上期我们回顾了类器官技术的诞生历程、核心构建逻辑与鉴定方法。今天,我们将深入探索这项革命性技术最激动人心的部分——其广泛的应用前景与正在被突破的边界。从精准模拟肿瘤到助力新药研发,从解密遗传病机制到迎战病毒感染,类器官正在多个维度重塑生物医学研究的面貌。
肿瘤研究:从“生物库”到“个性化药筛”
01
传统肿瘤研究长期受限于二维细胞系难以模拟肿瘤微环境,而动物模型则存在物种差异。类器官技术为这一困境带来了突破。
患者来源的肿瘤类器官(PDOs)已成为新一代研究工具。研究者可以从患者活检或手术组织中直接培养出保留原肿瘤遗传与病理特征的类器官,并构建成“活体生物库”。例如,Hans Clevers团队建立了结直肠癌类器官生物库【1】,复旦大学等团队也构建了大规模的胃癌类器官库【2】。这些生物库不仅是珍贵的科研资源,更可直接用于“临床药敏测试”。
研究表明,肿瘤类器官在预测患者疗效方面展现出高潜力。例如,针对局部进展期直肠癌患者,其类器官对5-FU、伊立替康等药物的敏感性测试,与新辅助治疗的实际疗效匹配准确性显著【3】。这为肿瘤的个性化治疗提供了极具前景的预测工具。
图1 直肠癌类器官对放疗、5-氟尿嘧啶及伊立替康的应答反应
直肠癌类器官对放疗(A,B)及化疗药物5-FU(C)、CPT-11(伊立替康)(D)的治疗反应评估。结果显示,类器官的生长抑制反应与患者临床疗效(TRG评分)具有相关性:治疗反应良好(TRG 0/1/cCR)的患者类器官(绿色曲线)表现出显著的大小缩减或生长抑制,而反应不佳(TRG 2/3)的患者类器官(红色曲线)抑制程度较低。数据来自多例患者类器官的独立重复实验,误差线表示标准误。比例尺:200 μm。
此外,结合CRISPR-Cas9等基因编辑技术,科学家能在正常类器官中精准引入特定致癌突变(如APC、KRAS、TP53),一步步“重现”肿瘤发生发展过程,从而在分子层面解析驱动癌变的机制【4】。
图2 四重突变类器官在体内形成侵袭性癌。
a. 注射三重突变(APC/KRAS/SMAD4)类器官的小鼠形成腺瘤,表现为规则的腺体结构、有限的细胞分层倾向、无侵袭性生长且增殖活性低(Ki67染色弱)。n=3只小鼠。
b. 注射四重突变(APC/KRAS/SMAD4/TP53)类器官的小鼠则形成侵袭性癌,表现为腺体结构紊乱、腔内坏死碎片、高增殖活性(Ki67染色强),并可见细胞或细胞团向间质侵袭。n=13只小鼠。
比例尺:100 μm。
药物研发:从“高通量筛选”到“老药新用”
02
类器官兼具体内组织的功能相关性和体外培养的高通量操作性,使其成为药物发现与毒性测试的理想平台。
在肿瘤领域,研究者已利用肝癌、胰腺癌等类器官模型进行大规模化合物筛选。例如,有团队在肝癌类器官筛选中发现其对ERK抑制剂异常敏感,从而揭示了潜在的治疗新靶点【5】。
图3 人肝癌类器官作为药物筛选与靶点验证平台。
a. 药物筛选重复性分析,标出对类器官活力有潜在抑制作用的化合物(红色)。b. 吉西他滨、Nutlin-3a、LGK974(Wnti)和SCH772984(ERKi)的剂量反应曲线。c. 筛选结果总结,黄色标记的化合物被选作后续验证。d. 类器官形成实验进一步验证候选化合物的敏感性。e. ERKi(SCH772984)在类器官移植瘤模型(CC-1_O)中展现出显著的体内抑瘤效果(与对照组相比,*p<0.01, **p<0.002)。f-g. 组织学分析(H&E和TUNEL染色)证实SCH772984治疗诱导了肿瘤细胞死亡。
在非肿瘤疾病中,类器官的价值同样耀眼。最具代表性的成功案例是囊性纤维化(CF)的治疗药物发现。该病由CFTR基因突变导致。科学家发现,正常肠道类器官在Forskolin刺激下会因液体分泌而膨胀,而CF患者来源的类器官则无此反应【6】。利用这一直观的“类器官膨胀实验”,研究者高效筛选出能修复CFTR功能的小分子化合物(如Ivacaftor),并最终推动其成功临床应用,拯救了无数患者【7】。
图4 利用囊性纤维化患者(F508del突变)的直肠类器官筛选CFTR纠正剂。
a. 低温(27°C)及CFTR抑制剂对forskolin诱导的类器官肿胀的影响。b. 纠正剂VX-809与增效剂VX-770对F508del类器官的半数有效浓度(EC₅₀)。c. 代表性共聚焦图像,显示药物处理恢复CFTR功能后,类器官对forskolin的响应性。d-f. 多种CFTR纠正剂(VRT-325、Corr-4a、C8、VX-809、VX-770)单用或联用对类器官肿胀反应的时程分析。数据以均值±标准误表示。
疾病建模:模拟复杂人类疾病的“体外缩影”
03
类器官为研究那些在动物模型中难以复现的复杂人类疾病提供了独特窗口。
遗传性疾病:通过编辑人多能干细胞中的致病基因(如导致多囊肾病的PKD1/PKD2),可培育出携带特定突变的肾脏类器官,重现囊肿形成等病理表型【8】。患者来源的类器官也能直接模拟疾病,如Alagille综合征患者的胆管类器官表现出胆管发育不良的特征【9】。
图5 ALGS患者来源的肝脏类器官重现了特征性的胆管形成障碍病理表型。
A-B. ALGS患者肝组织表现为胆汁淤积、纤维化及胆管分化相关基因表达异常。D-G. 与对照相比,ALGS iPSCs来源的肝脏类器官(HO1s)形成充满液体的大囊泡,且胆管细胞标志物(CK7、CK19、CFTR等)表达显著降低。H-J. 分子机制分析表明,ALGS类器官中NOTCH通路配体JAG1的表达在分化过程中持续缺失,这与ALGS1患者的基因突变相符。K. ALGS类器官在传代后形成次级类器官(HO2s)的能力也受损。
代谢性疾病:例如,科学家构建了包含肝细胞、星状细胞等多种细胞类型的复杂肝脏类器官,在用游离脂肪酸处理后,成功模拟出代谢相关脂肪性肝病(MAFLD)的脂肪变性、炎症和纤维化全过程,为理解该病机制和筛选药物提供了全新模型【10】。
感染性疾病:在新冠疫情中,类器官发挥了不可替代的作用。多个团队利用人肺、肠道类器官证实SARS-CoV-2的感染嗜性,并发现感染会引发强烈的炎症反应和细胞损伤【11, 12】,部分解释了新冠肺炎的临床症状。这些模型同样被用于快速筛选已上市的抗病毒药物【11】。
图6 伊马替尼、霉酚酸及盐酸喹那克林在hPSC来源的肺类器官与结肠类器官中均能阻断SARS-CoV-2病毒进入。
a-c. 在感染的肺类器官中,经三种药物处理后,病毒N亚基因组RNA(qRT-PCR)及Spike蛋白(免疫荧光)的表达均显著降低。d-f. 在感染的结肠类器官中,三种药物同样显著抑制了病毒N亚基因组RNA及核衣壳蛋白的表达。数据来自至少三次独立实验,经双尾t检验分析(*P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001)。比例尺:50 μm;插图标尺:15 μm。
再生医学:修复与替代的“希望之光”
04
最具前瞻性的应用在于再生医学。初步研究证明,类器官移植具有修复或替代受损组织的潜力。
肝芽类器官移植已被证明能在小鼠模型中改善肝功能衰竭【13】。
胆管类器官被成功移植到离体人工肝脏中,并实现了功能的整合与改善【14】。
小肠类器官移植后能在受体体内保持其关键结构和细胞类型【15】。
图7 成年小鼠结肠上皮可经移植的胎儿肠上皮干细胞实现再生。
实验将EGFP标记的胎儿肠上皮球体移植至DSS诱导的结肠炎模型小鼠结肠内。结果显示,移植后1周至1.5个月,受体结肠内出现EGFP阳性的移植物。免疫组化分析证实,移植物内存在增殖细胞(Ki67阳性),并表达成熟肠上皮标志物(碳酸酐酶II, PAS阳性)。比例尺见原图。
这些早期探索为未来利用类器官进行组织修复甚至器官替代治疗奠定了基础。
直面挑战:类器官技术的未来之路
05
类器官技术走向成熟和大规模应用仍需跨越几大挑战:
1、标准化与可重复性:如何在不同实验室间稳定培养出高度一致的类器官,是推广应用的基石。生物工程是解决方案之一,例如利用器官芯片和微流控技术精确控制培养环境中的生长因子梯度、机械力等参数,从而引导类器官的可控、均匀生长【16】。
2、复杂性与功能化:目前的类器官大多缺乏血管、神经和免疫系统等关键组分。科学家正积极攻关:
血管化:通过共培养内皮细胞、基因编辑(如过表达ETV2)或微流控培养,促进功能性血管网络生成【17】。
神经整合:已成功构建出包含功能性神经-肌肉接头的“神经肌肉类器官”,用以模拟运动障碍疾病【18】。
免疫系统引入:已有方法能培养出保留肿瘤浸润免疫细胞的类器官,用于测试免疫治疗疗效【19】。
3、构建多器官互作体系:人体是多个器官协同工作的系统。通过构建“组装类器官”或将不同类器官集成在多器官芯片上,科学家已能初步模拟肝-胆-胰互作、大脑-脊髓-肌肉连接等复杂生理和病理过程【20, 21】。
从精准的疾病模型到高效的药物筛选平台,从解密发病机制到迈向再生修复,类器官技术正在基础科研与临床转化之间架起一座坚实的桥梁。尽管前路仍有诸多技术挑战待解,但其“在体外,见人体”的核心优势,已使其成为生命科学领域最富生命力和想象力的方向之一。
作为这一领域的践行者,我们坚信,随着工程化、标准化和自动化的不断推进,类器官必将从实验室的创新工具,蜕变为推动人类健康事业进步的常规利器。
未来已至,我们正在亲手构建。
Ark Future (方舟未来生命科学)作为专注于类器官平台开发与基因编辑等前沿技术的创新型生物科技企业,我们致力于将自身打造为顶尖的科研工具与模型提供者。Ark Future聚焦于底层技术开发,为您提供以下关键支撑:
高价值模型平台与资源库:我们已成功构建覆盖肠道、视网膜、心脏、消化道、肝脏、肺部、乳腺、前列腺、睾丸等正常/肿瘤组织来源的类器官模型平台。旨在为您提供稀缺、稳定且可追溯的疾病与对照研究体系。
定制化技术开发与整合服务:依托我们在类器官平台构建、优化及基因编辑方面的核心技术专长,我们可提供定制化的模型开发、特定基因功能验证、药效评估模型构建等深度技术服务。
协同创新的研发伙伴关系:我们高度重视与前沿科学团队的协同。已与国内多家顶尖科研机构建立合作,共同推进类器官技术在疾病机制、药物靶点发现等方向的模型与工具创新。
如果您正在寻找可靠的类器官技术合作伙伴,或希望开展类器官相关研究、药筛服务等合作,欢迎联系方舟未来生命科学。
详情请添加小助手咨询
编辑丨月亮
排版丨舟舟
审核丨舟舟
参考文献
van de Wetering, M., et al. (2015). Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell.
Yan, H.H.N., et al. (2018). A comprehensive human gastric cancer organoid biobank captures tumor subtype heterogeneity and enables therapeutic screening. Cell Stem Cell.
Yao, Y., et al. (2020). Patient-derived organoids predict chemoradiation responses of locally advanced rectal cancer. Cell Stem Cell.
Drost, J., et al. (2015). Sequential cancer mutations in cultured human intestinal stem cells. Nature.
Broutier, L., et al. (2017). Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nature Medicine.
Dekkers, J.F., et al. (2013). A functional CFTR assay using primary cystic fibrosis intestinal organoids. Nature Medicine.
Dekkers, J.F., et al. (2016). Characterizing responses to CFTR-modulating drugs using rectal organoids derived from subjects with cystic fibrosis. Science Translational Medicine.
Freedman, B.S., et al. (2015). Modelling kidney disease with CRISPR-mutant kidney organoids derived from human pluripotent epiblast spheroids. Nature Communications.
Guan, Y., et al. (2021). Human hepatic organoids for the analysis of human genetic diseases. JCI Insight.
Ouchi, R., et al. (2019). Modeling steatohepatitis in humans with pluripotent stem cell-derived organoids. Cell Metabolism.
Han, Y., et al. (2021). Identification of SARS-CoV-2 inhibitors using lung and colonic organoids. Nature.
Lamers, M.M., et al. (2020). SARS-CoV-2 productively infects human gut enterocytes. Science.
Takebe, T., et al. (2013). Vascularized and functional human liver from an iPSC-derived organ bud transplant. Nature.
Sampaziotis, F., et al. (2021). Cholangiocyte organoids can repair bile ducts after transplantation in the human liver. Science.
Fordham, R.P., et al. (2013). Transplantation of expanded fetal intestinal progenitors contributes to colon regeneration after injury. Cell Stem Cell.
Manfrin, A., et al. (2019). Engineered signaling centers for the spatially controlled patterning of human pluripotent stem cells. Nature Methods.
Cakir, B., et al. (2019). Engineering of human brain organoids with a functional vascular-like system. Nature Methods.
Faustino Martins, J.M., et al. (2020). Self-organizing 3D human trunk neuromuscular organoids. Cell Stem Cell.
Neal, J.T., et al. (2018). Organoid Modeling of the Tumor Immune Microenvironment. Cell.
Koike, H., et al. (2019). Modeling human multi-organ pathology in liver organoids. Cell Stem Cell.
Skylar-Scott, M.A., et al. (2022. Biomanufacturing human tissues via organ building blocks. Cell Stem Cell.