CD52

-01-引言在过去十年中，以免疫检查点抑制剂和细胞疗法为形式的癌症免疫治疗改善了许多患者的治疗和预后。尽管如此，大多数癌症仍然对目前批准的癌症免疫疗法具有耐药性。需要新的方法和合理的组合来克服这些阻力。最新的研究表明，肿瘤微环境中含唾液酸聚糖的唾液酸与肿瘤浸润免疫细胞上唾液酸结合免疫球蛋白样凝集素（Siglec）受体之间的相互作用可能代表一个新的免疫检查点和癌症免疫治疗的潜在新靶点。-02-一、Siglec受体及信号通路Siglecs是一类与含唾液酸的聚糖结合的受体家族。大多数Siglec受体是抑制性的，目前发现 15 种人源和 9 种鼠源的Siglec 分子。Siglec受体可进一步分为序列保守的受体和与CD33相关的快速进化受体。Siglec-1、Siglec-2（CD22）、Siglec-4和Siglec-15属于保守家族；Siglec-3（CD33）、Siglec-5、Siglec-6、Sigleg-7、Siglec8、Siglec-9、Sigle-c-11、Siglec-XII、Siglec-14和Siglec-16属于快速演化的CD33相关Siglecs受体。根据细胞内信号结构域的不同，Siglec受体也可分为抑制型、激活型和非信号型。Siglec-11、Siglec-14和Siglec-15属于激活型Siglec受体，而Siglec-1和Siglec-4没有直接的免疫调节细胞内结构域。所有其他人类Siglec受体在本质上都是抑制性的。Siglec 家族属于一次穿膜的Ⅰ型膜蛋白， 在结构上具有非常典型和保守的结构特征， 其穿膜区由 2 ～17 个胞外 Ig 结构域组成，N 端由一个结合唾液酸的V-set Ig 结构域和一定数目的 C2-set Ig 结构域组成。抑制性Siglec受体细胞内含有免疫受体酪氨酸抑制基序（ITIM）和免疫受体开关基序（ITSM）的结构域，可以通过SHP1和SHP2磷酸酶的参与调节细胞内信号。因此，抑制性Siglecs可以与PD-1/PD-L1类似的作用方式抑制免疫细胞激活。激活型Siglec受体具有带正电荷氨基酸的跨膜结构域，当CRD与唾液酸聚糖配体结合时，该跨膜结构区介导DAP12的招募，DAP12包含免疫受体酪氨酸基激活基序（ITAM），并可传递激活信号。-03- 二、癌症相关Siglec配体的表达许多研究报告了癌症和肿瘤微环境中唾液酸聚糖的表达变化，肿瘤细胞通常是高唾液酸化的，产生免疫细胞上抑制性Siglec受体的配体。例如，由于唾液酸转移酶ST3GAL1和ST3GAL4的过表达，胰腺导管腺癌（PDAC）肿瘤细胞显示出唾液酸化增加。PDAC细胞的唾液酸化被髓系细胞上的Siglec-7和Siglec-9识别，并使单核细胞向促瘤巨噬细胞极化。同样，Siglec-9配体的上调已在人类结直肠癌、前列腺癌、乳腺癌和非小细胞肺癌中得到证实。通过全基因组筛查，已确定唾液酸化CD43是Siglec-7的高度特异性配体，抑制NK细胞介导的K562白血病细胞杀伤。LGALS3BP已被证明是几种Siglecs（包括Siglec-9）的分泌型癌相关配体，可抑制中性粒细胞活化。CD24在许多癌症中过表达，并通过与Siglec-10在肿瘤相关巨噬细胞（TAM）上的相互作用，成为某些卵巢癌和乳腺癌中免疫逃避的主要机制。此外，可溶性CD52同样与T细胞上的Siglec-10结合，据报道在自身免疫性疾病中抑制T细胞。-04-三、Siglec受体对癌症免疫细胞的影响Siglec受体广泛表达于免疫系统的不同细胞上。已证明，不同免疫细胞上的唾液酸聚糖配体和Siglec受体之间的功能相关相互作用有助于在癌症背景下建立免疫抑制微环境。固有免疫细胞，特别是巨噬细胞，高表达几种不同的Siglec受体，包括Siglec-3、Siglec-5、Siglec-7、Siglec9、Siglec-10、Siglec/14和Siglec-15。最近证明，唾液酸聚糖对胰腺癌细胞的Siglec-7和Siglec-9结合可诱导促肿瘤巨噬细胞表型。。此外，已经表明，癌细胞上的唾液酸化CD24与TAM上的Siglec-10相互作用可以抑制吞噬作用。巨噬细胞上的Siglec-15也被证明可以抑制T细胞介导的抗肿瘤免疫。树突状细胞是抗肿瘤免疫反应的重要介质，与免疫治疗的成功密切相关。最近的研究进一步表明Siglec受体在经典树突状细胞（cDC）上的作用。已证明DC上的小鼠Siglec-G可以调节抗原处理；此外，小鼠体内的Siglec-E被证明参与了抗原摄取和向CD4+T细胞的递呈。在小鼠模型系统中，抗原的唾液酸化可通过Siglec-E诱导耐受性调节性T细胞。人单核细胞衍生树突状细胞上的唾液酸聚糖通过Siglec-7和Siglec-9抑制免疫细胞激活。唾液酸聚糖还可诱导DC和CD8+T细胞之间的高亲和力相互作用。NK细胞是重要的先天性淋巴细胞。几组研究表明，NK细胞上的Siglec-7和Siglec-9可与癌症相关唾液酸聚糖作用，参与抑制抗肿瘤免疫激活。将合成唾液酸聚糖插入肿瘤细胞的细胞膜能够剂量依赖性地抑制NK细胞介导的杀伤和脱颗粒。最近的工作进一步证明Siglec-7与多发性骨髓瘤细胞上的唾液酸化PSGL-1相互作用，能够抑制NK细胞介导的骨髓瘤细胞杀伤。此外，在肾癌细胞中，神经节苷脂Siglec-7配体的过表达抑制NK细胞活化；唾液酸化MUC16结合人Siglec-9并抑制卵巢癌中的NK细胞。除了影响髓系细胞和其他先天免疫细胞外，唾液酸聚糖-Siglec相互作用也影响癌症的适应性免疫系统。研究发现，Siglec-9在癌症患者血液和肿瘤浸润性T细胞中上调，其在肿瘤特异性耗竭的PD-1+T细胞上表达。肿瘤细胞上Siglec-9配体的减少显著诱导T细胞介导的效应器功能和肿瘤细胞杀伤。在T细胞急性激活后，Siglec-5和Siglec-10也被发现上调，并可能影响抗肿瘤免疫。总之，唾液酸聚糖与Siglec受体的相互作用已被证明通过诱导肿瘤相关巨噬细胞的促癌表型、抑制NK细胞和中性粒细胞活化、减少DC成熟和抗原提呈以及抑制T细胞反应，有助于免疫抑制肿瘤微环境。-05-四、针对唾液酸聚糖-Siglec的药物开发近几年以来，作为肿瘤抗原的Siglec受体一直是治疗癌症的重要靶点。Siglec-2（CD22）在许多B细胞恶性肿瘤中表达，抗体偶联药物（ADCs）已成功用于靶向肿瘤细胞，如inotuzumab ozogamicin治疗复发性急性淋巴细胞白血病。靶向Siglec-2和CD19的CAR-T细胞也被开发用来治疗复发性弥漫性大细胞B细胞淋巴瘤或急性淋巴细胞白血病患者。此外，靶向Siglec-3的ADC也在开发和测试当中。除了作为一种直接的肿瘤相关性抗原，Siglec受体及其唾液酸聚糖配体也可以作为靶向激活免疫细胞对抗肿瘤。Siglec受体可以被高亲和力抗体阻断，类似于PD-1/PD-L1和CTLA-4的免疫检查点抑制剂。阻断性抗体NC318以Siglec-15为靶点，目前正在进行一项对晚期非小细胞肺癌患者联合使用pembrolizumab的临床研究（NCT04699123）。Siglec-7和Siglec-9是提高NK细胞抗肿瘤活性的潜在靶点，一项使用Siglec-7和-9阻断性抗体的临床前研究证明了在小鼠模型中的抗肿瘤功效，阻断抑制性Siglec受体可支持免疫抑制微环境中TAM的复极，增加抗肿瘤巨噬细胞的吞噬作用。此外，肿瘤细胞上CD24与肿瘤相关巨噬细胞上Siglec-10之间的相互作用被认为是增强巨噬细胞吞噬作用的新治疗靶点。另一种方法是使用针对特定糖类的阻断性抗体。最近的一项研究表明，抗神经节苷脂GD2的抗体可以通过抑制巨噬细胞上GD2与Siglec-7的结合来提高抗肿瘤免疫，从而通过进一步增加吞噬作用来增强CD47阻断的效果。此外，降低肿瘤细胞和肿瘤微环境中的唾液聚糖密度是一种替代策略。可以开发新的唾液酸生物合成抑制剂，以改善癌症免疫治疗。在小鼠模型中，使用2-脱氧-D-葡萄糖抑制肿瘤细胞的N-糖基化可增加CAR-T细胞介导的杀伤作用和疗效。使用酶降低肿瘤中唾液酸聚糖的密度也被证明可以增强抗肿瘤免疫治疗，与抗HER2抗体trastuzumab偶联的细菌唾液酸酶，目前正在首次人体临床试验。-06-结语癌症免疫治疗的改进需要开发新的方法。Siglec受体及其与唾液酸聚糖配体的相互作用是改善癌症免疫治疗的一个潜在的新型免疫检查点。在过去的几年里，已经进行了一些临床前和临床研究，支持了针对Siglec受体的药物开发。以唾液酸聚糖-Siglec轴为靶点的癌症免疫治疗显示出良好的潜力。参考资料：1.Siglec receptors as new immune checkpoints in cancer. Mol Aspects Med.2022 Aug 7;101112.公众号内回复“ADC”或扫描下方图片中的二维码免费下载《抗体偶联药物：从基础到临床》的PDF格式电子书！公众号已建立“小药说药专业交流群”微信行业交流群以及读者交流群，扫描下方小编二维码加入，入行业群请主动告知姓名、工作单位和职务。

作者 | 赵宝龙、华坚、张长风来源 | 中国医药导刊摘  要以嵌合抗原受体T细胞（CAR-T）为代表的免疫细胞治疗产品为多种癌症的治疗策略带来了突破性改变，但实体瘤疗效以及异体使用等问题仍阻碍细胞治疗领域的进一步发展。基因编辑技术可以通过改造免疫细胞的生物学功能来克服上述技术瓶颈。其中，规律间隔成簇短回文重复序列（CRISPR）技术由于具备成本低、准确度高等特点而成为目前最常用的基因编辑工 具。因此，CRISPR也被认为是开发下一代细胞治疗产品的关键。然而，作为一种新兴技术，CRISPR会在细胞产品中诱导非预期的基因改变，并对临床应用带来潜在风险，而行业内对此类风险的了解仍非常有限。本研究结合细胞治疗领域的最新研究情况， 概述CRISPR技术在细胞治疗产品中的研究进展，总结2016—2024年全球开展的基于CRISPR技术的细胞产品的临床试验情况， 重点描述临床研究类型、基因编辑靶点、适应证种类等要素，并基于国内外政策法规与临床实践情况，分析CRISPR技术相关细胞 产品的基因风险以及评估策略，以期为该类产品的临床开发和监管政策制定提供借鉴。关 键 词CRISPR；基因编辑；细胞治疗；药品监管；监管挑战以嵌合抗原受体T细胞（CAR-T）和T细胞受体T细胞（TCR-T）为代表的细胞治疗技术在最近10年中迎来了爆发，而基因编辑（genome editing）技术一直伴随着细胞治疗行业的发展［1，2］。这两种技术结 合后的产品被称为基因编辑细胞治疗（genome edited cell therapy）。基因编辑细胞治疗这一名称中的“基因编辑”特指以规律间隔成簇短回文重复序列（clustered regularly interspaced short palindromic  repeats， CRISPR）等技术对T细胞功能进行改造，以区别于使用逆转录病毒或非病毒载体使T细胞表达CAR蛋白的基因修饰过程［3］。目前，细胞治疗行业正面临着实体瘤效果不佳和无法异体使用两大挑战，越来越多的研究者尝试将基因编辑技术与CAR-T等细胞产品相结合以解决这两个问题［4］。因此，基因编辑细胞治疗成为下一代细胞治疗发展方向之一。 本研究结合细胞治疗领域的最新研究情况，重点探讨基于CRISPR技术的基因编辑细胞产品的技术发展、临床应用以及监管挑战，以期为该类产品的临床开发和监管政策制定提供借鉴。01基因编辑细胞治疗技术发展概况基因编辑细胞治疗的研发策略分为3类：第1类是通过基因编辑来改善T细胞的抗肿瘤作用。 Fraietta等［5］研究发现，1例接受CD19 CAR-T细胞回输的癌症患者所回输的CAR-T细胞中的甲基胞嘧啶加双氧酶（TET2）基因被意外破坏，导致CAR-T细胞获得了更强的扩增和体内存留能力，并最终诱导了癌症的完全缓解。由此，使用基因编辑工具破坏TET2成为行业内重点关注的改善CAR-T临床疗效的策略之一［6］。与TET2类似的其他基因编辑靶点还有促进T细胞记忆功能的FOXO1、对抗耗竭的Reg⁃nase-1、以及免疫检查点如程序死亡蛋白1型（PD-1） 等［7］。第2类是通过基因编辑消除T细胞的移植物抗宿主（graft versus host， GvH）以及排异作用，从而实现T细胞产品的异体使用。这类产品通常是通过基因编辑工具破坏T细胞受体（T cell receptor， TCR）α链、 β链和人白细胞抗原（human leukocyte antigen， HLA） 1 型、2型等，具体包括敲除TRAC、β2M、RFXANK、 CIITA等基因，以及插入β2M-HLA-E和β2M-HLA-G 等基因［8］。第3类则是通过基因编辑赋予T细胞某种与抗肿瘤不直接相关的生物学新特性，如敲除CD52 使T细胞可以耐受特定抗体药、敲除CD5以避免 CAR-T的自相残杀、敲除干扰素γ来降低细胞因子风 暴等不良事件的发生概率、以及敲除CD33使CAR-T 可以与自体造血干细胞移植联用［9-11］。 基因编辑细胞治疗产品常用的基因编辑工具包括锌指核酸内切酶（ZFN）、转录激活因子效应物核酸酶（TALEN）、CRISPR等［4］。其中，CRISPR被称为第3代基因编辑技术。目前，最常见的是CRISPR/Cas9系统，由CRISPR序列和Cas9核酸内切酶两部分构成。CRISPR/Cas9的工作原理：首先由向导RNA （guide RNA， gRNA）与Cas9蛋白相结合形成复合物，之后在gRNA的引导下，Cas9蛋白对特定DNA序列予以切割，引发DNA双链断裂（DNA double strand break， DSB），断裂处的DNA片段就有可能出现基因敲除、插入等作用，从而实现对指定位点的基因编辑［12］。CRISPR在其发展过程中衍生出多个版本，在应用范围和精准程度方面各有特点。目前进入临床应用阶段的有CRISPR/Cas系统和碱基编辑（base editing）两种。其中，CRISPR/Cas系统是最成熟的CRISPR技术。部分版本，如CRISPR/Cas13d，可以一次实现多至10个基因位点的多靶向基因敲除［4］。碱基编辑是使用Cas切口酶（Cas9 nickase，Cas核酸酶的异构体）代替Cas核酸酶，从而实现单碱基对的修改［13］。目前可实现A：T→G：C以及C：G→T：A这两种碱基编辑。由于不需要诱导DNA双链断裂，该技术能降低染色体易位风险和p53相关细胞毒性。此外，还有Prime editor等多种新版CRPSIR技术在临床前研发阶段之中［14］。02基于CRISPR的基因编辑细胞治疗的临床应用基因编辑细胞治疗的临床试验数量在近几年快速增多。CRISPR由于具有成本低、操作便捷、准确度高等特点，比ZFN和TALEN有更大的竞争优势。 2014年，Tebas等［15］研究发现，使用ZFN破坏艾滋病患者的CD4+ T细胞中的CCR5基因可用于艾滋病的治疗。2015年，法国公司Cellectis使用基于TALEN技术的通用型CD19 CAR-T产品成功救治1名患白血病的1岁女婴蕾拉，让通用型CAR-T技术正式进入公众视野［8］。2016年，宾夕法尼亚大学向美国FDA递交了全球首个基于CRISPR技术的基因编辑细胞治疗产品的新药临床试验（IND）申请，其产品为通过 CRISPR/Cas9敲除TCR以及PD-1的靶向NY-ESO-1的TCR-T，并于随后完成了3例癌症患者的治疗，证实了基于CRISPR的基因编辑细胞产品的临床安全性与可行性［16］。此后，CRISPR快速取代ZFN和TALEN，成为基因编辑细胞治疗领域的主流技术之一［17，18］。 通过对药智数据库收录的相关数据采用 “CRISPR”作为关键词，本研究检索了2016年1月至2024年11月基于CRISPR的细胞产品在全球开展的临床试验数据情况（见表1）。由于本研究仅针对基于CRISPR的细胞产品，所以非细胞类基因治疗（如采用CRISPR治疗镰刀型细胞贫血或β地中海贫血） 的临床开展情况并未被纳入。表1 基因编辑细胞产品相关临床试验检索结果显示，2016~2024年，基于CRISPR的基因编辑细胞治疗相关临床试验的全球登记数量总计37项，包括2016年（1项）、2017年（5项）、2018年 （3项）、2019年（3项）、2020年（9项）、2021年（3项）、 2022年（6项）、2023年（4项）、截至2024年11月7日 （3项）。①相关临床试验场地方面，以美国和中国的数量最多，分别包括美国19项（占比约51.4%）、中国12项（占比约32.4%）。除此之外，其他地区如加拿大、欧盟国家共6项（共计占比约16.2%）。②临床试验分期方面，以I期临床试验为主，包括I期18项（占比约48.6%）、I/II期12项（占比约32.4%）、II期1项（占比约2.7%），不适用（not applicable）6 项。 ③研究类型方面，干预性研究35项（占比约94.6%）、 观察性研究2项，均为接受基因编辑细胞治疗的患者的长期随访。④基因编辑细胞治疗技术涉及疾病领域的种类较为集中，主要围绕肿瘤领域展开。其中，血液及淋巴疾病相关的试验数量22项（占比约59. 5%），主要为白血病、淋巴瘤等血液系统肿瘤。⑤血液瘤相关靶点中，CD19靶点10项，占比远超其他血液瘤靶点，而BCMA虽与CD19同为已上市细胞产品的靶点，但仅有2项临床。实体瘤临床试验15项（占比约40.5%），包括肺癌、乳腺癌、肝癌、肾癌等多种实体瘤，涉及靶点较多，占比也较为平均，如NYESO-1，间皮素（mesothelin），CD70、CLL-1等，以及肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）等非靶向型细胞产品。⑥此外，为强化细胞产品临床疗效而使用CRISPR敲除PD-1的临床试验11项（占比约29.7%），远超同类靶点如CISH、CTLA-4、Regnase-1、TGFBR2。使用CRISPR敲除TCR（主要为TRAC）的临床试验15项（ 占比约40. 5%）。敲除HLA（主要为B2M）的临床试验10项 （占比约27.0%）。对TCR和HLA敲除的绝大多数为异体回输的细胞产品，但也有少量自体细胞产品（如NCT03399448）选择敲除TCR以减少外源和内源TCR发生错配的概率。所有临床试验中，使用CRISPR编辑基因数量为1~2个的共计27项（占比约72.9%）， 仅有少数临床试验有3个或3个以上的多基因编辑。对现有临床试验进行检索的结果显示，基于CRISPR的基因编辑细胞产品在临床上应用是安全且可行的，并在某些方面展现出对自体细胞产品的优势。但是，对比已有上千项临床试验开展的自体CAR-T和TCR-T类细胞产品，基于CRISPR的基因编辑细胞产品的临床数量并不多［17］。从靶点和疾病领域可以看到，最主要的临床应用领域仍然是细胞治疗最先取得突破的血液肿瘤领域，靶点则为CD19这一最常见、最成熟的靶点。CRISPR技术的主要作用是在已有细胞治疗产品的基础上通过敲除PD-1来获得更强的临床疗效，或敲除TCR及HLA以实现异体回输，均属于对已有细胞疗法的改良升级［19］。另一方面，虽然CRISPR技术已经出现包括碱基编辑在内的多种衍生版本，并且已有相关产品获得美国FDA或我国药品监管部门的新药临床研究申请（IND）批准，但进入临床应用的绝大多数产品仍然是基于经典的CRISPR/Cas9体系的单基因或双基因编辑［20］。 综上所述，目前基于CRISPR的基因编辑细胞产品虽然呼声较多，但临床应用仍未全面铺开。这除了技术本身的原因以外，还因为新兴技术从实验室研究阶段到大范围开展临床试验本就需要时间，此类技术尚在推进过程中［12］。考虑到此类产品在科研及非临床研究中展现出的技术潜力和行业认可，接下来的3~5年内，基于CRISPR的基因编辑细胞治疗产品可能将进入临床研究实质阶段，在技术类型、靶点分布、临床数量、适应证种类方面均可能将会不断增长。03基于CRISPR的基因编辑细胞治疗的监管挑战基于CRISPR的基因编辑细胞产品大量进入临床研究阶段后，必将对监管部门提出新的挑战。在监管方面，美国FDA已经发布了2个相关指导原则， 即2024年1月正式颁布的《Human Gene Therapy  Products Incorporating Human Genome Editing》以及《Considerations for the Development of Chimeric Antigen Receptor T cell Products》。我国监管机构在《免疫细胞治疗产品药学研究与评价技术指导原则（试行）》与《体外基因修饰系统药学研究与评价技术指导原则（试行）》中均有部分段落涉及基因编辑细胞产品，但尚无对该类产品的针对性的、全面的政策指引［21-24］。 基因编辑细胞产品作为细胞产品的一个新兴亚种，其在风险管理和监管要求上体现出与CAR-T等传统细胞产品所不同的特点，也对监管提出了新挑战。在临床应用方面，基于CRISPR的基因编辑细胞产品主要在基因编辑效率、脱靶、多基因编辑的风险叠加等方面展现出临床风险。3.1基因编辑效率在基因编辑效率方面，CRISPR的在靶（on target）编辑效率已经较ZFN或TALEN有所提高，但因技术原理限制，其总体编辑效率仍无法达到临床要求。CRISPR技术的原理是通过gRNA在指定的DNA位点诱导双链DNA断裂，然后断裂位点就有可能通过非同源末端连接通路（nonhomologous end joining pathway，NHEJ）完成基因编辑。但NHEJ本身是概率发生，所以理论上CRISPR无论敲除或插入都不可能达到100%的编辑效率［25］。现有的临床前及临床数据也印证了这一观点。Stadtmauer等［16］报道的全球首个CRISPR/Cas9基因编辑细胞产品的临床试验中，3个靶基因TRAC、TRBC和PDCD1的敲除效率分别是45%、15%和20%。通过优化gRNA序列设计、改良敲除工艺、选择优质供者细胞等方式可以提高基因编辑效率，在较为理想的情况下能达到89. 4%~92. 5%［26，27］。这种编辑效率如果是敲除PD-1等抗肿瘤效能相关基因的话尚且可以接受，但对于TCRα/β链或CD33等安全性相关的基因则无法有效消除潜在的临床风险。以TCRα/β链为例，基因敲除的目的是消除细胞产品异体使用时的GvH风险，但这需要足够高的敲除效率才能保证临床安全性。根据美国FDA的指导原则，异体使用细胞产品中TCRα/β+细胞的接受范围是<1~7×104/kg患者体重。按照成人平均体重及目前常见的细胞治疗临床使用剂量换算，可接受限度是<1%，也就是敲除效率应>99%［21，22］，这是目前CRISPR技术达不到的。针对这一问题的常见补救性措施是，在基因敲除后增加磁珠阴选或者流式分选等纯化步骤，以进一步降低TCRα/β+细胞的含量［28］。但这并未消除TCRα/β+细胞含量偏高的问题，只是将问题从基因敲除转移到了磁珠阴选，要求阴选后TCRα/β+细胞<0.5%~1%， 这对磁珠阴选的效率和工艺稳定性也是重大挑战。此外，增加纯化步骤会让本已复杂的CRISPR类细胞产品的生产工艺变得更为复杂，并且还会引入诸如无菌管理、磁珠等工艺相关杂质残留的问题［29］。 3.2脱靶基于CRISPR的基因编辑细胞产品的另一个监管挑战是脱靶（off-target）。CRISPR的脱靶具体可分为结构性基因重排、异倍体、脱靶突变等多种类型， 均与潜在的临床重大风险相关［30，31］。无论美国FDA还是我国监管机构都对CRISPR的脱靶问题非常关注，但实践中最大的挑战是缺乏对CRISPR脱靶情况可靠、有效的检测手段［25，32］。目前，常用的脱靶检测手段主要有计算机预测、传统方法、新型测序，共计3类。其中，计算机预测是大部分CRISPR类产品都会采用的脱靶风险控制手段，但只能提供理论可能性而非事实证据，因此无法满足监管要求［33］。脱靶检测的传统方法包括荧光原位杂交（fluorescence in  situ hybridization， FISH）、核型分析，以及一系列基于PCR的检测方法。这些检测方法相对成熟，但缺点也很明显，包括只能检测预先指定的有限序列范围、检测对象必须是活细胞、流程繁琐且成本高昂等［25］。针对CRISPR这类新兴基因编辑技术，多种新型测序方法也被陆续开发出来，包括GUIDE-seq、DISCOVER seq、SITE-seq等。这些新型测序方法各有特色，但共同的优点是可以对细胞产品进行全基因组层面的高精度扫描，发现传统方法遗漏的突变位点，因此可以提供更全面客观的脱靶检测［29，34］。但是，新型测序方法也具有自己的劣势。如GUIDE-seq检测需要使用双链寡脱氧核苷酸作为“标签”来标记脱靶位点，不能像传统方法那样用于指定批次细胞产品（如某一特定患者回输的批次）的检测［25］。此外，这些测序方法出现的时间短，产生的数据量大，缺乏明确的结果判定标准，因此容易对结果进行挑选或者做出带有主观偏向性的数据解读，从而掩盖脱靶风险。目前， 比较可行的策略是将传统方法和新型测序结合使用，两类方法优缺点互补，但可能不可避免地会带来工作量增加和成本上升。 3.3多基因编辑的风险叠加现有的CRISPR技术可同时完成10个位点的基因编辑，而多基因编辑对比于单基因编辑所带来的是临床风险的指数倍叠加［35］。单基因编辑的临床风险总体可控。常见的第2代CAR-T类细胞治疗产品采用慢病毒或逆转录病毒导入CAR基因就是一种单基因编辑。虽然美国FDA要求已上市的CAR-T类产品在说明书中增加因CAR基因导入而发生继发肿瘤的黑框警告，但进一步的调查研究显示，继发肿瘤的发生率并不高。如对接受慢病毒转导CAR-T的420人进行最长10年的随访，7人（1.7%）发生继发肿瘤， 而接受逆转录病毒转导CAR-T的340人中13人（3. 8%）发生继发肿瘤，整体发生率和仅接受标准化疗的同类患者持平［36-38］。但这一结论并不适用于多基因编辑的细胞产品。①多基因编辑中的每个被编辑基因都带来独立的脱靶可能性，增加了脱靶出现在原癌基因等高风险区域的风险。②多个被编辑基因各自具有的生理功能有可能出现相互作用，从而对细胞产品产生难以预料的影响。Wang 等［39］研究发现，15例患者接受基因编辑的间皮素CAR-T回输后，同时敲除TCR和PD-1会导致CAR-T在人体内的维持性下降，而这是细胞产品设计时未曾预料到的。此外，还应注意到，大部分细胞产品是有可能长期存留于患者体内的，因此存在潜在的长期安全性风险。如CRISPR的脱靶突变是随机或半随机的，可能导致回输时细胞产品中T细胞克隆突变的多样性增高，任一特定克隆都很难占据压倒性比例。但是，当基因编辑细胞产品回输进入人体后，人体内环境会对这些突变克隆进行筛选，那些在扩增和体内维持性能方面得到强化的突变克隆（也是更高概率发生成瘤或不受控制过度扩增的克隆）会有更高的概率留存下来，从而在数月甚至数年之后出现寡克隆富集的情况，即所谓“随机突变，定向筛选”［40，41］，导致临床上出现此类风险的概率比理论预计的更高。此外，TCR会通过克隆竞争（clonal competition）机制来抑制T细胞肿瘤的形成，所以敲除TCR的T细胞产品本身就比正常T细胞更容易转化为T细胞肿瘤［4］。目前，对多基因编辑叠加产生的风险还缺乏有效的检测或评估手段。较为常用的是细胞功能性实验，如细胞体外扩增实验、软琼脂和裸鼠成瘤实验等［29］。美国Beam公司开发的四敲除异体通用CAR-T产品Beam-201就在IND申请过程中被FDA要求追加细胞因子非依赖性扩增实验（cytokine independent growth assay）［20］。也有研究发现，采用全基因组CRISPR筛选联合单细胞RNA测序来进行评估，对比传统方法能展现出一定优势，但这种方法还处于开发阶段，尚不具备大规模推广的条件［42］。而长期安全性风险的应对手段主要依赖随访。目前开展的临床试验研究中，采用3个及3个以上的多基因编辑技术的细胞产品数量并不多。不过，随着领域的发展和技术的进步，越来越多的多基因编辑细胞产品必然会逐渐出现在人们的视野中。04结  语以CAR-T和TCR-T为代表的细胞治疗产品为肿瘤等多种重大恶性疾病带来新的治疗策略，而基于CRISPR的基因编辑细胞产品则有希望解决细胞产品所面临的实体瘤治疗和异体通用使用这两大难题。但是，CRISPR等基因编辑技术会带来复杂的基因层面变化与潜在临床风险，这对临床应用和监管都提出了挑战。而为了应对这一挑战，学术界、产业界与监管机构需要保持深入的合作交流，来促进细胞治疗领域的有序发展。作者简介赵宝龙上海医药集团生物治疗技术有限公司（注册部 高级经理）在细胞治疗领域工作十余年，曾担任多家大型制药公司注册事务管理人员。在药厂厂房建设、实验室建设、质量控制、体系搭建、确认与验证、技术转移、注册与申报、实验室日常运营等方面具有丰富的实践经验，参与过多家公司多个细胞治疗产品的技术开发，临床申报和注册申报，均获得了临床批件和/或生产批件，对国内外法规有丰富的实战经验，数次参加与CDE等药政监管部门沟通交流会。文献：赵宝龙，华坚，张长风. 基于CRISPR的细胞产品的临床应用及监管挑战［J］. 中国医药导刊，2025，27（1）：101-108.声明：本文仅代表作者个人观点，不代表任何组织及本公众号立场，如有不当之处，敬请指正。如需转载，请注明作者及来源：蒲公英Biopharma。拓展阅读浅谈PIC/S GMP质量体系建立的几点关注探索CAR-T细胞制备失败的风险因素

点击上方的 行舟Drug ▲ 添加关注 近年来，肿瘤诊疗技术快速发展，靶向治疗、免疫治疗、代谢治疗、基因治疗等肿瘤治疗产品不断获批上市。抗肿瘤新疗法为患者提供了更加个体化的治疗方案，具有更好的临床疗效，但嵌合抗原受体-T细胞（CAR-T）药物、抗体偶联药物（ADC）等多种抗肿瘤新药被报道具有神经系统不良反应，可导致中枢和周围神经系统损伤，神经毒性作为抗肿瘤药物主要的剂量限制性副作用，依然是抗肿瘤新药研究及临床转化的一大障碍。传统化疗药物主要诱发周围神经病变，其神经毒性不但与其原有细胞毒性有关，也涉及轴突损伤、神经炎症、氧化应激等多个过程[1]。细胞治疗药物、基因治疗药物、抗体类治疗药物等新型抗肿瘤药物除了可能导致周围神经病变外，还可能引起其他类型的神经系统问题。一些新型抗肿瘤疗法通过激活机体免疫发挥治疗作用，部分被激活的免疫细胞和细胞因子能够更好地穿过血脑屏障，增加中枢神经毒性风险；癌症治疗也可能通过多种机制引起继发性中枢神经系统损伤，如药物治疗引起的免疫抑制可导致脑膜炎、多瘤病毒重激活[2]。此外，传统化疗药物与新型抗肿瘤药物的治疗措施也有所不同。本文就抗肿瘤药物神经毒性评估及新型抗肿瘤药物神经毒性临床表现、毒性机制、治疗措施的研究进展进行总结分析，为临床新型抗肿瘤药物的安全使用提供参考。 1  抗肿瘤药物神经毒性评估的一般原则 1.1  临床评估 神经毒性是抗肿瘤药物常见的不良反应之一，及早识别治疗相关的神经毒性，可及时改善神经系统症状，避免永久性神经损伤和非必要的治疗终止。抗肿瘤药物的神经毒性评估是一种排除性诊断[2]，确定神经毒性是否由癌症治疗引起，首先要了解药物治疗和毒性作用之间是否存在时间关系，排除与癌症转移以及其他神经系统疾病相关的神经症状，核磁共振成像和腰椎穿刺脑脊液检查有助于排除其他原因来评估可能与治疗相关的神经毒性。以传统化疗药物为例，确定患者是否患有化疗诱发的周围神经病变（CIPN），就必须对所使用的药物、累积剂量以及神经病变症状的临床特征和时间过程进行分析，患者通常在治疗2个月左右开始出现CIPN，大多数CIPN具剂量相关性，但也存在药物特异性，如紫杉醇和奥沙利铂具急性神经毒性，顺铂停药后会出现神经病变的恶化[3]。结合化疗药物的应用背景和临床症状，CIPN可以被明确诊断，但应注意与其他因素导致的周围神经病变相区别，目前CIPN的临床评估常用EORTC-QLQ-CIPN20评分量表和NCI-CTCAE分级量表，对于合并疼痛、抑郁情绪等症状的患者，建议进行多维度评估[4]。 1.2  临床前评估 临床前药物神经毒性评估主要通过体外模型和体内模型实现，对药物或候选化合物进行潜在的神经毒物的早期、高通量筛选，研究药物对神经系统的作用及作用机制。目前常见的体外模型包括神经细胞系（SH-SY5Y、PC12、CG4等）、原代神经细胞、神经干细胞、再聚集脑细胞、类脑器官和器官芯片，体内模型包括哺乳动物（以啮齿类动物为主）和非哺乳动物（线虫、斑马鱼、果蝇等）[5]。 目前关于神经毒性临床前评价的标准较少，经济合作与发展组织（Organization for Economic Cooperation and Development，OECD）和美国环境保护署（U.S.Environmental Protection Agency，EPA）对啮齿类动物的神经毒性评价作了详细的规定，概述了神经毒性研究中需要评估的主要终点，包括5个方面，即结构或神经病理学、神经生理学、神经化学、神经行为和神经发育[6-7]。 2  细胞治疗药物神经毒性 2.1  免疫细胞治疗药物 过继细胞疗法是近年来肿瘤治疗的研究热点，包括CAR-T疗法、T细胞受体-T细胞（TCR-T）疗法和肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）疗法等。细胞因子释放综合征（CRS）、免疫效应细胞相关神经毒性综合征（ICANS）和脱靶效应是其常见的不良反应[8]。 ICANS通常在CRS之后发生，可表现出多种神经系统症状，初期症状为震颤、书写障碍、表达性失语、失用、注意力障碍等，其中表达性失语为特征性症状，随着病程发展，患者可能会出现癫痫发作，极少数患者出现弥漫性脑水肿[9]。据统计，接受CAR-T治疗的患者中有20%～60%会出现ICANS，其中12%～30%的患者表现出严重症状（≥3级）[10]。年龄较大、骨髓系统疾病、神经系统疾病、CRS、肿瘤负荷大、给药剂量过大等因素会增加ICANS的发生[11]。 ICANS的发生机制尚未完全阐明，可能与脑血管内皮活化、血脑屏障受损、CAR-T细胞和细胞因子进入中枢神经系统有关。Santomasso等[12]在发生严重ICANS的患者体内观察到血管生成素（Ang）Ⅱ/Ang Ⅰ值较高，提示ICANS与脑血管内皮活化密切相关。Ang Ⅱ/Ang Ⅰ值增大可导致内皮通透性增加，多种免疫细胞和细胞因子进入血脑屏障，加剧炎症反应，引起神经炎症，并进一步破坏血脑屏障完整性。Juliane等[13]研究发现，在CAR-T治疗诱导神经毒性的过程中，星形胶质细胞受损，脑脊液中白细胞、蛋白质、γ干扰素（IFN-γ）、白细胞介素（IL）-6、IL-10和颗粒酶B（GzB）水平增加，CAR-T治疗可能通过全身性炎症引起星形胶质细胞损伤，进而对大脑产生不利影响。1项包括21名接受CD19 CAR-T治疗的B细胞急性淋巴细胞白血病患者的Ⅰ期临床研究报告称，与未出现神经毒性的患者相比，出现神经毒性的患者脑脊液CD19 CAR-T细胞浓度更高，可能是患者出现神经毒性的原因之一[14]。 2.2  神经干细胞（NSCs）治疗药物 NSCs是存在于中枢神经系统中的一类具分化潜能的细胞，具有肿瘤趋向性及良好的组织穿透能力，经基因工程改造后可作为药物递送系统将多种活性成分递送至病灶部位，既可以用于治疗原发性中枢神经系统恶性肿瘤，也可用于外周系统肿瘤发生的颅内转移的治疗[15]。现有临床前和临床研究数据表明，基于工程化NSCs的药物递送系统未见显著性神经毒性，临床试验中患者出现的神经系统不良反应主要与给药过程产生的损伤及所负载药物的神经毒性有关。 1项关于NSC-CRAd-S-pk7（一种由NSCs递送的工程化溶瘤腺病毒）治疗恶性胶质瘤的临床研究显示，NSCs作为一种药物递送系统用于肿瘤治疗是安全有效的，但接受药物治疗的患者依然出现了神经系统不良反应，包括硬膜下积液及注射失误引起的病毒性脑膜炎[16]。CD-NSCs是一种改造后的NSCs细胞系，可稳定表达胞嘧啶脱氨酶（CD），将原药5-氟胞嘧啶转化为5-氟尿嘧啶，在CD-NSCs重复给药的临床试验中，部分接受治疗的恶性胶质瘤患者出现药物相关的2/3级毒性反应，其中包括脑脓肿和疲劳[17]。值得注意的是，NSCs治疗产品的给药过程常涉及到开颅手术，应注意预防因手术感染引起的神经系统病变。 3  基因治疗药物神经毒性 随着RNA干扰、CRISPR技术及mRNA核苷酸碱基修饰等新理论和新技术的出现，基因治疗技术体系不断拓展，除早期的基因替代治疗外，目前还涵盖了基因编辑治疗、经基因修饰的细胞治疗、RNA治疗和溶瘤病毒治疗等[18]。基因治疗对肿瘤的针对性和杀伤性更强，不良反应较小，但仍无法避免神经毒性，对患者的药物耐受和预后有一定影响。 近年来，多个肿瘤基因治疗新药获批用于癌症治疗。ARO-HIF2是一种siRNA药物，可用于治疗转移性透明细胞肾细胞癌，在临床研究中，23.1%的受试者出现了与ARO-HIF2相关的神经毒性症状，包括周围神经病、慢性炎症性脱髓鞘多发性神经病和格林-巴利综合征，严重程度较高（≥3级）[19]。Delytact是经改造后的第3代重组1型单纯疱疹病毒（HSV-1）产品，不良反应以发热、恶心、呕吐为主，尽管患者在接受治疗过程中会出现一些神经毒性症状，但严重程度和发生率较低，通常表现为癫痫发作、脑水肿、运动及感觉神经病变、头痛等[20]。 基因疗法引发神经毒性的机制尚未完全明确，可能涉及以下几个方面：（1）载体相关毒性。基因治疗通常依赖病毒载体（如溶瘤病毒、腺相关病毒、逆转录病毒）将治疗基因递送到目标细胞，某些病毒载体可能对神经系统具有直接毒性，或者触发免疫反应导致神经炎症，从而影响神经功能。例如，腺相关病毒可引起神经炎症和神经元缺失，并可能扩展到脊髓背侧柱，导致患者出现神经痛等症状[21]。HSV-1是常见的溶瘤病毒载体，野生型HSV-1具有显著的神经毒性副作用，可引起病毒性脑炎，降低患者生存率[22]。（2）脱靶效应相关毒性。某些基因疗法使用的载体可能会将治疗基因递送到非目标组织，导致治疗基因在神经系统中意外表达，可能会导致细胞功能障碍或死亡，引起神经毒性。ARO-HIF2的临床研究数据显示，基质细胞中ARO-HIF2水平较高，表明除肿瘤细胞外的其他细胞也会吸收ARO-HIF2，其神经毒性可能是脱靶效应导致[19]。（3）免疫相关毒性。基因治疗可能激活免疫系统，导致炎症反应，影响神经系统。Benjamin等[23]评估了LOAd703（一种基于溶瘤病毒的免疫刺激基因治疗）联合化疗治疗晚期胰腺导管恶性腺瘤的安全性和可行性，在16名接受治疗后T细胞检测的患者中，94%出现CD8+效应记忆细胞和腺病毒特异性T细胞的比例增加。 4  抗体类药物神经毒性 神经毒性是抗肿瘤抗体药物常见的不良反应之一，不同类抗体药物神经毒性的发生率、严重程度和临床症状不同，减量或停药后通常有所缓解，对于本身有神经系统疾病或神经系统损伤的患者来说，神经毒性的发生率和严重程度更高[24]。 4.1  单克隆抗体 单克隆抗体仅针对一种特定抗原表位，具有特异性高、亲和力强、血清半衰期长等优点，在肿瘤治疗领域应用广泛，目前已有多个药物获批上市。研究表明，单克隆抗体药物（尤其是靶向肿瘤坏死因子及其受体的单克隆抗体）可引起多发性硬化、视神经炎、外周脱髓鞘神经病等神经系统疾病[25]。1项针对帕博利珠单抗的II期临床研究显示，接受治疗的患者出现了一些神经毒性症状，关节痛、疲惫、无力等发生率大于10%，其中疲惫是最常见的3～4级治疗相关不良反应[26]。研究表明，CD20抗体（利妥昔单抗、替伊莫单抗、奥法木单抗等）引起的神经系统不良反应包括头痛、神经系统病变、脑病、痴呆、中枢神经系统出血、卒中等，与其他药物联用会增加神经毒性风险；CD30抗体（本妥昔单抗）引起的神经系统不良反应包括神经病变、头痛和肌痛/肌病，偶见脑病，3～4级神经病变的发生率为11%，其他严重的神经毒性较少见；CD52抗体（阿仑单抗）神经系统不良反应发生率较低，主要为外周神经病变、脊髓炎、视神经炎、格林-巴利综合征、运动障碍等[24]。 单克隆抗体类药物的神经毒性机制有待进一步研究，不同类抗体的神经毒性机制存在差异。某些单克隆抗体可能会与神经细胞的受体或蛋白质直接相互作用，导致神经细胞功能障碍或凋亡。例如，接受本妥昔单抗治疗后，约半数以上患者会出现神经病变，这可能与该抗体与微管蛋白酶结合有关[27]。此外，单克隆抗体的使用可能会引起免疫系统激活，诱导针对神经组织的自身免疫反应，例如CTL4单抗可诱导垂体自身抗体的产生，从而导致垂体功能减退，此外，它还能激活补体依赖的细胞毒性作用（CDC）和抗体依赖细胞介导的细胞毒性作用（ADCC）[28]。 4.2  双特异性抗体（BsAb） BsAb可同时结合2种抗原或同一种抗原的2个不同表位，具备更加优势的生物学效应。目前有许多BsAb药物正在临床试验阶段，BsAb药物的开发由于剂量限制性神经毒性而面临重大挑战[29]。倍利妥是抗CD3和CD19的双特异性T细胞抗体（BiTE），Kantarjian等[30]使用倍利妥治疗晚期急性淋巴细胞白血病，研究数据显示，9.4%的患者出现神经系统不良反应，3级或3级以上神经系统不良事件的发生率与化疗相似，因神经系统不良反应中断治疗的患者比例为4%。1项关于AMG 420（一种抗B细胞成熟抗原的BiTE）的临床研究结果显示，与倍利妥相比，AMG 420的神经毒性发生率相对较低，而且没有中枢神经系统毒性，停药后可缓解，但在每天800 μg的剂量下，神经毒性仍为AMG 420的剂量限制性毒性之一，患者出现严重的3级多发性神经病[31]。特立妥单抗也是一种BiTE，其临床研究报告显示，14.5%的患者出现神经系统不良反应，包括头痛、癫痫发作、ICANs等，研究人员指出，神经毒性是特立妥单抗常见的不良反应，但临床症状通常严重程度较低且可逆[32]。BiTE的神经毒性作用机制尚未完全阐明，T细胞介导的B细胞激活和细胞因子释放破坏了血脑屏障可能是影响因素之一[33]。 4.3  免疫检查点抑制剂（ICIs） ICIs可通过增强内源性免疫反应破坏肿瘤细胞，发挥肿瘤治疗作用。据报道，在接受ICIs治疗的各年龄组患者中，神经系统免疫相关不良事件（n-irAE）的发生率为8%，大多数n-irAE症状轻微，但严重的n-irAE可致残或致死[34]。ICIs引起的n-irAEs可影响中枢和外周神经系统，主要表现为脑膜炎、脑炎、血管炎、脱髓鞘性神经病、多发性神经病、肌炎、神经肌接头紊乱[35]。 ICIs的神经毒性机制尚未完全阐明，目前已提出几种潜在机制。首先，ICIs可阻断调节性T细胞（Tregs），导致Tregs减少，效应细胞增殖并激活，打破机体免疫平衡[36]，其引起的神经毒性症状在自身患有免疫系统疾病的患者中尤为明显[37]。其次，基于对肿瘤细胞和正常细胞共有抗原的交叉反应也可能是诱导神经毒性的机制之一。ICIs可通过针对神经细胞和肿瘤细胞共有抗原的交叉反应性诱导免疫反应，促进免疫介导的副肿瘤神经系统综合征（PNS）[38]。此外，研究者们也提出了其他可能的机制，包括表位扩散、既往感染、微生物组改变以及对表达免疫检查点的细胞系的直接细胞毒性[39]。 4.4  ADC ADC是通过连接子将细胞毒类药物与单克隆抗体进行连接的新型靶向药物。ADC的神经毒性呈剂量相关性，与化疗药物（如顺铂、长春新碱、紫杉醇等）相似，常引起周围神经病变，严重程度多为1～2级，主要临床表现为感觉、运动和自主神经功能异常，包括四肢麻木、刺痛、触觉异常、自发性灼烧样/放射性/电击样疼痛、痛觉异常、肢体远端无力、精细运动受损等[40]。8种最常见的ADC相关神经系统不良反应为周围神经病变、脑出血、周围感觉神经病、多发性神经病、脑病、进行性多灶性白质脑病、味觉障碍和吉兰-巴雷综合症[41]。在靶向CDH6的ADC治疗晚期实体瘤的I期临床研究中，一名患者癫痫发作，另一名患者出现失语症和脑病[42]。在接受MLN2704（一种前列腺特异性膜抗体ADC）治疗的63名前列腺癌的患者中，71%的患者出现周围神经病变[43]。 ADC诱发神经毒性的作用机制与小分子药物的细胞毒性作用密切相关。研究表明，与ADC相关的神经毒性是由细胞毒性有效载荷引起的，与“非肿瘤细胞的靶抗原特异性摄入（靶向相关性）”“非肿瘤细胞的脱靶作用（脱靶相关性）”和“非肿瘤细胞的非靶抗原摄入”3个方面有关[41-44]。一方面，ADC靶向的抗原通常在正常组织细胞中也有表达，导致细胞毒性药物被正常细胞摄取并引起靶向相关性不良反应；另一方面，由于ADC连接子的不稳定性或其他因素，细胞毒药物提前释放，引起脱靶相关性不良反应；此外，某些非肿瘤细胞表面存在与ADC药物抗体Fc段结合的受体，介导药物进入非肿瘤细胞，引起不良反应[40]。 5  抗肿瘤药物神经毒性治疗措施 抗肿瘤药物所引起的神经病变通常呈现剂量依赖性，一旦出现神经系统症状，应当及时减少剂量或停药，同时给予相应药物缓解症状。多数神经症状可在停药后减弱或消失，如果药物浓度较高、治疗时间过长，也可能引起不可逆性病变[45]。 对于传统铂类化疗药，应用钠通道阻滞药物卡马西平、加巴喷丁等药物能够降低患者神经毒性症状的发生率，应用维生素B1、维生素C等可以改善患者中毒症状[46]。针对新型抗肿瘤药物引起的特殊类型神经系统毒性，需要采用更为个性化的管理方法，比如使用免疫抑制剂治疗由ICIs引发的自身免疫反应。Xiao等[47]提出，临床上可通过优化给药方式和剂量、优化CAR结构来降低CAR-T毒性，减少不良反应的发生。此外，出现ICANS症状的患者可根据严重程度采用不同药物治疗：1级ICANS患者可通过氟哌啶醇或劳拉西泮改善症状；2级ICANS患者，尤其是IL-6抗体治疗无效的患者，可使用地塞米松或甲基强的松龙；3级及以上ICANS患者应转入重症监护室；并发CRS的患者可使用托西珠单抗和IL-6抗体[48]。单克隆抗体药物出现神经毒性症状后应当及时减少药物剂量或停药，同时给予药物治疗，如果毒性为轻度至中度，可口服皮质类固醇；如果毒性较严重，可iv皮质类固醇[49]。对于特立妥单抗引起的不同神经毒性症状，可给予托西珠单抗、地塞米松、左乙拉西坦和加巴喷丁等药物治疗[32]。n-irAEs引起的神经毒性疾病的治疗方法为停用ICIs并使用皮质类固醇，在皮质类固醇耐药的情况下，可考虑iv免疫球蛋白、血浆置换以及使用利妥昔单抗、阿替利珠单抗等药物[35]。使用ADC治疗肿瘤的过程中出现神经毒性症状时，可通过神经毒性问卷评估患者严重程度，根据分级确定个性化护理方案，1～2级通常无需调整剂量，3级及以上需要降低剂量、延长用药间隔或终止治疗，必要时可使用B族维生素、叶酸、烟酰胺、度洛西汀等神经营养药物[40]。 6  结语与展望 随着肿瘤学和相关学科的深入研究，多种抗肿瘤新疗法不断出现，纳米制剂、鞘内注射药物等新疗法的潜在神经毒性风险成为研究热点。为了全面应对这一挑战，研究者们从多个角度进行深入研究，包括神经毒性机制、加强监管和评估、调整治疗措施等。不同种类药物引起的神经毒性症状和机制也不同，常见机制包括载体或有效荷载相关毒性、免疫激活介导的自身免疫性反应和炎症反应、脱靶效应及血脑屏障受损等。在临床前新药安全性评价阶段，可采用体内外实验研究各类新型抗肿瘤候选药物的潜在神经毒性及作用机制，进而帮助识别和量化潜在的神经毒性风险，评估候选药物的安全性，为制定初期临床试验的试验方案、给药剂量、患者监测计划以及风险缓解策略提供参考。对临床上接受抗肿瘤药物治疗的患者，在提高疗效的同时要避免药物治疗造成的不可逆性神经损伤[3]。对于出现神经毒性的患者，要及时停药或减少给药剂量，并给予相应药物治疗，以避免更为严重的神经系统损伤。 总之，近年来新型抗肿瘤药物研发快、创新品种多，已发现或潜在的神经毒性不良反应成为影响药物获批的重要因素之一，因此，需要研发企业、监管部门对其展开全面且深入的研究和监测。 文章信息源于药物评价研究，登载该文章目的为更广泛的传递行业信息，不代表赞同其观点或对其真实性负责。文章版权归原作者及原出处所有，文章内容仅供参考。本网拥有对此声明的最终解释权，若无意侵犯版权，请联系小编删除。 学如逆水行舟，不进则退； 心似平原走马，易放难收。 行舟Drug 每日更新 欢迎订阅+ 医药大数据|行业动态|政策解读