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点击蓝字 关注我们 更多期刊精彩  工程化细菌外膜囊泡通过持续DNA损伤协同增强放疗诱导的抗肿瘤免疫效应 iOFV纳米系统的工程化、体内递送和抗肿瘤机制的示意图 ✦ 研究目的 放射治疗（Radiotherapy，RT）不仅能够直接杀伤肿瘤细胞，还可通过诱导DNA损伤激活cGAS-STING等天然免疫通路，从而促进抗肿瘤免疫。然而，放疗同时会迅速激活DNA Damage Response（DDR）修复系统，尤其是ATR介导的DNA损伤修复途径，使DNA损伤难以持续存在，限制了放疗诱导免疫激活的强度和持续时间。此外，肿瘤组织内ROS水平不足、纳米药物穿透能力有限以及血脑屏障（BBB）的存在，也进一步影响了放疗增敏及脑肿瘤治疗效果。 针对上述问题，本研究提出"持续DNA损伤（Sustained DNA Damage）"的新策略，构建了一种集放疗增敏、DNA修复抑制、免疫激活及深部肿瘤递送于一体的工程化细菌外膜囊泡（OMV）递送平台。该平台利用工程菌主动包裹Fe3O4纳米颗粒，并进一步负载ATR抑制剂VE822，同时通过iRGD修饰赋予其优异的肿瘤穿透及血脑屏障跨越能力，从而持续增强放疗诱导DNA损伤，重塑肿瘤免疫微环境，提高放疗免疫治疗效果。 研究主要内容 该研究设计并构建了一种兼具放疗增敏和免疫激活功能的工程化细菌外膜囊泡递送系统（iOFV）。首先，通过工程菌表达iRGD融合蛋白，并结合细菌主动摄取Fe3O4纳米颗粒及负载ATR抑制剂VE822，成功制备了具有良好稳定性、生物相容性及Fenton催化活性的iOFV（图1）。进一步研究表明，iRGD修饰显著提高了OMVs跨越血脑屏障及胶质瘤组织的穿透和富集能力（图2）。体外实验结果显示，iOFV通过增强ROS生成并抑制ATR介导的DNA损伤修复，持续放大放疗诱导的DNA损伤，提高肿瘤细胞放射敏感性（图3）；蛋白质组学及机制研究进一步证实，iOFV联合放疗显著激活DNA损伤应答、细胞凋亡、铁死亡及cGAS-STING等免疫相关信号通路（图4），并诱导线粒体功能障碍、脂质过氧化及细胞凋亡，进一步验证了其协同放疗增敏作用（图5）。随后，体内实验表明，iOFV具有良好的生物安全性、药代动力学特性及肿瘤靶向能力，可实现Fe3O4和VE822在肿瘤组织中的持续滞留（图6），从而维持DNA损伤状态并持续促进树突状细胞成熟、T细胞浸润及炎症因子释放，形成持续激活的抗肿瘤免疫微环境（图7）。在4T1乳腺癌和原位GL261脑胶质瘤模型中，iOFV联合放疗均显著抑制肿瘤生长，增强放疗诱导的抗肿瘤免疫反应，展现出良好的放疗增敏效果和脑肿瘤治疗潜力（图8、图9）。 图1.iOFV的构建与表征。 （A）工程化iRGD-OMV的构建流程；（B）OMVs对LO2细胞的生物相容性；（C–G）重组质粒构建、蛋白表达及验证；（H，I）GP-Fe3O4纳米颗粒被BL21细菌摄取；（J）VE822对肿瘤细胞和正常细胞的选择性细胞毒性；（K，L）Fe3O4、iOMV及iOMV@Fe3O4的TEM图像与粒径分布；（M–O）iOFV的表面电位、分散稳定性及紫外-可见吸收特征；（P–R）iOFV的H2O2依赖Fenton催化活性及·OH产生能力。 图2. iRGD工程化促进OMVs跨越血脑屏障并增强胶质瘤靶向递送。 （A）体外血脑屏障（BBB）模型示意图；（B）iRGD修饰显著提高OMVs跨BBB转运能力；（C–E）共聚焦成像及荧光定量表明，iOFV能够高效穿透3D GL261胶质瘤球并实现深部浸润和长时间滞留；（F）体内荧光成像进一步证实，iOFV具有优异的BBB穿透能力和脑胶质瘤靶向富集能力。 图3. iOFV显著增强放疗诱导的DNA损伤和放疗增敏效应。 （A–E）细胞活力、克隆形成及存活曲线分析表明，iOFV具有良好的生物相容性，并显著提高肿瘤细胞对放疗的敏感性；（F–K）流式细胞术、活/死染色及共聚焦成像显示，iOFV通过抑制ATR介导的DNA损伤修复，增强ROS生成并持续诱导DNA双链断裂；（L–O）iOFV进一步促进细胞内GSH耗竭和微核形成，表明其能够持续放大放疗诱导的DNA损伤。 图4. 蛋白质组学揭示iOFV联合放疗激活细胞死亡及抗肿瘤免疫相关通路。 （A–D）蛋白质组学分析显示，iOFV联合放疗显著改变细胞蛋白表达谱；（E–H）KEGG和GO富集分析表明，差异表达蛋白主要富集于DNA损伤应答、凋亡、铁死亡、cGAS-STING信号通路及免疫调控等相关生物学过程，进一步阐明了iOFV增强放疗免疫治疗的分子机制。 图5. iOFV联合放疗诱导线粒体损伤、铁死亡及细胞凋亡。 （A–E）JC-1染色、C11-BODIPY染色及Annexin V-FITC/PI流式分析表明，iOFV联合放疗显著降低线粒体膜电位，促进脂质过氧化并诱导细胞凋亡；（F–H）Western blot结果显示，iOFV联合放疗显著下调Bcl-2和GPX4蛋白表达，进一步证实其可协同诱导线粒体凋亡和铁死亡。 图6. iOFV具有良好的体内安全性、药代特性及肿瘤靶向能力。 （A–I）血液学、生化指标、器官重量、溶血实验及组织病理学结果表明，iOFV具有良好的生物安全性，并可经肾脏代谢清除；药代动力学和生物分布分析显示，iOFV在肿瘤组织中具有较好的富集能力。（J，K）体外细胞摄取及体内荧光成像结果进一步证实，iRGD修饰显著增强了iOFV的细胞摄取效率和肿瘤靶向富集能力。 图7. iOFV在肿瘤内持续释放并维持DNA损伤，持续激活抗肿瘤免疫。 （A，B）ICP-MS和HPLC分析表明，iOFV可在肿瘤组织中实现Fe3O4和VE822的持续滞留；（C–F）ELISA及免疫荧光结果显示，iOFV联合放疗持续增强IFN-β、TNF-α分泌及γ-H2AX表达，维持DNA损伤水平；（G–J）流式细胞术进一步证实，iOFV联合放疗持续促进CD3+、CD4+、CD8+ T细胞浸润及树突状细胞成熟，从而增强抗肿瘤免疫反应。 图8. iOFV联合放疗显著增强体内抗肿瘤疗效并激活抗肿瘤免疫。 （A–C）4T1荷瘤小鼠治疗方案及体内疗效评价显示，iOFV联合放疗显著抑制肿瘤生长，且未引起明显体重下降；（D–J）流式细胞术及ELISA结果表明，iOFV联合放疗促进树突状细胞成熟和CD3+、CD4+、CD8+ T细胞浸润，并显著提高IL-6、IFN-β、IFN-γ和TNF-α等细胞因子水平，进一步增强抗肿瘤免疫反应；（K）提出了OMV激活TLR4/NF-κB与持续DNA损伤激活cGAS-STING协同增强放疗免疫治疗的作用机制。 图9. iOFV联合放疗显著增强原位胶质瘤模型中的抗肿瘤免疫治疗效果。 （A，B）原位GL261胶质瘤治疗方案及生物发光成像结果显示，iOFV联合放疗显著抑制肿瘤生长；（C，D）免疫荧光分析表明，iOFV联合放疗进一步促进ROS生成和DNA双链断裂；（E–K）流式细胞术及ELISA结果显示，iOFV联合放疗显著促进树突状细胞成熟和CD3+、CD4+、CD8+ T细胞浸润，并提高IFN-γ、IFN-β、IL-6和TNF-α等细胞因子水平，进一步增强脑胶质瘤中的抗肿瘤免疫反应。 研究结论 本研究构建了一种集肿瘤靶向递送、放疗增敏和免疫激活于一体的工程化细菌外膜囊泡平台（iOFV）。该平台通过Fe3O4介导的ROS放大效应与ATR抑制剂VE822阻断DNA损伤修复，实现了放疗诱导持续DNA损伤（Sustained DNA Damage），显著增强了cGAS-STING介导的天然免疫激活和抗肿瘤免疫反应。同时，iRGD修饰赋予iOFV优异的肿瘤穿透及血脑屏障跨越能力，在乳腺癌和原位胶质瘤模型中均表现出显著的放疗增敏效果和良好的生物安全性。该研究为工程化细菌外膜囊泡在放疗联合免疫治疗中的应用提供了新的设计策略，也为实体瘤尤其是脑肿瘤的精准治疗提供了新的研究思路。 作者介绍&基金资助 本研究的共同第一作者为中国科学技术大学附属第一医院博士生琚光宇、硕士生刘潇和中国科学院合肥物质科学研究院谷红仓研究员。中国科学技术大学附属第一医院钱俊超研究员、袁双虎教授、浙江大学游剑教授、平渊教授为共同通讯作者。该工作得到了国家自然科学基金项目（项目号U1932158, 81871085, and 82271519）、山东省自然科学基金项目（项目号ZR2019LZL018）、安徽省自然科学基金杰出青年项目（项目号2208085J10）、合肥大科学中心协作创新计划重点项目（项目号2019HSC-CIP003）、中国博士后科学基金（项目号2019M652403）以及山东省博士后创新项目（项目号202002048）、数字医学工程全国重点实验室开放研究基金的支持。 文章链接 https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S2772950826000786 课题组简介  钱俊超，研究员，博士生导师，中国科学技术大学附属第一医院肿瘤放疗科。长期从事放射医学、纳米医学、肿瘤放射治疗和分子影像研究。以通讯作者或第一作者（含共同）在Science、PNAS、JACS、ACS Nano（3篇）、Advanced Functional Materials等国际权威期刊发表SCI论文60余篇，授权中国发明专利11项，获软件著作权2项。主持国家自然科学基金项目（4项）、安徽省自然科学基金杰出青年项目等10余项。获安徽医学科技奖一等奖、山东省科学技术进步奖二等奖、中国发明协会创新创业一等奖、中国医药教育协会科技奖二等奖。现任安徽省癌症研究会放射医学专业委员会主任委员、安徽省抗癌协会鼻咽癌专业委员会常务委员、安徽省抗癌协会放射免疫治疗专业委员会常务委员等。 袁双虎，中国科学技术大学教授，中国科学技术大学附属第一医院（安徽省立医院）副院长、中国科学技术大学附属第一医院西区（安徽省肿瘤医院）院长，主任医师，博士生、博士后导师。入选国家“万人计划”科技创新领军人才、科技部中青年科技创新领军人才、国务院政府特殊津贴、中国肿瘤青年科学家、泰山学者特聘专家等。 主要研究方向为肿瘤个体化精准放射免疫研究。承担863计划、国家科技支撑计划、公益行业科研专项、国家自然科学基金、山东省重点研发计划、山东省自然科学杰出青年基金等十余项，其中为首连续承担7项国家自然科学基金。在肿瘤学、放射治疗及影像学权威期刊等发表论文190余篇，主编著作3部，主持制定全国性肿瘤诊治指南6项，参与制定5项。首位获批国家发明专利23项。3次荣获国家科技进步奖二等奖，为首2次荣获中华医学科技奖、2次荣获省科技进步奖二等奖，荣获国际科学奖等十余项。 游剑，求是特聘教授，博士生导师。研究领域：药物制剂工程、药物高端制剂、药物临床转化。主要研究特色：(1) 高端药物制剂基础与应用研究，探索药物制剂从基础研究到产业化的关键核心技术，尤其聚焦于脂质体、脂微球等纳米制剂的临床转化。(2) 基于先进药物递送技术的免疫与基因治疗。在国内外重要刊物发表论文200余篇。作为通讯作者，在包括Nat Nanotechnol、Sci Adv、Nat Commun、Adv Sci、Acs nano、ACS Central Sci、J Control Release等发表研究型论文，被他引用5000余次，单篇最高引用800余次。获发明专利授权20余项，获教育部自然科学奖二等奖、浙江省科学技术奖一等奖两项，获中国药学会青年药剂学奖等。入选国家万人计划、科技部科技创新领军人才。 平渊，求是特聘教授，博士生导师，国家级人才项目获得者。主要从事方向为生物大分子药物递送载体的设计与疾病治疗，迄今为止在国际SCI刊物上已发表论文80余篇，其中作为通讯作者在Nature Biotechnology, Nature Nanotechnology, PNAS, Nature Communications, Science Advances等国际SCI刊物上发表论文40余篇。主持研究项目包括国家自然科学基金（杰青、面上及国际合作）、科技部重点研发计划、国家生物药技术创新中心及浙江省杰出青年项目等支持。曾获得包括JCR (Journal of Controlled Release) Emerging Leader Award，International Association of Advanced Materials Scientist Medal，浙江大学2020年度十大学术进展提名等奖项。任Journal of Controlled Release, Synthetic and Systems Biotechnology, Asian Journal of Pharmaceutical Sciences及《自然综述：药物发现》中文版编委。 END 微信号｜Biomaterials Advances 长按扫码了解期刊详情 Biomaterials Advances ISSN | 2772-9508 影响因子 | 6.6 点击阅读原文了解该论文详情

Replication stress in cancer: origins, consequences and therapeutic opportunities (Nature Reviews Cancer, IF 60.7) 作者信息：Junjie Chen（通讯作者，美国德克萨斯大学MD Anderson癌症中心实验放射肿瘤学系）、Lee Zou（通讯作者，美国杜克大学医学院药理学与癌症生物学系）。 核心信息速览： “DNA复制压力”指DNA复制受损并由此带来基因组不稳定，它是肿瘤发生和进展的核心特征，也是癌细胞“乱中有序”的源头。这篇综述要解决的问题是：癌细胞里的复制压力从哪来、会造成什么后果、又能怎样被药物利用。文章把复制压力同时定位为肿瘤基因组进化的驱动因素和精准肿瘤学可以下手的框架：一方面，癌基因激活、转录与复制“撞车”、核苷酸代谢异常、阻碍DNA合成的DNA二级结构都在给癌细胞制造压力，推动染色体不稳定和突变累积；另一方面，癌细胞为了活下来必须高度依赖复制压力应答通路（核心是ATR–CHK1轴），这恰恰成了可攻击的软肋——ATR、CHK1、WEE1、PKMYT1抑制剂，以及在BRCA1/2缺陷肿瘤中的PARP抑制剂、在微卫星不稳定（MSI-H）肿瘤中的WRN抑制剂，都是沿着这条思路进入临床的。作者特别强调：肿瘤里的复制压力往往是慢性的、亚致死的，而不是急性的、灾难性的，正因如此它才既能塑造基因组演化，又能被“将计就计”地利用。 英文摘要 Abstract. Replication stress, defined as impaired DNA replication leading to genomic instability, is a central feature of tumour development and progression. In cancer cells, it arises from oncogene activation, transcription–replication conflicts, altered nucleotide metabolism and DNA secondary structures that hinder DNA synthesis. These pressures compromise accurate genome duplication and promote chromosomal instability and mutagenesis. Recent advances have clarified the molecular mechanisms that stabilize, remodel and restart stressed replication forks, and highlighted the essential role of the ataxia telangiectasia and Rad3-related protein (ATR)–checkpoint kinase 1 (CHK1) pathway in preventing excessive single-stranded DNA accumulation and catastrophic genome fragmentation. Although replication stress fuels tumour evolution and heterogeneity, it also creates dependencies on replication stress response pathways that can be therapeutically exploited. Inhibitors targeting ATR, CHK1 and WEE1 kinases, which override the G2 checkpoint, are in clinical development, whereas synthetic lethal strategies, including poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) inhibition in BRCA1-deficient or BRCA2-deficient tumours and inhibition of the DNA helicase WRN in microsatellite-unstable cancers, illustrate how replication stress-associated vulnerabilities can be targeted. In this Review, we position replication stress as both a driver of cancer genome evolution and a tractable framework for precision oncology. We emphasize that replication stress in tumours is often chronic and sublethal, shaping genome evolution. We further highlight its integration with oncogenic and metabolic alterations and broader impact on tumour–microenvironment interactions, which create dynamic and context-dependent therapeutic vulnerabilities. Main text overview. This Review is organized into five main sections. Origins of replication stress in cancer groups the sources into three categories — physical barriers to replication fork progression (DNA lesions, transcription–replication conflicts and R-loops, DNA secondary structures and chromatin compaction), defects in DNA synthesis (deoxynucleotide deficiency and imbalance, compromised replisome, dysregulated origin firing) and compromised DNA damage tolerance and repair. Cellular responses to replication stress describes the ATR–CHK1 checkpoint pathway, its activators TOPBP1 and ETAA1, its local and cell-cycle effects, and the replication-coupled damage tolerance and repair pathways (translesion synthesis, repriming by PRIMPOL, fork reversal and template switching, homologous recombination and break-induced replication). Impact of replication stress on cancer biology covers structural genome remodelling, the roles of replication stress at different stages of cancer development (early tumorigenesis, tumour progression, therapy-driven adaptive evolution) and immune modulation through cGAS–STING and RIG-I/MDA5 signalling. Therapeutic opportunities reviews replication stress response pathway inhibition, synthetic lethal approaches (PARP inhibition in BRCA1-deficient or BRCA2-deficient cancers, WRN dependency in MSI-high tumours, ATM loss and ATR inhibition) and DDR–immunotherapy combinations. Conclusions and perspectives identifies unresolved questions, including resistance to replication stress-targeted therapies and the lack of robust predictive biomarkers. 中文摘要 摘要：DNA复制压力被定义为DNA复制受损并导致基因组不稳定，是肿瘤发生与进展的核心特征。在癌细胞中，复制压力来自癌基因激活、转录—复制冲突、核苷酸代谢改变，以及阻碍DNA合成的DNA二级结构。这些压力损害基因组复制的准确性，促进染色体不稳定和突变发生。近期研究进展阐明了稳定、重塑并重启“受压迫”复制叉的分子机制，并凸显了共济失调毛细血管扩张症与Rad3相关蛋白（ATR）–检查点激酶1（CHK1）通路在防止单链DNA过度累积和灾难性基因组碎裂中的关键作用。复制压力虽然推动肿瘤演化与异质性，但也让癌细胞对复制压力应答通路产生依赖，从而可被治疗利用。靶向ATR、CHK1和WEE1激酶（可越过G2检查点）的抑制剂正处于临床开发阶段；而合成致死策略，包括在BRCA1缺陷或BRCA2缺陷肿瘤中抑制聚（ADP-核糖）聚合酶（PARP），以及在微卫星不稳定癌症中抑制DNA解旋酶WRN，则展示了如何攻击与复制压力相关的脆弱点。在本综述中，我们把复制压力同时定位为癌症基因组进化的驱动因素和精准肿瘤学中可操作的框架。我们强调，肿瘤中的复制压力往往是慢性的、亚致死的，它在塑造基因组演化；我们还强调它与癌基因改变、代谢改变的整合，以及对肿瘤—微环境相互作用的更广泛影响，这些共同造就了动态的、依赖具体情境的治疗脆弱性。 正文概要：本综述分为五大部分。肿瘤中复制压力的来源把来源归纳为三类——阻碍复制叉前进的物理屏障（DNA损伤、转录—复制冲突与R-loop、DNA二级结构与染色质压缩）、DNA合成缺陷（脱氧核苷酸缺乏与失衡、复制体受损、起始点发放失调），以及DNA损伤耐受与修复通路受损。细胞对复制压力的应答介绍了ATR–CHK1检查点通路、其激活因子TOPBP1与ETAA1、它在复制叉局部的与细胞周期层面的作用，以及复制偶联的损伤耐受与修复通路（跨损伤合成、PRIMPOL介导的重启、复制叉逆转与模板转换、同源重组和断裂诱导复制）。复制压力对肿瘤生物学的影响涵盖基因组结构重塑、复制压力在肿瘤发展不同阶段的作用（早期肿瘤发生、肿瘤进展、治疗驱动的适应性演化），以及通过cGAS–STING和RIG-I/MDA5信号实现的免疫调节。治疗机会梳理了复制压力应答通路抑制、合成致死策略（BRCA1/2缺陷癌症中的PARP抑制、MSI-H肿瘤中的WRN依赖、ATM缺失与ATR抑制）以及DDR抑制剂与免疫治疗的联合。结论与展望指出了尚未解决的问题，包括对复制压力靶向治疗的耐药，以及缺乏可靠的预测性生物标志物。 文献解读 一、研究背景与临床需求 DNA复制是维持基因组完整性的基础过程。复制压力这个词，指的不只是复制本身受到干扰，还包括由此产生的基因组和染色体异常。当复制叉前进被DNA损伤、转录—复制冲突（TRC）、核苷酸耗竭或复制体功能异常挡住时，复制压力就出现了；停滞的复制叉会产生一长段被复制蛋白A（RPA）包裹的单链DNA（ssDNA），进而激活下游的复制压力应答。 作者指出，复制压力已经是癌症基因组不稳定的主要驱动力，深刻影响肿瘤演化和治疗反应。在癌细胞里，癌基因激活、转录—复制冲突增多、易形成二级结构的DNA区域、核苷酸代谢失调、DNA修复通路缺陷是复制压力升高的主要来源。而这里存在一个关键的双面性：持续存在的复制压力一方面造成基因组与染色体不稳定、突变增加，让肿瘤更异质、更容易耐药；另一方面也让癌细胞高度依赖复制压力应答通路，从而制造出可被利用的弱点。 临床需求正来自这后半句：DNA损伤反应（DDR）抑制剂已成为抗肿瘤药物研发的重要方向，但“哪些患者能用、用什么指标选人”仍未解决。这篇综述的目的，就是把这些机制、后果与治疗机会系统整合起来，为精准用药提供一个可操作的框架。 二、研究设计特点 这是发表在《Nature Reviews Cancer》的一篇综述（Review article），不是原始临床研究，因此没有患者队列、没有随机分组、也没有试验注册号。作者为美国德克萨斯大学MD Anderson癌症中心实验放射肿瘤学系的Junjie Chen与美国杜克大学医学院药理学与癌症生物学系的Lee Zou，两人均为通讯作者。文章结构完整：正文分为引言、肿瘤中复制压力的来源、细胞对复制压力的应答、复制压力对肿瘤生物学的影响、治疗机会、结论与展望六大部分；配有3张主图（复制压力来源、ATR–CHK1检查点通路、未解决复制压力的后果）和1张临床药物表，另有3个专栏（Box 1 DNA复制机器、Box 2 ATM与ATR在基因组监视中的关系、Box 3 在肿瘤模型中检测复制压力的工具与局限）以及术语表。方法学上的特点有三点：一是以机制研究文献与功能基因组学证据为基础做整合性论述；二是反复强调肿瘤中的复制压力多为慢性、亚致死状态，而非急性、灾难性事件，这一判断贯穿全文；三是所讨论的药物均以已公开注册的临床试验（NCT编号）为依据，来源可追溯。 三、核心内容与关键证据 图（原Figure 1）：肿瘤中复制压力的来源。九个分图分别对应三类来源——a为基因组DNA模板损伤（UV、活性氧ROS、活性醛、DNA交联等）；b为转录—复制冲突（同向CD碰撞与对头HO碰撞）与R-loop；c为G-四链体、茎环、十字形等DNA二级结构及过度压缩的染色质；d为dNTP缺乏或失衡导致复制叉减慢/停滞、尿嘧啶与核糖核苷酸错掺；e为POLE/POLD1突变降低复制保真度、增加复制叉不稳定；f为复制起始点发放失调（cyclin E扩增导致过度发放，CDT1过表达/稳定导致再复制）；g为跨损伤合成与范可尼贫血通路受损；h为BRCA1/BRCA2缺陷使新生DNA易被核酸酶降解；i为BER过度活跃及SLX4-SLX1、MUS81-EMEI过度切割停滞复制叉，反而增加DNA损伤。 ① 复制压力的三大来源类别（原文框架）：作者把癌细胞中复制压力的来源明确归纳为三类——阻碍复制叉前进的物理屏障、DNA合成缺陷、DNA损伤耐受与修复通路受损。每一类下的具体贡献者见下表。 来源类别 具体贡献者（原文举例） 阻碍复制叉前进的物理屏障 DNA模板损伤（UV形成的环丁烷嘧啶二聚体与6-4光产物、ROS产生的8-氧鸟嘌呤/单链断裂/双链断裂、活性醛形成的DNA与DNA–蛋白交联、APOBEC3A/3B脱氨酶）；转录—复制冲突（TRC）与R-loop（MYC扩增、突变HRAS、BRCA1/BRCA2缺失、U2AF1与SRSF2改变、EWS–FLI融合蛋白）；DNA二级结构与染色质压缩（G-四链体、反向重复形成的茎环、微卫星序列形成的十字形结构、SWI/SNF复合物失活、突变IDH产生的2-羟戊二酸、ATRX缺失累及端粒与着丝粒区） DNA合成缺陷 脱氧核苷酸（dNTP）缺乏与失衡（Rb通路激活抑制RRM2、SAMHD1缺失、结直肠癌中叶酸缺乏导致dUTP/dTTP失衡、谷氨酰胺或葡萄糖代谢改变）；复制体受损（POLE或POLD1校对功能缺陷突变、RPA1与MCM4改变）；起始点发放失调（CCNE/cyclin E扩增增加G1期起始点发放、CDT1过表达或蛋白稳定化引发再复制；长基因等区域缺乏休眠起始点，易形成常见脆性位点） DNA损伤耐受与修复受损 跨损伤合成（TLS）与范可尼贫血通路（POLη缺失见于着色性干皮病变异型XP-V）；复制叉逆转与ssDNA间隙保护失败（BRCA1或BRCA2缺陷使新生DNA被MRE11、EXO1、BLM–DNA2过度降解）；修复缺陷（XRCC1缺陷使未修复单链断裂导致复制叉崩塌，ERCC1缺陷肺癌与RNaseH2缺陷前列腺癌对ATR抑制更敏感，MMR缺陷积累微卫星不稳定）；以及修复过度活跃（过度BER产生脱碱基位点与单链断裂，SLX4、MUS81等结构特异性核酸酶过度切割停滞复制叉） 注：以上三类划分与具体举例均取自原文“Origins of replication stress in cancer”一节及Figure 1图注。 ② ATR–CHK1轴是细胞应对复制压力的中枢：复制叉停滞处产生的ssDNA被RPA包裹，为ATR–ATRIP复合物提供招募平台；ATR的完全激活还需要激活因子TOPBP1（由RAD17-RFC2-5与9-1-1复合物招募）和ETAA1（由RPA招募）。激活后的ATR磷酸化大量底物，其中CHK1是复制检查点的主要效应激酶。这条通路做三件事：在复制叉局部稳定停滞的复制叉、防止ssDNA累积、促进复制叉修复与恢复；通过抑制CDK1、CDK2和DDK活性限制新的起始点发放（S期内检查点）；并通过CDC25A、CDC25C等延迟细胞进入有丝分裂。此外，ATR还分别通过RRM2和dCK促进脱氧核苷酸的从头合成与补救合成。 ③ 抑制这条通路会“压垮”高复制压力的癌细胞：原文指出，抑制ATR或CHK1会加剧解旋酶—聚合酶解偶联、新生DNA降解和模板断裂，导致ssDNA迅速累积并最终形成双链断裂；在本身复制压力水平很高的癌细胞中，ATR抑制可触发“复制灾难”（replication catastrophe）——大规模染色体碎裂和细胞死亡。其机制是ssDNA暴露过度、RPA被耗竭，因此内在复制压力越高的癌细胞越容易走向这种死亡方式。这是ATR抑制剂治疗窗口的机制基础。 ④ 复制压力在肿瘤发展的不同阶段扮演不同角色：在早期肿瘤发生阶段，癌基因信号（MYC、RAS、CCNE过表达）诱导异常起始点发放与转录—复制冲突，在膀胱、乳腺、肺和结肠的早期瘤变中即可检出γH2AX等复制相关DNA损伤标志物以及ATM–CHK2检查点激活，说明检查点最初是恶性进展的屏障；而TP53失活与检查点削弱主要出现在高级别病变和侵袭性胰腺导管腺癌中。在肿瘤进展阶段，检查点屏障被绕过后，亚致死但持续存在的复制压力推动结构重排与基因组重塑（如灶性缺失、拷贝数改变、重排），在CCNE1扩增的高级别浆液性卵巢癌中还与全基因组倍增相关，由此产生的拷贝数多样性可支撑克隆选择与治疗耐药。原文强调：复制压力处于一个连续谱上——与存活不相容的过度压力会被淘汰，肿瘤倾向于把复制压力维持在“可耐受但仍致突变”的水平。 ⑤ 不同来源会留下可复现的基因组“指纹”：原文举出若干对应关系，见下表。 复制压力/修复缺陷类型 对应的基因组特征（原文描述） MMR缺陷 微卫星不稳定（MSI）：重复序列上未被纠正的复制滑移错误导致的插入与缺失 BRCA1或BRCA2缺失 小缺失、串联重复以及SBS3突变特征，符合同源重组缺陷与复制叉保护受损 APOBEC3A/APOBEC3B活性升高 在ssDNA暴露区域形成簇状突变（kataegis）与APOBEC相关突变特征 CCNE1扩增 染色体重排与融合事件，可能源于起始点发放增加与转录—复制冲突 常见脆性位点 晚期复制、转录活跃区域，在早期乳腺肿瘤发生中FHIT与WWOX表达下降，并持续存在于浸润性乳腺癌 注：原文同时指出，这些特征在不同肿瘤类型之间是否一致，仍有待完全明确。 四、机制逻辑与与现有治疗的比较 ① 抑制剂的“分工”并不相同。ATR与CHK1主要在S期稳定复制叉、调控起始点发放；WEE1则通过磷酸化CDK1（Tyr15）与CDK2，阻止DNA未复制完或带损伤的细胞提前进入有丝分裂。因此ATR或CHK1抑制最直接破坏的是复制叉稳定与S期内检查点，而WEE1抑制则迫使细胞提前进入有丝分裂、加重复制相关损伤。PKMYT1同样在Tyr15位点磷酸化CDK1，与WEE1功能重叠；在CCNE1扩增的乳腺、卵巢等肿瘤中，抑制PKMYT1可迫使正在进行DNA复制的细胞提前进入有丝分裂，并产生明显的抗肿瘤活性。 ② 与ATM、DNA-PK抑制剂的关键区别在于“伤敌”还是“伤己”。ATM和DNA-PK抑制剂最直接损害的是双链断裂的感知与修复（非同源末端连接），会通过削弱正常组织的修复能力而显著加重放化疗毒性；而ATR、CHK1、WEE1抑制剂更多是利用肿瘤相对正常组织更高的复制压力与检查点依赖。不过原文也明确提醒：即便如此，临床上相关的骨髓抑制和胃肠道毒性仍然常见，并可能成为剂量限制因素。 ③ 已落地的两个合成致死范例。一是BRCA1/2缺陷肿瘤中的PARP抑制剂：已获批的多数PARP抑制剂同时靶向PARP1和PARP2，其疗效与“PARP捕获”毒性并存；为提高治疗窗口，PARP1选择性抑制剂saruparib（AZD5305）被开发出来以保留PARP2，早期临床已显示令人鼓舞的活性。二是MSI-H肿瘤中的WRN依赖：大规模CRISPR筛选发现WRN是MSI-H癌症的依赖基因——MSI-H细胞中扩展的TA二核苷酸重复形成非B型DNA结构、阻碍复制，需要WRN解旋酶来解开；WRN缺失会在这些癌症中选择性造成染色体断裂与有丝分裂失败。值得注意的是，新构建的MLH1或MSH2缺失的MMR缺陷细胞系在WRN缺失或抑制后仍能存活，提示单是MMR缺失并不足以产生WRN依赖。此外，ATM缺失的肿瘤（如部分淋巴系统恶性肿瘤及乳腺、前列腺等实体瘤）似乎对ATR抑制更敏感，其基础是ATM在对抗染色质结合的cGAS所致复制压力上有独特作用，使ATM缺陷细胞更依赖ATR。 ④ 与现有治疗的另一层交集是耐药。PARP抑制剂耐药最常见的原因是同源重组功能恢复，包括BRCA1/BRCA2回复突变、表观遗传再激活或末端切除拮抗因子缺失；在其他情境下，仅恢复复制叉保护而不同源重组完全恢复也能导致耐药，此外还包括药物外排增加、PARP捕获减少或DNA损伤耐受通路重塑。铂类与PARP抑制剂造成的损伤还可被癌细胞通过增强TLS（REV1–POLζ）、恢复复制叉保护（如PTIP或CHD4缺失）或改变停滞叉加工来耐受。APOBEC3胞苷脱氨酶在ssDNA上引入C→T转换，停滞复制叉和ssDNA间隙为其提供了充足底物；在非小细胞肺癌等肿瘤中，EGFR、ALK、KRAS或MEK抑制剂治疗会诱导持续存在癌细胞的APOBEC3活性，在激素受体阳性乳腺癌中APOBEC3突变还与内分泌治疗（单用或联合CDK4/6抑制剂）耐药相关。 ⑤ 与免疫治疗的连接。复制压力可通过复制叉崩塌、微核破裂及停滞叉中间产物异常加工，把双链DNA和RNA释放到胞质中，分别激活cGAS–STING和RIG-I/MDA5通路，最终汇聚到I型干扰素信号。急性激活可增强抗肿瘤免疫、促进T细胞致敏，从而有利于免疫检查点阻断应答——在HPV驱动癌症的免疫健全小鼠模型中，ATR抑制联合分次放疗诱导了急性干扰素反应，增加了抗原呈递与固有免疫细胞浸润，并增强了肿瘤控制。但在染色体不稳定的乳腺和肺癌模型中，持续存在的肿瘤细胞内在cGAS–STING信号却激活非经典NF-κB、促进侵袭行为与转移播散。原文因此强调：复制压力带来的免疫后果高度依赖情境，取决于信号强度和持续时间以及肿瘤微环境。临床经验目前也喜忧参半——PARP抑制剂联合免疫检查点抑制剂在BRCA1/2缺陷以外获益有限。 五、临床意义 这篇综述的临床价值，在于把“机制”翻译成了一张可以对照使用的药物—靶点—适应证地图。原文Table 1列出了目前具有公开注册临床试验、针对复制压力或DNA损伤反应通路的代表性药物，其要点整理如下。 靶点 代表药物 主要适应证与联合方向（原文） ATR ceralasertib（AZD6738）、camonsertib（RP-3500）、elimusertib（BAY 1895344）、berzosertib（M6620/VE-822） 实体瘤（含卵巢癌、尿路上皮癌、小细胞肺癌）；单药或联合PARP抑制剂（olaparib）、免疫治疗（durvalumab）、放疗、化疗（吉西他滨、顺铂、FOLFIRI）、德曲妥珠单抗 CHK1 prexasertib（LY2606368）、SRA737（CCT245737） 实体瘤（含小细胞肺癌、卵巢癌、乳腺癌）；单药或联合olaparib、低剂量吉西他滨 WEE1 adavosertib（AZD1775） 实体瘤，含CCNE1扩增肿瘤；单药或联合化疗、放疗、durvalumab PKMYT1 lunresertib（RP-6306） CCNE1扩增或FBXW7、PPP2R1A有害改变的晚期实体瘤（含卵巢癌、子宫内膜癌）；单药或联合ATR抑制剂camonsertib PARP1与PARP2（已获批类别） olaparib、talazoparib、niraparib BRCA突变癌症；单药或联合ATR抑制、免疫治疗 PARP1选择性 saruparib（AZD5305） 携带BRCA1、BRCA2、PALB2、RAD51C或RAD51D改变的晚期实体瘤；转移性去势敏感前列腺癌 WRN HRO761、VVD-133214 MSI-H与dMMR肿瘤；早期试验，单药及与免疫治疗或化疗联合 ATM AZD0156 晚期实体恶性肿瘤；单药或联合olaparib、化疗 DNA-PK peposertib（M3814/MSC2490484A） 晚期实体瘤或转移灶；联合放疗（±顺铂） 注：以上为原文Table 1所列举的代表性药物，覆盖I–III期研究，非穷尽列表；具体NCT编号见原文表格。 对患者意味着什么： 1. 这一类“复制压力/DDR靶向药”目前绝大多数仍在临床试验阶段，属于研究性治疗，不是常规可选方案；PARP抑制剂（olaparib、talazoparib、niraparib）是其中已被批准用于BRCA突变癌症的成熟类别。2. 是否可能适合，取决于肿瘤的分子检测结果：BRCA1/2缺陷与MSI-H/dMMR是目前证据最扎实的两类标志物；ATM缺失、CCNE1扩增、ERCC1或RNaseH2缺陷、APOBEC高活性等也被认为可能提示对ATR抑制更敏感，但多来自临床前或早期临床证据。3. 需要知道的现实约束：单药在可耐受剂量下往往抑制不完全、平行通路会快速代偿、肿瘤内复制压力本身也不均一，因此这类药物多采用联合方案；同时骨髓抑制和胃肠道毒性是常见且可能限制剂量的不良反应。4. 想进一步了解，最实际的路径是向主诊医生确认自己的肿瘤是否做过上述分子检测，以及是否有匹配的在研临床试验可以评估。 六、局限性与展望 作为综述，本文的“局限性”更多体现为这一领域尚未解决的问题，作者在正文、Box 3和结论部分均有明确交代。第一，机制与结局的对应关系还不清楚：目前尚不明确不同类型的复制压力（例如癌基因诱导的超转录与核苷酸耗竭）及其所激活的修复通路，如何分别产生点突变、灶性拷贝数改变或大规模染色体重排等特定基因组结局。第二，慢性低水平复制压力难以建模：肿瘤中的复制压力常常是慢性、亚致死的，标准细胞培养与小鼠系统的时间尺度远短于人类肿瘤的发展过程；常用的γH2AX、RPA磷酸化等标志物捕捉的是急性应激，可能无法反映低水平基因组不稳定的逐渐累积，因此真正具有演化意义的细微压力可能被漏检。第三，检测手段本身有门槛：DNA纤维分析、iPOND、彗星实验与核型分析，以及TrAEL-seq、Fork-seq/ForkML等新兴全基因组测序方法虽然有力，但技术难度高，且常在急性扰动而非生理应激水平下开展。第四，耐药与生物标志物是两大短板：PARP抑制剂耐药机制相对清楚，但WRN、ATR、CHK1、WEE1等较新药物的耐药机制仍不明确；BRCA1/2缺陷与MSI-H已能指导PARP与WRN抑制剂用药，而ATR、CHK1、WEE1等靶向药仍缺乏可靠的预测性生物标志物——静态基因组标志物可能不足，需要能够测量复制叉稳定性、ssDNA累积、检查点激活或耐受通路参与度的动态、功能性标志物。 展望方面，作者认为，整合单分子成像、功能基因组学、结构生物学与高分辨率肿瘤基因组分析，将加深对复制叉动态与压力适应的理解；发展患者来源模型和功能性生物标志物检测，用于分类和量化复制压力，有助于把治疗精准匹配到具体肿瘤情境；把复制压力靶向药物与免疫治疗或其他靶向治疗做合理组合，有望提升疗效与持久性。更长远地看，只有更完整地理解复制压力如何与基因组不稳定、肿瘤演化和免疫调节相互作用，才可能开发出更有效、毒性更低的抗肿瘤治疗。 喜欢的理由 陪您一起学习SCI医学论文 每天5分钟，让自己的英语牛逼起来 特殊福利让您惊喜连连 复制链接或点击原文链接，即可下载SCI原文 W324N07 链接: https://pan.baidu.com/s/1vEQtm7-b6qagCdQQp5Rp_Q?pwd=ixnh 提取码: ixnh