reveals the cellular heterogeneity of liver metastatic colorectal cancer. Sci Adv. 2023 Jun 16;9(24):eadf5464. doi: 10.1126/sciadv.adf5464. Epub 2023 Jun 16. PMID: 37327339; PMCID: PMC10275599. [2]Li C, Guo H, Zhai P, Yan M, Liu C, Wang X, Shi C, Li J, Tong T, Zhang Z, Ma H, Zhang J. Spatial and Single-Cell Transcriptomics Reveal a Cancer-Associated Fibroblast Subset in HNSCC That Restricts Infiltration and Antitumor Activity of CD8+ T Cells. Cancer Res. 2024 Jan 16;84(2):258-275. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-23-1448. PMID: 37930937; PMCID: PMC10790129. [3]Chen Y, Zhu S, Liu T, Zhang S, Lu J, Fan W, Lin L, Xiang T, Yang J, Zhao X, Xi Y, Ma Y, Cheng G, Lin D, Wu C. Epithelial cells activate fibroblasts to promote esophageal cancer development. Cancer Cell. 2023 May 8;41(5):903-918.e8. doi: 10.1016/j.ccell.2023.03.001. Epub 2023 Mar 23. PMID: 36963399. 本文由 科研学术部 何鼎 提供

摘要：改进的疫苗接种需要更好地传递抗原并激活自然免疫反应。在这里，我们报告了一种脂质纳米颗粒系统，该系统具有携带包括mRNA和蛋白质在内的抗原的能力，通过表面装饰有刺突蛋白形成病毒样结构，展示了对SARS-CoV-2变体的应用。该策略使用Omicron BA.1上的S1蛋白在表面传递XBB.1的S1蛋白mRNA。病毒样颗粒通过表面S1蛋白与ACE2或DC-SIGN受体的相互作用，能够在人类呼吸道上皮细胞和巨噬细胞中特异性增强mRNA的表达。通过相同的受体结合，展示了巨噬细胞和树突状细胞的激活。与单独的mRNA和蛋白质疫苗相比，蛋白质和mRNA的结合在BALB/c小鼠中增加了抗体反应。我们对这种强大免疫机制的探索表明，它可能涉及交叉呈递给从激活的先天免疫信号到适应性免疫信号的不同亚群的树突状细胞。 1.引言 自2019年底由严重急性呼吸综合征冠状病毒2（SARS-CoV-2）引起的2019冠状病毒病（COVID-19）大流行开始以来，已经开发并上市了多种针对该疾病的疫苗。然而，这些疫苗的应用并未完全限制大流行的传播，流行病学调查中发现的抗体水平显示出有限的持续时间和对病毒变种的低效性。这些发现表明，SARS-CoV-2与宿主免疫系统之间的相互作用在很大程度上尚不清楚，需要开发新型疫苗。幸运的是，基于脂质纳米递送系统的成功开发，mRNA疫苗取得了突破性进展，提供了新的技术可能性。通过人工脂质膜与细胞质膜的融合，将编码抗原的mRNA通过脂质纳米颗粒（LNP）传递到细胞内，可在细胞内有效表达病毒刺突蛋白（S蛋白）抗原，并诱导随后的S抗原呈递，通过树突状细胞（DCs）和巨噬细胞激活先天/适应性免疫。 根据病毒免疫学研究，在细胞内病毒复制过程中产生的结构和/或非结构抗原可以被先天免疫系统的细胞模式识别受体在宿主免疫反应的抗原信号刺激的首次事件中识别。这意味着mRNA具有通过这种自然免疫途径引发免疫反应的优势；其策略在某种程度上类似于膜状病毒SARS-CoV-2的感染机制，尽管活病毒通常利用病毒膜中的S蛋白与细胞膜中的ACE2受体特异性结合以实现病毒基因组的内化。 因此，当脂质递送颗粒在其表面装载S蛋白时，这些脂质颗粒可能具有类似病毒的结构（VLS），通过受体靶向细胞。特别是，SARS-CoV-2的S蛋白被发现与DC和巨噬细胞表面表达的ACE2或DC-SIGN受体相互作用。这些发现导致合乎逻辑的推断，如果能够构建所提出的VLS系统，它将不仅与注射局部组织的肌肉细胞或上皮细胞相互作用，还与携带ACE2受体或DC-SIGN的先天免疫细胞（例如DCs和巨噬细胞）。先前报道了一种可吸入的纳米疫苗，其具有仿生冠状病毒结构，模拟病毒遗传物质由脂质体包裹，表面装载有S蛋白的受体结合域（RBDs）作为“刺突”以模拟病毒结构，表明VLS的可能性。因此，本研究的目的是设计一种VLS颗粒来包裹mRNA分子并装载蛋白质，并研究其免疫学特性，特别是其通过表面S1蛋白特异性结合到DCs和巨噬细胞上的DC-SIGN来在小鼠模型中引发免疫反应的能力。所获得的数据表明，通过VLS结构将mRNA特异性地传递到DCs的这种策略与常规mRNA疫苗相比具有非常重要的意义。 2.结果 2.1.VLS的特性描述 SARS-CoV-2 mRNA疫苗的早期开发中一个重要的技术基础是通过静电吸引和氢键将mRNA分子与阳离子脂质结合，这导致了mRNA分子被LNPs包裹。在我们的VLS设计中，需要一个脂质载体来包裹mRNA，并装载表面蛋白，这可能需要更大的阳离子脂质电荷容量以在离子环境中进行电荷复合。为了使脂质颗粒同时携带mRNA和蛋白的能力更强，我们的设计包括了两种阳离子脂质分子，((2-(2-羟乙氧基)乙基)氮杂二基)双(己烷-6,1-二基)双(2-己基癸酸酯)和1,2-二油酰-3-三甲基铵丙烷；一种中心磷脂，1,2-二油酰-磷脂酰胆碱；以及一种聚聚乙二醇(PEG)分子，甲氧基聚(乙二醇)-N-十四烷基十四酰胺-1-2k。通过微流控工艺生产了这种脂质组成和编码SARS-CoV-2 XBB.1株S1蛋白的mRNA的LNP（补充图1a）。这些特征粒子的结构参数（扩展数据表1）和与脂质定量相关的识别mRNA分子（补充图1a）表明了mRNA疫苗的典型特征。此外，这种LNP能够以剂量依赖性的方式将其包裹的mRNA传递到293细胞中（图1a,b）。此外，表达并纯化的S1重组蛋白（补充图1a）被装载在包裹mRNA的脂质颗粒上，以构建具有与mRNA疫苗相似结构特征的VLSs（扩展数据表1）。我们的电子显微镜观察表明装载过程是不可逆的（补充图1b），并且这种VLS的形态特征显示，与单独包裹mRNA的LNP相比，粒子表面有一些凸起，存在差异（图1c）。添加S抗体可以通过抗体桥使颗粒聚集（图1c）。通过免疫沉淀法对VLSs进行结构分析，使用特定的S抗体表明，沉淀的VLS颗粒含有mRNA分子和S1蛋白（图1d）。这些数据支持在我们的设计模型中使用VLS颗粒。 图1 | VLS和LNP的特征。a，荧光显微镜显示LNP、包裹GFP mRNA的LNP和VLS中GFP表达显著。比例尺，250微米。b，通过西方印迹分析检测293T细胞转染LNPs或VLSs 48小时后的S1蛋白。左图：与LNPs相比，293T细胞转染EGFP或S1 mRNA后的S1蛋白表达；右图：转染不同剂量S1 mRNA的VLSs后，293T细胞中S1蛋白的表达。GAPDH作为蛋白装载对照。西方印迹上信号的强度（条带上方）通过ImageJ（版本1.8.0.112）进行密度分析定量。c，LNPs、包裹S1 mRNA的LNPs、VLS和用特定抗S1抗体处理的VLSs的电子显微镜图像。比例尺，200纳米。a-c中的实验均重复了两次。d，总样品、渗透和洗脱中的蛋白（S1或N）和mRNA含量。“IP-S1”表示样品在与特定抗S1抗体孵育过夜后进行了测试，“IP-N”表示样品与抗N抗体孵育。实验装载量相等，并通过西方印迹和SDS-PAGE银染（Input）鉴定。数据以三个独立实验的平均值±标准差表示。 2.2.VLSs使细胞转染并靶向ACE2/DC-SIGN分子 与mRNA疫苗的LNPs相比，当蛋白装载在表面时，VLSs提高了mRNA的传递能力。S1蛋白与ACE2或DC-SIGN分子的结合可能导致VLSs靶向局部组织中具有这两种受体的细胞。我们的研究表明，VLSs不仅能高效转染293细胞（图2a），而且还能增强16HBE细胞培养中的mRNA表达，这不仅显示了目标mRNA的拷贝数（图2b），而且还表达了蛋白质（图2a），并且在添加针对S或ACE2的抗体后呈现恢复（图2c,d）。THP-1细胞也是如此（图2a,b）。基于我们对大约16HBE细胞表达ACE2和THP-1细胞表达ACE2/DC-SIGN的识别数据（补充图2），两种细胞系中mRNA表达的增强可能是由于ACE2或DC-SIGN与S1蛋白的相互作用介导的。此外，用针对DC-SIGN的特定抗体处理THP-1细胞也干扰了VLS mRNA的表达（图2c,d）。这表明VLSs能够通过S1与ACE2和DC-SIGN受体的相互作用，将mRNA传递到人类巨噬细胞中，这与报告的数据一致。此外，表达DC-SIGN的小鼠DCs（JASWIIs）被发现与S1蛋白相互作用（补充图3a）。这些细胞与VLS包裹的EGF或S1 mRNA的转染导致了明显比单独转染LNP包裹的mRNA更大的mRNA表达，因为针对S或DC-SIGN的特定抗体的阻断消除了这种效应（图2c,d和补充图3c）。使用表达DC-SIGN的小鼠RAW264.7巨噬细胞的相同实验也提供了类似的结果（图2c和补充图3b）。基于先前确认的数据，显示人类DCs和巨噬细胞由于表达ACE2/DC-SIGN而被SARS-CoV-2感染，我们的结果表明，VLS与ACE2或DC-SIGN受体的相互作用可能参与了先天免疫的激活。 图2 | VLS通过S1蛋白靶向ACE2/DC-SIGN分子增强细胞转染，实现mRNA传递。a，不同细胞中S1蛋白的表达通过西方印迹进行检测。c，使用不同细胞的受体或S1（N）蛋白的抗体阻断后，通过西方印迹检测VLSs中S1蛋白的表达。LNPs和包裹S1 mRNA的VLSs与293T细胞、16HBE细胞、THP-1细胞、DCs和RAW264.7细胞共孵育。a和c中的实验均重复了两次。b，通过qRT-PCR评估转染到不同细胞的mRNA拷贝数。d，使用细胞受体的抗体阻断或S1（N）蛋白的抗体阻断后，通过qRT-PCR评估转染到细胞的mRNA拷贝数。b、d中，n=3个独立样本，均值±标准差。黄色框架中的蓝色文本显示了不同抗体处理的样本或细胞。显著性差异是通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定的。 2.3.VLSs与DCs和巨噬细胞的相互作用 先前的数据表明，LNPs对mRNA疫苗在细胞中诱导的强烈转录反应是由于LNPs引起的外源性损伤，被认为是mRNA疫苗的不良反应。我们研究了是否可以通过S1蛋白与受体的结合来降低我们VLS的活性。在我们的研究中，用VLSs处理的16HBE细胞中具有免疫激活作用的一些分子的表达倾向于增加（图3a），在THP-1细胞中检测到免疫调节因子的表达增加和炎症介质如肿瘤坏死因子（TNF）的表达减少（图3b）。此外，在小鼠DCs的JAWSII菌株中，包括TNF和GATA-3在内的分子表达倾向于减少，而干扰素（IFN）家族成员的表达倾向于增加（图3c）。在RAW264.7小鼠巨噬细胞中观察到免疫调节因子和炎症因子的转录概况轻微且平衡的上调（图3d）。有趣的是，上皮细胞中干扰素家族成员的上调表达与DCs和巨噬细胞中的相似（图3a,c）。这些结果表明VLSs在先天免疫中具有某种免疫激活作用，这与mRNA/LNPs不同，并支持我们的假设，即S1蛋白对VLS表面的影响不仅可以导致mRNA传递，还可以激活DC中的DC-SIGN信号通路。 图3 | LNPs和VLSs转染细胞的免疫基因转录。a-d，16HBE（a）、THP-1（b）、JASWII DC（c）和RAW264.7（d）细胞在转染只包裹S1 mRNA的LNPs或同时包裹S1 mRNA和S1蛋白的VLSs后24小时的免疫反应相关主要基因的表达谱。蓝色代表只包裹S1 mRNA的LNPs，黑色代表VLSs。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.4.用VLSs对小鼠进行免疫接种引发免疫信号传导的差异 我们对VLSs与免疫系统之间的相互作用的研究表明，无论VLS中包裹的mRNA编码GFP还是S1蛋白，它都在局部组织中动态表达（补充图4），类似于mRNA疫苗的报告。有趣的是，VLS组小鼠局部组织中S1抗原与DCs或巨噬细胞的共定位率大于mRNA或单独蛋白组小鼠（图4a和补充图5a,b）。在初次免疫后3-7天，VLS组小鼠脾脏中CD86+ DCs与CD83+ DCs的比率，这表明由Toll样受体（TLR）信号刺激的DCs的成熟度，大于mRNA或蛋白组小鼠（图4b）。 脾脏中特定CD4+与CD8+记忆T细胞的比率在增强型VLS组以及接受用VLS预处理的DCs组中也大于其他两组（图4c,d），这表明VLSs通过S1蛋白特异性结合到DC-SIGN受体与小鼠DCs的相互作用，随后mRNA的有效表达增强了DCs的活化效率，随后激活T细胞是显著的。进一步的抗体测量显示，在注射后第21天，接受用VLS预处理的DCs的小鼠的抗体滴度大于接受用mRNA或蛋白疫苗预处理的DCs的小鼠（图4e）。在免疫后24至48小时，对接种实验VLS疫苗的小鼠局部组织中各种重要免疫分子的转录水平进行后续分析，发现与单独用mRNA或蛋白免疫的小鼠相比，与DCs和巨噬细胞活化直接相关的一些功能分子的表达增加，如CXCL10和MHCI（图4f）。CXCL10的千倍增加表明，由VLSs激活的DCs可以被分类为cDCs21。进一步对接种免疫的小鼠脾脏中收集的淋巴细胞在免疫后不同时间点进行的京都基因与基因组百科全书（Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes）同源转录组分析显示，与mRNA和蛋白组相比，VLS组显示出特征性的动态轮廓（图4g）。所有转录轮廓的变化表明，接种VLSs和mRNA或蛋白的个体宿主免疫反应存在差异。 图4 | VLSs在小鼠中诱导了先天免疫反应。a，代表性共定位率显示，与肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的小鼠相比，在24小时和48小时后S1表达与DCs/巨噬细胞在肌肉中的情况。b，小鼠在免疫后3天和7天，脾脏中CD86+与CD83+ DCs的比率，这些小鼠接受了VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的免疫。c，d，在接受加强和DC处理的输血VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs后，特异性记忆T细胞（c）和活化T细胞（d）中带有CD8标记分子的比率。e，在不同处理组DCs输血后第21天的小鼠抗体滴度。f，小鼠肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs后24小时和48小时，与炎症和先天免疫反应相关的主要基因表达谱。g，在初次免疫后7天、14天和28天以及加强免疫后21天，与免疫调节的激活或分化、细胞过程、信号转导和炎症相关的主要基因表达谱的淋巴结。颜色条代表与LNP组数值相比的log2（倍数变化）。颜色越红，基因转录水平上调越明显。组织中炎症细胞因子的相对表达水平通过比较Ct（ΔΔCt）法归一化至空白对照组（LNP）的水平。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.5.VLSs在小鼠中引发更强的免疫反应 基于对我们的VLS疫苗和当前在人群中使用的mRNA疫苗（III期临床试验）（18岁以上）（补充图6）的分析差异，我们的免疫学数据表明，与mRNA或蛋白疫苗中mRNA和蛋白含量相等的VLSs在接种的BALB/c小鼠中引发强大的免疫反应，接种后对Omicron株S抗原的结合抗体水平远高于单独接种mRNA或蛋白的小鼠；高水平维持了八个月以上（图5a），并且小鼠对武汉、Beta和Delta株的S抗原表现出明显的反应性，水平略低（图5b）。使用假病毒和真病毒同步检测变异株的中和抗体也显示了类似的结果（图5c），其中对变异株的中和抗体达到了高于1:103的水平，这在先前对动物和人类的免疫保护研究中被确认为有效。对武汉、Omicron和XBB.1株的RBD的抗体水平在VLS组中大于其他两组（图5d）。与其他两组相比，接种VLS后，尤其是加强免疫后，VLS组小鼠在上呼吸道和血清中分泌的IgA水平增加（图5e）。此外，比较VLS组和mRNA组小鼠淋巴结中活化B细胞的比率表明，VLS组中活化B细胞的比率大于mRNA组（图5f）。重要的是，针对IFNγ和白介素-4（IL-4）的ELISpot检测显示，在免疫后第90天，VLS组的T细胞反应比mRNA和蛋白组更强烈（图5g）。由于观察到IL-4反应的明显加强，同时对这些小鼠的血清中的多种细胞因子进行了检测，结果表明VLS组的大多数细胞因子水平低于mRNA或蛋白组（图5h）。所有数据表明，VLSs引发的免疫反应应与基于VLSs对先天免疫的已知激活效应的mRNAs或蛋白质引发的免疫反应不同。 图5 | VLSs在小鼠中诱导了适应性免疫反应。a,b, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron（a）和野生型（WT）、Beta和Delta（b）株的SARS-CoV-2特异性抗体滴度。样本在初次注射后的第35、49、120、180和240天获取。c, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron真实病毒株BA.5和假病毒的中和抗体（NAb）滴度。d, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron株、XBB.1株和WT株RBD的IgG抗体滴度。e, 由VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs在小鼠中诱导产生的针对Omicron株刺突蛋白的IgA抗体滴度，在免疫后的第21和49天在小鼠BALF（支气管肺泡灌洗液）和血清中。f, 观察到的经VLS和mRNA疫苗处理的小鼠淋巴结中的活化B细胞。g, 在初次免疫后第49天，经肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的小鼠的IFNγ和IL-4的ELISpot反应。橙色框架代表包裹5、10、20和40μg S1 mRNA的LNPs，从浅到深；蓝色边框代表5、10、20和30μg S1肽；蓝色边框中的橙色框架从浅到深代表不同剂量的RNA和肽的不同组合的LNPs。SFC，形成斑点的细胞。h, 加强免疫后第28天，用VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs免疫的小鼠血清中的细胞因子。所有测定值都通过减去空白小鼠血清中检测到的值来计算。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 2.6.VLSs在ACE+/+小鼠中引发的有效免疫保护 在我们的病毒挑战测试中，涉及ACE+/+小鼠和仓鼠（补充图7），结果表明VLSs完全保护了挑战的小鼠免受Omicron BA.5株、XBB.1和武汉株的侵害，因为没有观察到症状（扩展数据表2）。在感染期间，在小鼠的各个器官中检测到很少或没有病毒复制（图6a,b和补充图8-10），并且没有检测到组织病理学变化（扩展数据表3）。值得注意的是，在与VLS阴性小鼠相比，用XBB.1挑战的VLS免疫小鼠的主要器官中没有检测到活病毒（图6c）。此外，对BA.5挑战的小鼠的淋巴细胞在第3天进行了转录组分析。结果表明，与功能反应相关的差异表达基因与免疫系统在VLS组明显不同于其他两组（图6d）。B细胞、CD4+细胞和CD8+细胞的分类表明，更多的DEGs百分比集中在CD4+细胞和B细胞群体中（图6d）。这些基因主要是与淋巴细胞增殖相关的转录调节分子。结合ACE+/+小鼠VLS组中出色的免疫保护效果，这种独特的转录组轮廓表明，通过VLSs与DCs的稳健结合，通过系统激活DCs在VLS刺激下基于不同信号的整合效应引发的免疫学结果。 图6 | VLSs对C57-hACE+/+小鼠中Omicron BA.5和XBB.1株挑战的影响。a, 在Omicron BA.5株感染后，通过RT-qPCR测定了肌肉注射VLS、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的hACE+/+小鼠在肺、大脑和脊髓中的病毒载量。b,c, 在Omicron XBB.1株感染后，通过RT-qPCR测定了肌肉注射VLS和LNPs的hACE+/+小鼠在大脑、肺、淋巴、气管和脊髓中的病毒载量（b），并通过病毒斑点形成测定了病毒滴度（c）。基线是根据未感染的阴性小鼠中检测到的值定义的。FFU，聚焦形成单位；dpi，感染后天数。d, 在Omicron BA.5株感染后3天，从小鼠肌肉注射VLSs、包裹S1肽的LNPs或包裹S1 mRNA的LNPs的淋巴结组织中分离的CD8+ T、CD4+ T和B细胞的激活或分化相关的显著差异表达基因。颜色条代表与LNP组相比的log2（倍数变化）。颜色越红，表示基因转录水平上调越明显。数据以三个独立实验（n=3）的平均值±标准差表示。显著性差异通过单因素方差分析（ANOVA）和Tukey的事后检验确定。 3.讨论 在过去几年的COVID-19大流行期间，mRNA疫苗为我们提供了新的疫苗研究技术和疫苗设计和开发的新思路。这种技术方法诱导了对传染因子的生物学模仿，并为下一代COVID-19疫苗的开发提供了新的可能性。基于这一进展，我们的工作建立了一个改进的脂质系统，扩大了抗原携带能力，包括mRNA和蛋白。这个系统依赖于由两种阳离子脂质、一种中心磷脂和一种聚-PEG分子组装成的专门脂质颗粒的结构，该结构由mRNA和病毒蛋白组成。这种脂质系统能够有效地包裹编码S1抗原的mRNA，并在其表面携带S1蛋白。此外，我们的结果揭示了表面S1蛋白能够与ACE2/DC-SIGN受体结合，促进mRNA进入细胞并增加抗原表达，除了通过LNP融合到细胞膜的表达之外。因此，我们进一步表明，VLS表面S1蛋白在引导mRNA/LNPs靶向DCs和巨噬细胞方面发挥重要作用，这导致免疫系统对抗原的摄取显著增加。对这些细胞的转录概况的进一步分析表明，VLS能够以平衡的方式激发多种免疫调节因子和炎症介质的表达的一般趋势与mRNA/LNPs不同，这表明了VLS作为疫苗免疫原的重要性。这种设计通过体内免疫学分析进一步得到验证；我们观察到在接种VLS的个体的局部组织中，S1抗原与DCs或巨噬细胞的共定位程度更高，以及在接种VLS的个体的淋巴器官中活化DCs群体的百分比更高，与接种mRNA/LNPs的个体相比。进一步使用体外用VLS预处理的DCs的BALB/c小鼠进行的调查揭示了VLS组中活化T细胞的比例比mRNA疫苗组更高。重要的是，接种VLS的小鼠表现出比接种mRNA/LNPs的小鼠更强烈的抗体反应和更强的细胞毒性T淋巴细胞反应。有趣的是，检测到了从上呼吸道和血清中分泌的特异性IgA。基于进一步的保护性动物测试，我们发现这种增强的免疫力为对抗Omicron BA.5、XBB.1或武汉株提供了更有效的保护。进一步的调查揭示了在VLS组的ACE+/+小鼠在挑战时CD4+细胞群体中大多数基因的系统上调和B细胞和CD8+细胞群体中50%以上基因的上调的差异。这些发现表明，接种VLS的小鼠具有特征性的系统性免疫反应，可能因为来自先天免疫系统的多种信号的综合效应。这些数据支持我们的推测，即VLSs能够与各种细胞相互作用，这不仅导致mRNA的内源性抗原蛋白表达和细胞内TLRs26识别的mRNA分子，而且还有DCs的不同亚群的质膜中的其他TLRs27识别外源性S1蛋白，类似于与DC-SIGN或ACE2的结合。此外，通过脂质融合转染VLSs的上皮细胞的抗原趋化效应使DCs激活以摄取抗原并产生一定的抗原信号。在VLS免疫期间引发的这些事件可能导致不同亚群的DCs和巨噬细胞对T细胞和B细胞的抗原交叉呈递，并可能导致对VLS免疫的强烈免疫反应（扩展数据图1）。因此，我们假设基于在DCs和巨噬细胞中特异性诱导mRNA表达的策略可能有助于开发病毒样疫苗候选物，使其能够引发综合免疫反应，以提供比当前COVID-19 mRNA疫苗更有效的针对病毒变种的保护。 然而，这项研究缺乏足够的数据来解释VLSs的物理化学结构以及它们与细胞（特别是DCs或巨噬细胞）的相互作用机制、在这些细胞中引发的信号以及VLS免疫个体的系统免疫学过程，这值得进一步深入研究。 4.方法 4.1.伦理声明 四周至五周龄的K18-hACE2 C57BL/6小鼠（人类ACE2基因敲入C57BL/6小鼠）由Cyagen Biosciences提供（动物许可证号码SCXK (Su) 2022-0016）。BALB/c小鼠和七至八周龄的金黄仓鼠从Vital River购买（动物许可证号码SCXK (Jing) 2021-0006和SCXK (Jing) 2021-0011）。所有动物都在特定病原体自由的隔离设施中饲养（实验室许可证号码SYXK (Lu) 2020-0019）。实验动物的照顾和使用遵循“3R”原则和动物福利指南。动物实验过程及与动物相关的护理和福利已经山东威高利彤生物制品有限公司的动物实验伦理委员会审查和批准（批准号码LACUC-RD3-2022-006）。 4.2.细胞系 HEK-293T和16HBE细胞在含有10%胎牛血清（FBS；HyClone，GE Healthcare）、100 U/ml青霉素和100 mg/ml链霉素的Dulbecco改良Eagle培养基（DMEM，Thermo Fisher Scientific）中培养。JASWII树突状细胞在含有20% FBS和5 ng/ml小鼠粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（HY-P7361，MCE）的MEM Alpha（Thermo Fisher Scientific）中培养。RAW264.7细胞在含有10% FBS的最小Eagle培养基（MEM；Thermo Fisher Scientific）中培养。THP-1细胞在含有10% FBS和0.05 mM β-巯基乙醇（M917637，Macklin）的RPMI 1640（Thermo Fisher Scientific）中培养。所有细胞均从ATCC购买，并在37℃、5% CO2条件下维持。 4.3.病毒 新型冠状病Omicron BA.5株（H株）于2022年12月从COVID-19患者中分离出来。完整的基因组序列已上传至NCBI GenBank（OQ179919.1）。新型冠状病KMS-2株（武汉）于2020年2月从云南省传染病医院的COVID-19患者中分离出来。 4.4.动物实验设计 C57BL/6-ACE2（BALB/c或金黄仓鼠）小鼠被随机分为五组（补充图7）。 扩展数据图7| 推测的VLS疫苗与宿主免疫系统相互作用并引发小鼠免疫反应的机制。➀ 注射的VLS疫苗被上皮细胞内吞。从内体逃逸并进入细胞质后，mRNA在核糖体中被翻译成蛋白质。翻译后的抗原蛋白可分泌到细胞外空间。DCs和巨噬细胞可被VLS引起的局部炎症所吸引。分泌的抗原和VLS疫苗表面的抗原均可被招募的DCs和巨噬细胞摄取，随后激活并呈递给Tfh/Th1和B细胞。➁ 注射的VLS疫苗通过S1蛋白特异性结合DC-SIGN或ACE2受体介导，被DCs和巨噬细胞内吞。传递的mRNA被翻译成内源性抗原，可激活DCs和巨噬细胞。这些激活的免疫细胞能够将抗原呈递给Tfh/Th1和B细胞，以激活特异性免疫反应和B细胞的特异性增殖，产生抗体反应，同时引发特异性CTL反应。➂ VLS疫苗表面的S1蛋白抗原作为外源性抗原，被DCs和巨噬细胞识别和内吞，随后激活并呈递给Tfh/Th1和B细胞。这些途径的所有抗原信号都能激活并增强特异性免疫反应。 在A组（免疫实验组，n=35），C57BL/6-hACE2小鼠被分为四组：对照组、VLS组、mRNA组和肽组。VLS包含20μg mRNA和10μg蛋白；mRNA组小鼠接种20μg mRNA，肽组小鼠接种10μg蛋白。所有小鼠在初次免疫后的第21天进行加强免疫。在初次免疫后的24、48和72小时，从免疫部位获取组织，进行qRT-PCR测量细胞因子表达的免疫荧光检测。此外，在初次免疫后的3、7和14天以及加强免疫后的28天，从淋巴结中分离出B细胞、CD4+ T细胞和CD8+ T细胞，进行转录组测序。 在B组（免疫实验组，n=36），C57BL/6-hACE2小鼠被分为三组：对照组、VLS组和mRNA组。用于探索mRNA分子与传递系统的组织部位的mRNA。在肌肉注射后的第1、3、5和7天收集心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺、大脑和淋巴结，进行组织免疫荧光检测。 在C组（免疫实验组，n=72），BALB/c小鼠被分为12组：N1-N12。N1-N4为mRNA疫苗组，N5-N8为VLS疫苗组，N9-N12为肽疫苗组。N1-N4分别包含5、10、20和40μg mRNA。N5-N8包含5μg mRNA和5μg肽、10μg mRNA和5μg肽、10μg mRNA和10μg肽、20μg mRNA和10μg肽。N9-N12分别包含5μg、10μg、20μg和30μg肽。所有小鼠在初次免疫后的第21天进行加强免疫。在免疫后的第35、49、120、180和240天，从尾静脉采集血液样本进行抗体检测。加强免疫后的第28天，收集血液进行中和抗体和结合抗体测试，脾脏进行淋巴细胞分离和ELISpot检测。同时，比较SARS-CoV-2疫苗的免疫滴度。 在D组（免疫保护实验组；C57BL/6-hACE2，n=75；金黄仓鼠，n=40），加强免疫后的第28天，对照组、VLS组、mRNA组和肽组小鼠分别通过鼻内途径用SARS-CoV-2 Omicron BA.5（10^4.5 50%细胞培养感染剂量（CCID50））、SARS-CoV-2野生型（10^4 CCID50）或SARS-CoV-2 Omicron XBB.1（10^4.5 CCID50）进行挑战。在病毒感染后的第3、5和7天收集心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺、气管、大脑、脊髓、淋巴结和性器官，进行病毒载量定量。同时，在挑战后第3天，从C57BL/6-hACE2小鼠的淋巴结中分离出B细胞、CD4+ T细胞和CD8+ T细胞，进行转录组测序。 在E组（输血实验，n=27），DCs用LNPs-肽、LNPs-mRNA和VLSs处理12小时。体外处理的DCs（每只小鼠3×10^5个细胞）通过尾静脉输注到小鼠体内。在移植后的第3和5天获取脾脏和腹股沟淋巴结，进行流式细胞术和qRT-PCR。输血后21天测量抗体滴度。上述动物挑战实验由武汉生物制品研究所委托进行。 4.5.LNP传递系统的合成和配方 根据((2-(2-羟乙氧基)乙基)氮杂二基)双(己烷-6,1-二基)双(2-己基癸酸酯)、1,2-二油酰-3-三甲基铵丙烷、1,2-二油酰-磷脂酰胆碱和甲氧基聚(乙二醇)-N-十四烷基十四酰胺-1-2k的分子量，分别在绝对乙醇（优级试剂）中溶解至20%、10%、20%和10%的分子浓度。所有四个组分以30.68:6.84:15.2:1的摩尔比在乙醇中混合，以准备LNP传递系统。mRNA根据请求比例在20 mM醋酸钠、2.5 mM KCl和0.1%海藻糖的缓冲液中稀释。通过NanoAssemblr Ignite+ LNPs（Precision Nanosystems）将空白LNPs与mRNA以1:3的重量比混合制备LNP-mRNA。脂质颗粒进一步通过Zetasizer Ultra光谱仪进行表征。 4.6.SARS-CoV-2 S1 mRNA的合成 通过PCR技术将SARS-CoV-2的S1序列扩增并插入到PVAX载体中。将黄热病病毒的5′-非翻译区（UTR）扩增并插入到Kozak序列之前，将人类线粒体核糖体的3′-UTR扩增并插入到S1序列之后，作为S1序列的5′-UTR和3′-UTR。构建的质粒用BamHI（目录号R0136V，NEB）在37℃下线性化3小时进行体外转录反应。通过体外转录反应（HiScribe T7 ARCA mRNA Kit，目录号E2060S，NEB）合成N1mψ修饰的S1 mRNA。反应混合物用DNase I处理，并使用氯化锂沉淀进行纯化。 4.7.VLS疫苗的制备 通过将LNP-mRNA和肽添加到缓冲液（0.1%海藻糖和3.5%葡萄糖）中，在室温下以30 r.p.m.混合30分钟，然后在4℃旋转混合10 r.p.m.过夜。VLS疫苗进一步通过Zetasizer Ultra光谱仪进行表征。 4.8.LNP转染的mRNA和VLS细胞 然后，将0.5、1、2、5和10μg的mRNA通过LNP传递系统转染到293T细胞中，并在转染后24小时进行西方印迹检测。同时，将mRNA和VLSs转染到16HBE、JASWII DCs、THP-1细胞和RAW264.7细胞中，在24小时后进行西方印迹分析和qRT-PCR测量。 4.9.共免疫沉淀 向LNP包裹的mRNA和VLS疫苗（VLS疫苗装载了BA.1 S1蛋白或N蛋白）中加入抗S1和抗N抗体。然后，加入50μl的磁性珠（BeaverBeads Protein A Matrix Antibody Purification Kit，目录号20102，苏州）并孵育30分钟，在室温下30 r.p.m.。接下来，在磁场中吸附含磁性珠的样品2-3分钟，室温下，上清液用于mRNA和蛋白含量测量。然后，用洗涤缓冲液洗涤珠，加入洗脱缓冲液进行洗脱，并通过qRT-PCR和ELISA测量mRNA和蛋白含量。 4.10.qRT-PCR 通过qRT-PCR测量VLS和mRNA疫苗中的mRNA含量。根据指南，引物的结合位点设计在SARS-CoV-2 S1基因区域，S1基因的一部分构建在pUC57质粒中。体外转录的mRNA用作标准样品。引物为F：TGGATCTGGAGGGAAAGCAGGCAACT和R：CCGATTGGCAGATCCACCAGAGGTTC，TaqMan探针（Sangon Biotech）的序列为5′-6FAM-ATGGCTACTTCAAGATCTATAGCAAGC-TAMRA-3′。通过绝对定量的qPCR确定组织中的病毒载量。根据世界卫生组织的指南，引物的结合位点设计在SARS-CoV-2 N基因区域，N基因构建在pUC57质粒上。引物为F：GAATGGCTGGCAATGGCGGTGATGCT和R：TTGTTGGCCTTTACCAGACATTTTGCT，TaqMan探针（Sangon Biotech）的序列为5′-6FAM-TTGCTGCTGCTTGACAGATT-TAMRA-3′。使用RNAiso Plus（T9108，Takara）从组织中提取病毒基因组RNA，使用一步PrimeScript RT-PCR试剂盒（Perfect Real Time）（TaKaRa，代码RR064A）进行反应。 组织和细胞中细胞因子的相对表达，使用RNAiso Plus（T9108，Takara）提取总RNA。基因表达以与LNP注射的小鼠或未感染病毒的细胞中的水平的倍数变化（2−∆∆Ct）表示，这些水平用于校准。使用一步SYBR PrimeScript PLUS RT-PCR试剂盒（TakaRa，代码RR096A）进行反应。使用的具体引物列在扩展数据表4和5中。 4.11.免疫荧光和共聚焦显微镜 收集肌肉组织并立即在液氮中冷冻。组织切片嵌入OCT（Tissue-Tek OCT Compound 4583，Sakura）中，并在冰晶切片机上切成5μm厚（CM1850，Leica）。组织切片固定和用5% BSA封闭。检测病毒抗原时，切片依次用小鼠抗SARS-CoV-2 S抗体（Sino Biological，目录号40150-V08B1）和Alexa Fluor 647偶联的山羊抗小鼠IgG二抗（Invitrogen）孵育。使用抗CD11c抗体（Abcam，目录号ab33483-N418）检测DCs，使用抗F4/80抗体（Zhengneng，目录号263101-31B1），Alexa Fluor 488偶联的山羊抗兔IgG二抗和647偶联的山羊抗小鼠IgG二抗（Invitrogen）检测巨噬细胞。所有细胞核均使用4,6-二氨二苯吲哚检测，并使用共聚焦显微镜（TCS SP2，Leica）分析。 4.12.病毒滴定 病毒滴度通过斑点测定法确定，按照标准协议进行，如前所述。简而言之，病毒经过梯度稀释并加入六孔板。羧甲基纤维素用作液体覆盖的基质，结晶紫用作染色以增强斑点可视化，细胞在37℃、5% CO2条件下培养7天。 4.13.中和试验 简而言之，血清在56℃下灭活30分钟，连续稀释1:4，并与病毒以100倍CCID50/100μl的滴度混合，在37℃下孵育2小时。混合物加入六孔板，并使用羧甲基纤维素作为基质，结晶紫用作染色以在37℃、5% CO2条件下培养后增强斑点可视化。同时，测量假病毒的血清中和滴度，50%抑制稀释（EC50）定义为血清稀释度，与病毒对照孔（病毒+细胞）相比，相对光单位减少了50%，减去只有细胞的对照组的背景相对光单位。简而言之，假病毒（Acro，目录号PSSO-HLC016）与测试样品的连续稀释1:64在37℃下孵育1小时，与病毒对照和细胞对照孔一起。然后，将293T-ACE2细胞加入每个孔中。在37℃、5% CO2环境中孵育48小时后，测量发光。 4.14.IFNγ特异性和IL-4特异性ELISpot检测 对于ELISpot检测，根据制造商的协议使用小鼠IFNγ和IL-4 ELISpot试剂盒（Mabtech）。简而言之，用脾淋巴细胞接种板，然后加入3μg的刺激物（XBB Spike RBD蛋白，目录号40592-V08H144，Sino Biological；B.1.1.529 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522e，Acro；BA.4/BA.5 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522R，Acro；BA.2.12.1 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522q，Acro；BQ.1.1 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C5240，Acro；BA.2.75.2 Spike RBD蛋白，目录号SPD-C522z，Acro），然后将细胞加入并37℃孵育30小时。接下来，去除细胞和培养基，显色发展。使用ELISpot阅读器（Mabtech）计数有色斑点。 4.15.从小鼠淋巴结中分离B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞 在无菌条件下分离淋巴结并轻轻研磨，将淋巴细胞分离成悬浮液。使用MajoSort小鼠CD19纳米珠（目录号SPD-C522R，Acro 480002，BioLegend）富集B细胞，使用EasySep小鼠CD4+ T细胞分离试剂盒（目录号SPD-C522R，Acro 19852A，Stemcell）富集CD4+ T细胞，使用EasySep小鼠CD8a+选择试剂盒（目录号SPD-C522R，Acro 18953，Stemcell）富集CD8+ T细胞。 4.16.B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞的转录组分析 通过淋巴结分离B细胞、CD4+ T细胞和CD8a+ T细胞。使用TRIzol（目录号DP421，天根）提取总RNA。使用NanoDrop系统和Bioanalyzer评估RNA数量和完整性，并根据Illumina的说明准备样品并测序（Gene Denovo Biotechnology）。在京都基因与基因组百科全书分析中，选择表达变化2倍或更大的基因在P < 0.05，并按功能类别进行分组。所有转录组测序结果已上传至GSA；提交的指定访问号码为CRA010542。 4.17.酶联免疫吸附试验（ELISA） 使用SARS-CoV-2 Spike Protein ELISA Kit（Acro，目录号RAS-A039）定量S1抗原，并使用SARS-CoV-2 (2019-nCoV) Nucleoprotein ELISA Kit（Jiya Biotechnology）定量核蛋白。使用SARS-CoV-2 RBD (Wild-Type) Antibody (IgG) Detection Kits（Vazyme，目录号DD3201-01）、SARS-CoV-2 RBD (Omicron BA.4/5) Antibody (IgG) Detection Kits（Vazyme，目录号DD3214-01，中国）和Mouse Anti-2019-nCoV (S) IgA Elisa Kits（FineTest，目录号1906）进行S1-RBD IgG检测。使用Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.1.529) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T061）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T045）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.351) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T084）、Mouse Anti-SARS-CoV-2 (B.1.617.2) Antibody IgG Titer Serologic Assay Kit (Spike S1)（Acro，目录号RAS-T086）进行S1抗体检测。光密度值至少比阴性对照高2.1倍的血清样本被视为阳性。终点滴度定义为产生阳性光密度值的最高血清稀释度。几何平均滴度计算为每组阳性血清样本的终点滴度的几何平均值。 4.18.西方印迹法 蛋白质通过12% SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE）分离，并转移到聚偏二氟乙烯（PVDF）膜上。膜用5%牛血清白蛋白-三羟甲基氨基甲烷缓冲液与Tween-20（Sigma-Aldrich）封闭，并与抗SARS-CoV-2 S1抗体（MHC0102，云南乐鹏科技）、抗ACE2抗体（Abcam，目录号ab15348）和抗DC-SIGN抗体（Santa Cruz Biotechnology，目录号sc-74589）孵育2小时；洗涤三次，然后用辣根过氧化物酶（HRP）标记的山羊抗小鼠IgG（H+L）（Sigma）孵育1小时。最后，PVDF膜洗涤三次，用ECL超敏化学发光试剂（NCM Biotech，目录号P10100）覆盖，并在Bio-Rad凝胶成像仪上曝光和显色。 4.19.SDS-PAGE的银染 用试剂盒（Fast Silver Stain Kit，目录号P0017S，Beyotime）对制备的SDS-PAGE凝胶进行银染。SDS-PAGE凝胶的银染分为十个步骤：固定、用30%乙醇洗涤、水洗、增感、水洗、银染、水洗、显色、终止和水洗。 4.20.流式细胞术分析 在疫苗初次和加强免疫后的第3天和第7天收集淋巴结和脾脏，并分离淋巴细胞。用于检测DC激活表面标记的流标抗体为PE/Cy5-CD45（目录号MA5-38732，Thermo Fisher）、PE/Cy7-CD11c（目录号A15849，Thermo Fisher）、FITC-CD80（目录号A14722，Thermo Fisher）、APC-CD83（目录号ab234119，Abcam）和PE-CD86（目录号12-0862-82，Thermo Fisher）。用于检测特定T细胞表面标记的流标抗体为BV421-CD44（目录号103019，BioLegend）、APC-CD25（目录号102011，BioLegend）、PE/Cy5-CD3（目录号100205，BioLegend）、FITC-CD4（目录号100405，BioLegend）、APC/Cy7-CD8（目录号100713，BioLegend）和PE-Tetramer（Helixgen COVID-19 MHC-I Tetramer）。用于检测活化B细胞表面标记的流标抗体为FITC-CD19（目录号115505，BioLegend）、PerCp/Cy5.5-GL7（目录号144609，BioLegend）和PE-S1（Expedeon，目录号336-005）。细胞在4℃下染色30分钟，流式细胞分析（LSR Fortessa，BD）前洗涤两次。 4.21.Luminex分析 根据制造商的说明进行Bio-Plex Mouse 23-Plex Panel试剂盒（目录号M60009RDPD）检测。简而言之，通过将重组标准品连续稀释，生成了从1.6到10,000 pg/ml的标准曲线。通过向每个孔中移液200μl的检测缓冲液来阻断滤板。10分钟后，通过真空吸引弃去检测缓冲液，向指定的样品孔中加入25μl的检测稀释液，向标准品孔中加入RPMI 1640 with GlutaMAX（Gibco）。然后，向相应的孔中加入标准品或样品，以及25μl的抗体包被的荧光珠子。生物素标记的二抗和链亲和素-荧光素标记的抗体随后通过交替孵育和洗涤步骤加入到孔中。然后，向孔中加入100μl的鞘液，立即使用Bio-Plex阵列阅读器在高和低RP1目标上使用五参数逻辑回归曲线进行读取。 4.22.统计分析和可重复性 对于西方印迹和电子显微镜、免疫荧光检测至少重复两次；对于ELISA，定量分析至少重复三次。所有数据表示为均值±标准误差。组间显著性差异通过GraphPad Prism进行分析。统计显著性设为P < 0.05。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 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摘要：复制缺陷型腺病毒（Ad）载体因其具有高转导效率、相对较大的转基因容量和高滴度生产等高度优越的性质，在基因治疗研究和基因功能分析的基本研究中被广泛用作基因传递载体。此外，Ad载体能够诱导适度水平的先天免疫，并且具有相对较高的热稳定性，使它们成为潜在疫苗载体的非常吸引人的选择。因此，预计Ad载体将用于预防传染病的疫苗，包括埃博拉病毒病和获得性免疫缺陷综合症（AIDS）。目前，人们非常关注Ad载体疫苗用于2019年冠状病毒病（COVID-19）的潜在用途。在这篇综述中，我们描述了Ad载体的基本特性，Ad载体诱导的先天免疫以及对Ad载体产生的转基因产物的免疫反应。我们还讨论了开发能够克服传统Ad载体疫苗缺点的新型Ad载体，以及Ad载体疫苗在几种传染病的临床应用。 1.引言 2019年冠状病毒病（COVID-19）以及引起该病的严重急性呼吸综合征冠状病毒2（SARS-CoV-2）提醒我们，传染病仍然是对人类构成重大全球威胁的疾病。疫苗是对抗各种病原体的强大工具，可以预防传染病的感染和进展。传统疫苗通常由灭活或减毒的病原体以及来源于病原体的蛋白质组成。传统疫苗模拟病原体感染，导致对病原体衍生蛋白质的免疫反应的诱导。尽管传统疫苗已成功用于诱导对许多传染病的持久保护性免疫，但传统疫苗开发不是应对由大部分未知病原体引起的新兴传染病爆发的合适方法。传统疫苗的开发需要很长时间，通常超过10年。为了应对新兴传染病的爆发，疫苗的高效快速生产是不可或缺的。此外，经常会产生能够逃脱疫苗效果的病原体突变株。减毒活疫苗具有恢复毒力的潜在风险。灭活病毒疫苗并不总是能引起保护效果。病原体的培养和传播对于生产减毒或灭活疫苗是不可或缺的，但这些过程通常伴随着许多困难，包括对高生物安全水平设施和大规模生产的要求。为了克服这些障碍，迫切需要新的疫苗方法或平台。 由编码病原体蛋白质的DNA或mRNA组成的新型疫苗预计将越来越多地用于应对新兴传染病，因为当新兴感染性疾病爆发时，可以通过在现有平台上替换编码病原体蛋白质的DNA或mRNA，快速生产基于DNA和mRNA的疫苗。基于DNA和mRNA的疫苗在给药后将编码病原体蛋白质的DNA或mRNA传递到细胞中，导致细胞内病原体蛋白质的生产和对这些蛋白质的相应免疫反应的诱导。由于DNA和mRNA是非常大且高度带负电的分子，因此需要药物递送系统（DDS）进行高效疫苗接种。在用于疫苗的各种DDS中，基于腺病毒（Ad）载体的疫苗具有高转导效率和高滴度生产等特性，使它们成为应对新兴传染病的潜在疫苗载体。在这篇综述中，我们描述了针对新兴传染病的基于Ad载体的疫苗。 2.腺病毒载体的基本特性  腺病毒（Ads）是不包膜病毒，包含一个35-36 kb的线性双链DNA基因组，位于一个直径为70-90 nm的二十面体病毒颗粒内（图1）。Ads从包括人类、小鼠、狗和非人灵长类在内的多种脊椎动物宿主中分离出来。已经鉴定出70多种人类Ads，并将它们分类为7个物种（A-G）。人类感染Ads会导致类似感冒的症状、咽喉痛、腹泻和呕吐。传统的Ad载体由C物种Ad血清型5（Ad5）组成。位于左侧反向末端重复序列（ITR）旁边的E1A基因对病毒复制至关重要，因为它是感染后转录的第一个病毒基因，并且E1A蛋白激活了病毒早期基因的转录。因此，删除E1A基因使Ad载体无法复制。除了E1A基因外，E3基因通常也从病毒基因组中删除，以扩大转基因插入的容量。E3基因对病毒复制是可有可无的。转基因表达盒插入到E1或E3删除区域。Ad载体可以在稳定表达Ad5 E1基因蛋白的HEK293细胞中扩增。 图1. 腺病毒载体疫苗的示意图。ITR，反向末端重复序列；pA，聚腺苷酸信号。 传统的Ad载体通过纤维结的结合识别柯萨奇病毒-腺病毒受体（CAR），这是一种免疫球蛋白超家族蛋白，介导同型细胞间的相互作用，形成紧密连接，作为感染受体（图2）。CAR在包括肝细胞、上皮细胞和心肌细胞在内的各种类型的细胞上表达。随后，五边形基座上的Arg-Gly-Asp（RGD）基序与avb3和avb5整合素之间发生相互作用，然后是网格蛋白介导的内吞作用。进入细胞后，内体酸化触发衣壳蛋白的构象变化，导致内体逃逸到细胞质中。在细胞质中，Ad病毒颗粒经历微管介导的逆行运输到核孔复合体。然后，Ad载体基因组被释放到核内部，导致转基因表达。 图2. 腺病毒载体疫苗的转导途径。CAR，柯萨奇病毒-腺病毒受体；NPC，核孔复合体。 除了CAR和av整合素外，已经证明肝素硫酸盐也是Ad载体的受体。凝血因子X（FX）特别与六角蛋白的高变区（HVRs）5和7结合，具有高亲和力。FX还结合到细胞表面的肝素硫酸盐上。FX作为Ad载体和肝素硫酸盐之间的桥梁。特别是当Ad载体通过血管内给药时，Ad六角蛋白、FX和肝素硫酸盐之间的相互作用在肝脏转导中起着至关重要的作用。肝脏是通过血管内给药后Ad载体转导的主要器官。超过90%的注射剂量在血管内给药后1小时内累积在肝脏中。 包括Ad血清型3、11、26和35在内的几种与Ad5不同的Ad血清型，识别CD46、桥粒蛋白和/或唾液酸作为感染受体。由于纤维结与这些感染受体结合，含有这些其他Ad血清型的纤维蛋白的Ad5载体和完全由其他Ad血清型组成的Ad载体通过与CD46、桥粒蛋白和/或唾液酸的相互作用介导转导。CD46、桥粒蛋白和唾液酸在各种类型的细胞上广泛表达。这些新型Ad载体是将基因传递到CAR阴性靶细胞的强大工具。 然而，这些感染受体与Ad载体诱导的疫苗接种之间的相互作用是否至关重要，仍有待完全理解。成熟的骨骼肌细胞是肌肉内疫苗接种后的主要靶细胞，它们的CAR表达较差。在骨骼肌中，CD46的表达水平已被证明低于其他组织。此外，感染受体的相互作用对于肌肉内给药后的Ad载体介导的疫苗接种来说并不是非常关键。当使用高剂量的Ad35载体肌肉内给药时，在仅在睾丸中表达小鼠CD46的野生型小鼠和广泛表达人类CD46的人CD46转基因小鼠之间，实现了相当的转基因表达和疫苗效果水平，这种表达模式与在人类中观察到的相似。如上所述，由于CAR主要位于形成紧密连接的基底外侧表面，因此在Ad载体通过鼻内或气管内给药后，CAR难以接触。CD46也是一种基底外侧蛋白。对Ad载体介导的疫苗接种中感染受体的参与进行进一步研究，可以为改进Ad载体疫苗提供重要线索。 3.Ad载体诱导的先天免疫  激活先天免疫对于激活适应性免疫至关重要。先天免疫诱导产生的炎症细胞因子和干扰素（IFNs）导致包括T细胞和B细胞在内的免疫细胞的激活，随后激活适应性免疫。传统疫苗通常含有能够通过刺激模式识别受体（PPRs）有效激活先天免疫的佐剂。Ad载体在没有佐剂的情况下适度激活先天免疫，因为Ad颗粒的成分被各种类型的PPRs识别，包括Toll样受体（TLRs）、视黄酸诱导基因-I（RIG-I）样受体和环状鸟苷腺苷合酶（cGAS），并起到佐剂的作用。另一方面，Ad载体并不会引起严重的先天免疫反应，如细胞因子风暴或转导细胞中的严重损害。Ad载体介导的先天免疫激活水平适当，可以在没有严重副作用的情况下激活对转基因产物的适应性免疫。以下PRR家族已被证明参与Ad载体诱导的先天免疫。 Toll样受体。TLRs是主要的PRR家族，由10个人类Toll样受体（TLR）成员和12个小鼠成员组成。每个TLR家族成员识别不同的配体。在TLR家族成员中，TLR9主要位于内体膜上，识别未甲基化的CpG基序含有DNA，在Ad载体颗粒被细胞内吞后，通过内体识别Ad载体基因组，导致激活NF-kB信号和干扰素调节因子（IRF）信号。TLR9主要表达在树突细胞（DCs）、NK细胞和巨噬细胞上。除TLR9外，TLR2和TLR4也被证明参与Ad载体诱导的先天免疫。TLR2主要表达在DCs、单核细胞和T细胞上，识别具有二酰基和三酰基甘油基团、蛋白质和多糖的分子。Ad载体介导的转基因产物特异性IgM、IgG2、IgG3和IgA在TLR2基因敲除（KO）小鼠中下调，尽管尚不清楚TLR2识别的Ad载体成分是什么。TLR4主要表达在DCs、单核细胞和T细胞上，识别各种损伤相关分子模式（DAMPs）。乳铁蛋白是TLR4的配体，与Ad载体的衣壳结合，通过TLR4激活先天免疫。在TLR4-KO小鼠中，转基因产物特异性IgG3水平低于野生型小鼠。除了TLR3外，所有TLR家族成员都需要MyD88，这是TLR信号转导的关键适配分子。在MyD88-KO小鼠中，转基因产物特异性抗体产生和细胞毒性T淋巴细胞（CTL）诱导在肌肉内接种Ad载体疫苗后减弱，表明TLR-MyD88信号在Ad载体介导的疫苗接种中非常重要。 cGAS。cGAS是一种位于细胞质中的PRR。Ad载体基因组在内体逃逸到细胞质后与并激活细胞质中的cGAS。cGAS在各种细胞中广泛表达。Ad载体基因组与cGAS的结合导致激活NF-kB信号和IRF信号。在cGAS-KO小鼠中，Ad载体诱导的炎症细胞因子产生和DCs上的活化标记表达水平大幅降低，但抗Ad抗体产生水平在野生型和cGAS-KO小鼠中相当。 RIG-I样受体。包括RIG-I和黑色素瘤分化相关基因-5（MDA5）在内的RIG-I样受体也位于细胞质中。RIG-I和MDA5在各种细胞中广泛表达，主要识别病原体来源的双链RNA，导致激活NF-KB和IRF信号。病毒相关RNA（VA-RNAs）被证明被RIG-I样受体识别。VA-RNAs是大约160-nt长的非编码RNA，不仅从野生型Ad基因组转录而来，也从复制缺陷型Ad载体基因组转录而来。在遗传缺乏线粒体抗病毒信号（MAVS）（也称为干扰素-b启动子刺激因子1（IPS-1））的小鼠原代细胞中，Ad载体介导的先天免疫激活显著低于野生型细胞。在MAVS-KO小鼠中，粘膜腔室的CTL诱导在Ad载体疫苗接种后减弱，尽管在用显示抗原表位的改良Ad载体免疫后，野生型和MAVS-KO小鼠之间的转基因产物特异性抗体产生水平相当。这些结果表明，RIG-I样受体途径对于Ad载体疫苗介导的粘膜腔室CTL诱导至关重要。 除了上述PRRs外，其他PRRs，包括黑色素瘤缺失2（AIM2）和NALP3，也被报道参与Ad载体诱导的先天免疫。如上所述，PRRs在Ad载体介导的疫苗效果中的参与非常复杂，并且高度依赖于给药途径、抗原类型、注射剂量和Ad载体类型（上述大多数研究是使用Ad5载体进行的）。需要进一步检查以充分理解PRRs在Ad载体介导的疫苗接种中的参与。 4.对Ad载体产生的转基因产物的免疫反应  Ad载体能够诱导针对转基因产物的特异性免疫反应，即不仅产生抗体，还产生细胞毒性T淋巴细胞（CTLs）。Ad载体表达的转基因产物被识别为非自身物质，并被免疫系统清除。在Ad载体给药后，转基因在非免疫细胞（例如，肌细胞、成纤维细胞）和/或免疫细胞（例如，树突细胞、巨噬细胞）中表达。当Ad载体疫苗在非免疫细胞中介导转基因表达时，转基因产物从细胞释放，随后被抗原呈递细胞（APCs）摄取，主要产生针对转基因产物的特异性抗体。Ad载体疫苗在给药后能够诱导产生各种亚型和亚类的转基因产物特异性抗体。此外，肌肉内给药的Ad载体疫苗不仅能够诱导系统性体液免疫，还能够在一定程度上诱导粘膜体液免疫，尽管已经证明粘膜给药的Ad载体疫苗比肌肉内给药更有效地诱导粘膜免疫。 当转基因在免疫细胞中表达时，抗原呈递发生在免疫细胞中，主要导致CTLs的产生。在静脉、肌肉内和鼻内给药后，发现单核细胞/巨噬细胞以及几种树突细胞亚群，如CD8a+树突细胞、langerin+皮肤树突细胞（dDCs）、浆细胞样树突细胞（pDCs）和炎症性树突细胞（inf DCs）中存在转基因表达。CTLs的诱导对于消除病原体感染的细胞至关重要。此外，肌肉内给药的Ad载体疫苗诱导了显示多功能性表型的CD8+ T细胞。Ad载体疫苗还介导抗原交叉呈递，即外源性抗原在APCs上的MHC I类分子上呈递，导致CTLs的产生。Quinn等人证明，在基础亮氨酸拉链ATF样转录因子3（BATF3）-KO小鼠中，Ad载体介导的系统性CTLs的诱导减弱。BATF3-KO小鼠缺乏CD8a+树突细胞和langerin+皮肤树突细胞（dDCs），这些细胞对于向CD8+ T细胞交叉呈递抗原至关重要。这些数据表明，转基因产物的交叉呈递对于Ad载体介导的系统性CTLs的诱导至关重要。 Ad载体疫苗不仅在系统性腔室中诱导强烈的CTL反应，也在粘膜腔室中诱导。这是Ad载体疫苗的一个吸引人的优势，因为病原体通常从粘膜腔室感染和侵入。Hemmi等人提出了以下机制来解释肌肉内给药后Ad载体疫苗介导的粘膜CTLs的诱导。首先，炎症性单核细胞在肌肉内给药Ad载体后被招募到肌肉中。然后，这些单核细胞摄取转基因产物，导致分化为inf DCs。inf DCs迁移到引流淋巴结（dLNs），随后诱导T辅助17（Th17）细胞。Th17细胞迁移到肠道粘膜，导致粘膜腔室中抗原特异性CTLs的增殖。此外，作为SARS-CoV-2疫苗平台的黑猩猩Ad基载体ChAdOx1，已被证明通过以下机制有效地激活粘膜相关恒定T（MAIT）细胞，这些是粘膜腔室中的先天淋巴细胞，在粘膜免疫中发挥重要作用。首先，ChAdOx1感染pDCs，导致pDCs中产生IFN-a。然后，pDCs产生的IFN-a激活单核细胞。最后，激活的单核细胞产生白细胞介素（IL）-18和肿瘤坏死因子（TNF）-a，导致MAIT细胞的激活和抗原特异性CTLs的诱导。然而，同一研究发现传统的Ad5载体未能感染pDCs。用Ad5载体处理的外周血单核细胞（PBMCs）产生的TNF-a低于ChAdOx1。 5.中和性抗Ad5抗体是传统Ad载体疫苗的最大障碍  由于自然感染Ad5，许多研究报告了成人中对Ad5的高血清流行率。实际上，超过80%的成人拥有抗Ad5抗体。中和性抗Ad5抗体显著抑制Ad载体的转导，通过抑制Ad载体与感染受体的结合以及促进Ad载体的蛋白酶体降解，导致疫苗效果水平低，即使Ad载体是局部（例如，肌肉内）给药。中和性抗Ad5抗体主要识别六角蛋白和纤维蛋白，尽管也检测到针对五边形基座的中和性抗Ad5抗体。为了规避中和性抗Ad5抗体介导的抑制，已经开发了由成人中血清流行率低的罕见Ad血清型组成的Ad载体，包括Ad血清型11、26、35和48，以及包含来自罕见Ad血清型的六角蛋白高变区（HVRs）的六角蛋白嵌合Ad载体。六角蛋白HVRs包含中和性抗Ad5抗体的表位。还开发了基于非人Ad的Ad载体，包括黑猩猩、大猩猩和犬Ad。尽管非人Ad载体通常存在实现高滴度生产的难题，但通过在几种非人Ad载体中用Ad5 E4基因替换E4基因，已经在HEK293细胞中实现了Ad载体的高滴度生产。这些新型Ad载体不仅可以规避由Ad5载体给药产生的中和性抗Ad5抗体，而且不太可能被初次疫苗接种时预先存在的中和性抗体所抑制。 为了规避中和性抗Ad5抗体介导的抑制，还报道了其他方法。涂覆聚乙二醇（PEG）的Ad载体可以通过阻断抗Ad5抗体与病毒颗粒的结合来逃避中和性抗Ad5抗体介导的抑制。还证明了脂质体包裹的Ad载体能够逃避中和性抗Ad5抗体。阳离子和阴离子脂质体都已用于包裹Ad载体。特别是，由于Ad载体具有负表面电荷，它们可以通过简单地将Ad载体和阳离子脂质体混合在一起，轻易地被阳离子脂质体包裹。此外，最近，报道了含有Ad颗粒的细胞外囊泡，如外泌体，尽管目前尚不清楚含有Ad载体的细胞外囊泡是否可以规避中和性抗Ad5抗体。PEG修饰和囊泡包裹的Ad载体都有可以重复给药的优势。 6.Ad载体疫苗的临床应用  人类免疫缺陷病毒（HIV）疫苗。由于迄今为止尚未开发出有效的HIV疫苗，因此一直在积极追求HIV的Ad载体疫苗。表达HIV-1 gag/pol/nef（每种HIV-1抗原的Ad载体1:1:1混合物）的Ad5载体疫苗在一项双盲、随机、安慰剂对照的临床试验中进行了测试。尽管这些Ad载体疫苗诱导了HIV-1特异性的CD8+和CD4+细胞反应，但发现疫苗组的HIV-1感染发病率高于对照组。此外，HIV获取的风险因素将包括接种组中预先存在的对Ad5的免疫。为了规避这种预先存在的抗Ad5免疫，基于Ad血清型26和黑猩猩Ad的HIV-1的Ad载体疫苗已在临床试验中进行了测试。 寨卡病毒疫苗。自2015年巴西爆发寨卡病毒以来，寨卡病毒疫苗的研发一直在积极进行中。为了针对寨卡病毒感染进行疫苗接种，将编码膜蛋白和包膜蛋白的基因纳入了Ad载体基因组。基于Ad血清型26的载体疫苗在临床试验中无严重副作用地引发了高水平的抗寨卡病毒中和抗体。 流感病毒疫苗。尽管传统的流感病毒疫苗（包括减毒活病毒疫苗、灭活病毒疫苗和分裂病毒疫苗）广泛可用，但这些疫苗的免疫效率相对较低。此外，传统流感病毒疫苗具有株特异性，覆盖范围非常有限。由于全球关注包括禽流感病毒在内的新兴流感病毒可能引发大流行，因此正在开发一种新的流感病毒疫苗平台。一个表达血凝素（HA）的复制缺陷型Ad5载体和表达核蛋白（NP）和基质蛋白-1（M1）的黑猩猩Ad基载体（ChAdOx1）已在临床试验中进行了测试。此外，一个在E3区域含有HA蛋白表达盒的复制型Ad血清型4（Ad4）显示出延长的系统性和粘膜免疫。复制型Ad4已作为针对Ad4呼吸道疾病的疫苗口服给药给超过1000万人，并显示出没有严重副作用。不仅复制缺陷型而且复制型Ad将是一个有前景的Ad载体疫苗平台。 埃博拉病毒疫苗。埃博拉病毒病会引起严重症状，包括高烧、头痛和腹泻，并且死亡率很高。埃博拉病毒于1976年首次被发现，自发现以来，在非洲发生了几次埃博拉病毒感染的爆发。由于很少有抗埃博拉病毒药物获得批准（一个例外是Inmazeb，由三种单克隆抗体混合而成，于2020年被食品和药物管理局（FDA）批准为抗埃博拉病毒药物），因此一直在努力开发针对埃博拉病毒的疫苗。一个表达埃博拉病毒糖蛋白的Ad血清型26（Ad26）基载体（Ad26.ZEBOV）已在欧盟获得批准。相应的方案包括Ad26.ZEBOV作为初免疫苗，以及编码来自埃博拉、苏丹、马尔堡和Tai Forest病毒的核蛋白的牛痘病毒（MVA-BN-Filo）作为加强疫苗。此外，表达埃博拉病毒糖蛋白的黑猩猩Ad型3载体疫苗和Ad5载体疫苗也被证明能有效地诱导抗埃博拉病毒免疫。 SARS-CoV-2疫苗。COVID-19是自1918年（西班牙流感）以来最严重的全球大流行病。自2019年12月确定SARS-CoV-2以来，针对SARS-CoV-2的疫苗开发进展迅速。已有四种Ad载体疫苗获得批准（表1）：ChAdOx1 nCoV-19（VAXZEVRIA，AZD1222）（阿斯利康/英国牛津大学），卫星V（俄罗斯加马列亚研究所），Ad26.COV2-S（强生公司，欧洲）和Ad5-nCOV（中国康希诺生物股份公司）。ChAdOX1 nCoV-19、卫星V和Ad5-nCOV表达SARS-CoV-2的全长刺突蛋白，而Ad26.COV2-S表达一种前融合稳定的刺突蛋白。ChAdOX1 nCoV-19和Ad26.COV2-S分别由黑猩猩Ad型Y25和人类Ad血清型26组成，以逃避抗Ad5抗体介导的抑制。卫星V使用Ad26载体疫苗作为增强剂，Ad5载体疫苗作为初免。Ad5-nCOV基于Ad血清型5。这些Ad载体疫苗在肌肉内给药后有效地诱发了免疫反应，包括诱导抗刺突蛋白抗体和CD8+ T细胞反应，对SARS-CoV-2。临床试验研究报告称，AZD1222和卫星V在随机对照临床试验中具有高疫苗效力（AZD1222，70.4%；卫星V，91.6%）。Ad26.COV2-S也显示出有效的疫苗效力（66.1%）。在Ad5-nCOV的随机对照临床试验中报告了超过90%的血清转化率。然而，ChAdOx1 nCoV-19和Ad26.COV2-S被报告有潜在风险，可能诱发血栓性血小板减少症和播散性血管内凝血，特别是在年轻成人中，尽管这些并发症的发病率非常低。目前，正在积极进行进一步检查以规避这些副作用反应。 7.结论  人类历史上的大部分时间都在与传染病作斗争。即使现在，人们仍然担心新出现的和重新出现的传染病以及生物恐怖主义，因此开发新的疫苗平台至关重要。已有几种COVID-19的Ad载体疫苗获得批准并在全球范围内使用。Ad载体疫苗的全球使用揭示了Ad载体作为新出现和重新出现的传染病疫苗平台的巨大潜力。此外，重组Ad已作为基因传递载体和溶瘤病毒在临床研究中得到广泛应用。使用Ad载体的基因治疗和溶瘤Ad的病毒治疗的临床研究中获得的数据将为改进Ad载体疫苗提供重要信息。 为了推动人用及兽用疫苗行业交流，共同探讨该领域的最新研发进展、产业化现状及未来发展趋势，生物制品圈联合四叶草会展将于2024年8月16日-17日在苏州共同举办“第三届新型疫苗研发峰会”。诚邀全国相关领域专家、学者和企业家共享学术盛会。现将有关事宜通知如下。 名称：2024第三届新型疫苗研发峰会 时间：2024年8月16-17日（周五-周六） 地点：苏州（酒店定向通知） 主办单位：四叶草会展、生物制品圈 媒体支持：药时空、抗体圈、细胞基因研究圈 会议费用：点击二维码即可查询。 报名方式：扫描下方二维码→ 填写表格 → 报名成功（报名志愿者，免交报名费，承担一定工作任务）！ 转发分享福利：疫苗研发企业、科研院校和监管机构人员，前30位报名人员转发分享会议信息可免费参会（不含餐饮）报名后，扫描下方二维码加工作人员微信后，发送截图即可。 组委会获得报名信息后，根据报名信息进行初筛，并进一步与报名者沟通确认，实现精准邀请，最终有机会进入大会微信群（严格审核通过）。 大会日程 已经确定的报告人 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。