携带APC突变的结肠癌患者免疫治疗结局往往更差，这与其肿瘤中更低的免疫细胞浸润和PD-L1诱导的免疫逃逸密切相关，揭示了该突变在塑造‘冷肿瘤’环境中的新角色。摘要APC（Adenomatous Polyposis Coli）基因作为经典的肿瘤抑制基因，其突变与家族性腺瘤性息肉病及散发性结直肠癌等多种肿瘤的发生发展密切相关。近年来，随着基因组学、表观遗传学和免疫微环境研究的深入，APC基因在肿瘤发生、侵袭、转移及耐药中的多重作用逐渐被揭示。然而，APC基因突变类型多样，其对Wnt/β-catenin信号通路的调控机制尚未完全阐明，且作为诊断标志物和治疗靶点的临床应用仍面临挑战。本文系统综述了APC基因的结构与功能、突变类型及其对Wnt/β-catenin信号通路的调控机制，深入探讨了APC基因在肿瘤发生发展中的关键作用，并结合最新研究进展分析了其作为诊断标志物和治疗靶点的潜力，旨在为肿瘤精准医学提供理论依据。关键词APC基因；肿瘤抑制基因；Wnt/β-catenin信号通路；结直肠癌；肿瘤发生；突变；靶向治疗前言腺瘤性息肉病（APC）基因位于人类染色体5q21-q22，编码一种多功能蛋白，参与细胞黏附、迁移、染色体稳定性和凋亡调控。APC基因的失活突变是结直肠癌（CRC）发生的早期关键事件，约80%的散发性结直肠癌中存在APC突变，使其成为CRC的“看门基因”。这些突变通常发生在基因的突变簇区（MCR），导致其与胞质β-连环蛋白（β-catenin）的结合能力受损，从而无法有效调控Wnt信号通路。APC蛋白作为Wnt信号通路的核心负调控因子，通过促进β-catenin的降解来抑制下游致癌基因的转录。然而，APC基因的功能远不止于此，其与微管骨架、细胞极性和DNA修复的关联也日益受到关注。值得注意的是，APC的失活并非总是完全的，数学模型分析表明，双等位基因APC突变导致的蛋白质功能部分丧失（“恰到好处”的失活水平）比完全失活更能促进癌症进展，其致癌概率高出约50倍。这种最优失活水平可能因肿瘤解剖位置和Wnt通路其他调节因子的额外突变而异。近年来，随着高通量测序和单细胞技术的应用，APC基因在肿瘤异质性、免疫逃逸和耐药机制中的新角色被逐步揭示。APC突变不仅驱动肿瘤发生，还通过多种机制影响肿瘤微环境。例如，APC突变可通过β-catenin/TCF4复合物与PD-L1启动子结合，诱导程序性死亡配体1（PD-L1）的表达，从而使结直肠上皮细胞抵抗CD8+ T细胞的细胞毒性，促进肿瘤免疫逃逸。此外，APC突变状态与免疫治疗疗效相关，携带APC突变的结肠癌患者往往表现出更差的免疫治疗结局，这与较低的肿瘤突变负荷（TMB）、较低的免疫检查点分子（如PD-1/PD-L1）表达、较低的微卫星不稳定性（MSI-H）比例以及更少的CD8+ T细胞和滤泡辅助性T细胞浸润有关。APC基因的异常不仅限于结直肠癌，其启动子高甲基化也被发现与多种肿瘤的发生发展相关。例如，在肺癌中，血清或痰液/支气管肺泡灌洗液（BLAF）中APC启动子甲基化作为诊断生物标志物显示出高特异性[PID: 34545707]。在胃癌中，APC启动子甲基化与癌症风险增加显著相关。在肾细胞癌中，APC启动子甲基化被发现是普遍存在的病理事件，可能成为诊断和治疗性生物标志物。这些发现表明，APC基因的异常（包括突变和表观遗传沉默）在多种肿瘤的发病机制中扮演着重要角色。APC基因的胚系突变是家族性腺瘤性息肉病（FAP）的遗传基础，这是一种常染色体显性遗传病，患者几乎100%在40岁前有发展为结直肠癌的风险。FAP不仅表现为结肠内大量腺瘤，还伴有多种肠外表现，包括甲状腺癌、胃癌、胰腺实性假乳头状肿瘤以及硬纤维瘤等。例如，有病例报告显示，携带APC基因c.2929delG新发突变的FAP患者，以具有非典型侵袭特征的甲状腺癌为首发表现。基因型-表型相关性研究表明，位于特定衰减区域（如密码子1-177、1581-2843）的APC突变与较轻的息肉表型（衰减型FAP， AFAP）和较低的结直肠癌风险相关，这提示基于基因型的个体化管理策略可能对FAP患者有益。此外，尽管APC突变通常与染色体不稳定性（CIN）通路相关，但也有罕见病例报告显示，FAP患者可发展为微卫星不稳定性高（MSI-H）的结肠癌，并对免疫检查点抑制剂产生应答，这提示致癌通路间存在潜在的重叠。在治疗方面，针对APC突变下游效应分子β-catenin的靶向降解策略正在探索中，例如新型蛋白水解靶向嵌合体（PROTAC）C-Arg9-APCR3-VHL可通过VHL介导的泛素-蛋白酶体系统有效降解β-catenin，在临床前模型中抑制APC突变结直肠癌的生长且无系统性毒性，显示出治疗潜力。同时，源自APC基因移码突变的共享新抗原的发现，也为开发相对广谱的癌症免疫治疗策略提供了新方向。综上所述，APC基因在肿瘤发生发展中扮演着多维度、复杂的关键角色，对其功能的深入理解不仅有助于阐明肿瘤发生机制，也为开发新的诊断生物标志物和靶向治疗策略提供了重要依据。1. APC基因的结构与功能1.1 APC蛋白的结构域组成APC蛋白由2843个氨基酸组成，是一个典型的多结构域、多功能蛋白，其结构域的精细划分是其发挥复杂生物学功能的基础。位于N端的寡聚化结构域是APC蛋白发挥功能的首要结构基础，该结构域介导APC蛋白形成同源二聚体，这种二聚化状态对于其后续与多种配体分子的结合以及信号转导至关重要。研究表明，该结构域内形成的盐桥网络对于维持正常表型的类器官至关重要，而特定突变导致的新型盐桥形成则可能以显性负效应方式破坏全长APC的功能，从而促进肿瘤发生。紧随其后的是armadillo重复序列，该区域是APC参与细胞骨架调控和细胞黏附的关键结构域。APC通过armadillo重复序列与SMAP/KAP3蛋白相互作用，而SMAP/KAP3是驱动蛋白KIF3A/3B的相关蛋白，这一相互作用提示APC可能通过该复合体参与沿微管的物质运输，从而影响细胞迁移和极性建立。APC蛋白的中部区域包含多个β-catenin结合位点，主要由15-氨基酸重复序列和20-氨基酸重复序列构成，这是APC作为Wnt信号通路负调控因子的核心功能区域。这些重复序列是降解复合体捕获并促进β-catenin泛素化降解的关键区域，超过80%的结直肠癌中发现的APC突变都集中于此，导致产生截短蛋白，丧失对β-catenin的调控能力。值得注意的是，15-氨基酸重复区域本身是一种固有无序蛋白，在与β-catenin结合后仍能保持构象灵活性，这种特性可能有助于APC更有效地捕获β-catenin，并使其在降解复合体中保持可及性，以便进行后续的磷酸化处理。此外，20-氨基酸重复区域（20R）还参与APC蛋白的液-液相分离过程，该过程受到磷酸化的严格调控，磷酸化可抑制20R结构域的液-液相分离，从而作为“开-关”开关调节APC的凝聚体形成，这可能与Wnt信号的精细调控有关。APC蛋白的C端包含微管结合域和EB1结合域，这两个结构域将APC与细胞骨架网络紧密联系起来。微管结合域使APC能够直接与微管结合，而EB1结合域则通过与微管正端追踪蛋白EB1的相互作用，将APC招募至微管正端，从而调控微管的动态稳定性。研究表明，APC不仅通过C端与微管结合，其中段区域也能通过与SMAP/KAP3的相互作用间接与微管结合，这种多模式的微管结合机制对于APC在细胞迁移、有丝分裂纺锤体形成和染色体分离等过程中发挥功能至关重要。APC与EB1的相互作用还展现出双向调控的复杂性：一方面，APC结合EB1能促进EB1与微管末端的结合并稳定微管；另一方面，EB1也能结合APC的C端碱性结构域，抑制其介导的肌动蛋白成核功能，从而协调微管和肌动蛋白细胞骨架的动态变化，实现细胞骨架的交叉对话。此外，APC的C端区域还参与调控选择性多聚腺苷酸化，其缺失或突变会导致3’UTR的全局性延长，进而影响众多基因的表达调控，这为APC突变驱动肿瘤发生提供了新的机制视角。1.2 APC基因的转录调控与表达APC基因的转录受到多种转录因子的精密调控，形成了一个复杂的反馈网络。其中，T细胞因子/淋巴增强因子（TCF/LEF）家族是Wnt/β-catenin信号通路下游的关键转录因子。当APC功能丧失导致β-catenin在细胞核内累积时，β-catenin与TCF/LEF结合，激活包括c-Myc在内的下游靶基因转录。有趣的是，c-Myc本身作为转录因子，其表达上调后又可能进一步影响APC基因的转录，形成复杂的调控环路。此外，p53作为重要的肿瘤抑制因子，其与APC之间的调控关系也备受关注。研究表明，在结直肠癌中，TP53的突变常与APC突变协同发生，共同驱动肿瘤进展。虽然直接的转录调控证据仍需深入探索，但p53信号网络的失调与APC功能失活共同构成了结直肠癌发生发展的核心分子事件。这些转录因子之间相互交织，构成了一个精细的反馈调控网络，共同维持着APC基因的正常表达和细胞稳态。APC基因的表达沉默是散发性肿瘤中一种常见的表观遗传失活机制，其中启动子区CpG岛的高甲基化扮演了关键角色。这种DNA甲基化修饰通过改变染色质结构，阻碍转录因子与启动子区的结合，从而抑制基因转录。在多种肿瘤中，包括结直肠癌、乳腺癌和肝癌等，均观察到APC启动子高甲基化现象。例如，在肝细胞癌（HCC）患者中，血浆中APC启动子甲基化水平（APC-MET）的升高与较差的生存预后和疾病进展显著相关，提示其可作为潜在的预后生物标志物。同样，在乳腺癌中，APC等抑癌基因启动子区的异常甲基化与肿瘤的发生密切相关。这种表观遗传学改变是可逆的，为肿瘤治疗提供了新思路。研究显示，使用DNA去甲基化制剂如氯法拉滨（Clofarabine）处理急性淋巴细胞白血病细胞，可以导致包括APC在内的多个肿瘤抑制基因启动子发生去甲基化，并重新激活其表达。这为通过表观遗传调控恢复APC功能以治疗相关癌症提供了实验依据。APC基因的表达具有显著的组织特异性，其在肠道、乳腺和肝脏等组织中呈现高表达模式，并且其表达水平与细胞的增殖状态呈负相关。在肠道上皮中，APC对于维持隐窝结构的稳态和抑制细胞过度增殖至关重要。利用小鼠结肠上皮类器官模型的研究证实，Apc基因敲除会导致类器官增殖速度显著下降，但同时细胞横截面积增大，并出现溶菌酶阳性的潘氏样细胞异常分化，这揭示了APC在抑制细胞异常增殖和调控细胞分化中的自主性作用。在乳腺组织中，APC的表达也与肿瘤发生相关。全癌种分析显示，APC在大多数癌组织中表达水平较低，其表达水平与肿瘤的主要病理分期以及患者的生存预后存在显著相关性。这种组织特异性高表达及其与增殖状态的负相关性，突显了APC作为“看门基因”在维持特定组织稳态、防止细胞恶性转化中的核心地位。当APC表达下调或功能丧失时，细胞增殖失控，最终导致肿瘤发生。非编码RNA，特别是microRNA（miRNA），在转录后水平对APC基因的表达进行精细调控，并深入参与肿瘤发生过程。miRNA通过结合靶基因mRNA的3‘非翻译区（3’UTR），诱导其降解或抑制翻译。多项研究证实，多种miRNA可以靶向APC。例如，在非小细胞肺癌中，miR-20b被证实通过靶向抑制APC的表达，激活经典的Wnt/β-catenin信号通路，从而形成一个促进细胞增殖的正反馈环路。在喉鳞状细胞癌中，miR-106b被证明能够结合到APC基因的3‘UTR，在转录后水平负性调控APC的表达，进而促进肿瘤细胞的增殖。此外，在糖尿病肾病的研究中发现，miR-135b可能通过上调APC基因的DNA甲基化水平，间接降低其mRNA和蛋白表达，参与到疾病的发生发展中。这些发现揭示了非编码RNA作为APC基因表达的重要调控层，其异常表达可通过干扰APC的正常功能而促进肿瘤发生，为开发基于miRNA的癌症诊断和治疗策略提供了新的靶点。2. APC基因突变类型与肿瘤相关性2.1 胚系突变与家族性腺瘤性息肉病家族性腺瘤性息肉病（FAP）是一种由APC基因胚系突变引起的常染色体显性遗传性结直肠癌综合征，其核心病理机制在于APC基因的失活突变导致其编码的蛋白功能丧失。在FAP患者中，胚系突变类型以无义突变和移码突变为主，这些突变通常导致在APC基因下游形成提前的终止密码子，最终产生截短蛋白。例如，一项针对伊朗FAP患者的研究通过基因筛查发现了12种胚系核苷酸变异，其中包括4种无义突变和2种移码突变，这些突变均会导致非功能性截短蛋白的产生。同样，在中国FAP家系的研究中也频繁检测到此类突变，如c.3925_3929 del AAAAG的移码突变和c.1999 C>T（Q667X）的无义突变，这些突变均被证实是导致FAP表型的直接原因。APC基因的突变位置与疾病的临床表型之间存在显著的相关性，即基因型-表型关联。研究表明，突变位于密码子1250-1464区域的FAP患者通常表现为严重的息肉病表型，而突变位于密码子1580-2843区域的患者则倾向于表现为轻表型或衰减型家族性腺瘤性息肉病（AFAP）。例如，一个携带APC基因第9外显子c.1072C>T（Q358X）无义突变的AFAP家系，其临床表现相对温和，息肉数量较少。此外，一些特定的突变位点还与特定的肠外表现相关，如Gardner综合征，其特征性突变（如c.4652-4655del）常与多发性骨瘤、表皮样囊肿等肠外病变同时出现。这种基因型-表型的精细关联为临床医生进行风险分层提供了重要依据。从分子机制上看，APC蛋白截短后虽然可能保留部分功能，但其关键的β-catenin降解功能却完全丧失。APC蛋白是Wnt/β-catenin信号通路中的关键负调控因子，它通过与Axin、GSK-3β等蛋白形成复合物，促进β-catenin的磷酸化和泛素化降解。当APC蛋白因截短而失去这一功能时，β-catenin在细胞质中异常积累并转位进入细胞核，与TCF/LEF转录因子结合，持续激活Wnt信号通路下游靶基因（如c-myc、cyclin D1）的转录，从而驱动细胞异常增殖和肿瘤发生。这一机制在FAP相关的结直肠癌发生中起核心作用，从腺瘤到癌的演变过程伴随着Wnt通路的持续激活和基因组不稳定性的逐步积累。基因型-表型关联研究不仅深化了对FAP发病机制的理解，更在临床实践中为患者的风险分层和手术时机选择提供了直接依据。对于携带严重表型相关突变（如密码子1250-1464区域突变）的患者，其结直肠癌风险极高且发病年龄早，通常建议在20-25岁左右进行预防性结直肠切除术。而对于携带轻表型相关突变（如密码子1580-2843区域突变）的患者，由于息肉数量较少且癌变风险相对较低，可考虑采用更保守的内镜下息肉切除和定期监测策略，以推迟或避免手术。此外，对FAP家系成员进行APC基因胚系突变筛查，可以早期识别无症状的突变携带者，从而进行及时的医学干预，显著降低FAP的癌变率和死亡率。因此，精确的基因分型已成为FAP个体化管理和精准预防的基石。2.2 体细胞突变与散发性肿瘤在散发性结直肠癌中，APC基因的体细胞突变是驱动肿瘤发生的核心事件，其突变率高达约80%。这些突变并非随机分布，而是高度集中在基因的突变簇区域（MCR），即密码子1286至1513之间，该区域是APC蛋白与β-catenin结合及调控Wnt信号通路的关键功能域。一项针对中国散发性大肠癌患者的研究显示，APC基因第15外显子MCR区段的突变率为37.5%，突变热点集中在codon1309至codon1356之间，其中codon1356（CCT→TCT）是一个高频突变位点。从突变类型来看，无义突变最为常见，它通过引入提前终止密码子导致蛋白截短，从而丧失其抑制Wnt信号的功能。此外，移码突变和错义突变也频繁出现，其中移码突变往往导致阅读框改变，同样产生截短蛋白。值得注意的是，不同种族背景下的突变谱存在差异，例如中国结直肠癌患者中错义突变的比例（16.2%）显著高于高加索人群（2.4%），而后者则更常见无义和移码突变。这种“恰到好处”（just-right）的APC失活模型认为，肿瘤细胞倾向于保留部分APC功能，以维持一个最优的Wnt信号水平，从而促进肿瘤起始而非完全抑制。除结直肠癌外，APC体细胞突变也见于其他多种散发性肿瘤，但其频率通常较低。在膀胱癌中，APC突变率约为35%，常与TP53、PIK3CA等基因突变共存，并与不良预后相关。在肝细胞癌中，APC突变虽不常见，但研究发现Apc缺失本身不足以驱动肝肿瘤形成，而是需要与Yap、Taz或c-Met等激活的癌基因协同作用，才能诱导肝癌发生，且这一过程依赖于功能性β-catenin通路的激活。在胃癌中，特别是胃腺癌和胃近端息肉病（GAPPS）患者中，APC体细胞突变在息肉和癌组织中均可检测到，且常与KRAS突变同时出现，提示两者在胃癌发生中具有协同作用。此外，在肾细胞癌中，APC基因启动子甲基化导致的表观遗传失活几乎是普遍事件（100%），提示其可能作为肾癌诊断和治疗的潜在生物标志物。在乳腺癌中，APC突变也偶有报道，但其具体作用机制仍在探索中。突变谱分析进一步揭示了APC突变在肿瘤演进中的协同效应。在结直肠癌中，APC突变常伴随KRAS、TP53和SMAD4等驱动基因的突变，共同构成驱动肿瘤进展的分子网络。例如，APC与KRAS的连续突变是腺瘤-癌序列的典型特征，在家族性腺瘤性息肉病（FAP）相关胃癌中也观察到类似的遗传改变模式。此外，APC突变状态还与肿瘤的分子亚型相关，非洲裔遗传背景与更高的APC、KRAS和PIK3CA突变率相关，而BRAF突变则较少见。在Lynch综合征相关的结直肠癌中，APC体细胞突变的发生率与错配修复基因的突变类型密切相关，如在MSH2突变携带者的肿瘤中APC突变率高达75%，而在MLH1突变携带者中仅为11%。这些发现表明，APC体细胞突变并非孤立事件，而是与多种遗传和表观遗传改变相互作用，共同塑造了散发性肿瘤的异质性和临床行为。3. APC基因与Wnt/β-catenin信号通路3.1 APC在β-catenin降解复合体中的核心作用APC蛋白是Wnt/β-catenin信号通路中β-catenin降解复合体的核心支架蛋白，其与Axin、糖原合酶激酶-3β（GSK-3β）和酪蛋白激酶1（CK1）共同组装形成多蛋白复合体，精确调控β-catenin的磷酸化和泛素化降解过程。在这一复合体中，APC作为关键的支架蛋白，通过其内在无序区（IDR）同时结合β-catenin和Axin，确保复合体的正确组装和功能完整性。研究表明，APC的IDR区域在体外能够发生液-液相分离（LLPS），这种相分离特性促进了Axin在细胞内形成生物分子凝聚体，从而高效浓缩降解复合体的关键组分，实现对β-catenin的高效降解。野生型APC蛋白通过其特有的20-氨基酸重复序列与β-catenin的ARM重复结构域结合，这种多价相互作用是β-catenin被GSK-3β磷酸化的前提条件。具体而言，APC的20-氨基酸重复序列与β-catenin的12个ARM重复结构域形成多价结合，这种结合模式不仅增强了相互作用的亲和力，还确保了β-catenin在复合体中的正确定位，使其N端Ser/Thr残基能够被GSK-3β有效磷酸化。此外，APC的15-氨基酸重复序列区域也参与β-catenin的结合，该区域具有内在无序性，即使在结合β-catenin后仍保持构象灵活性，这种特性可能使β-catenin更容易被APC捕获，并保持对其他降解复合体组分的可及性。当APC基因发生突变时，特别是那些导致蛋白截短突变的类型，APC蛋白丧失与β-catenin和Axin的正常结合能力，导致降解复合体功能严重受损。这种功能丧失直接导致β-catenin无法被有效磷酸化和泛素化，进而在细胞质中大量积累，并最终转位至细胞核。在结直肠癌中，APC突变被认为是肿瘤发生的起始事件，超过80%的散发性结直肠癌患者存在APC基因失活突变。核内积累的β-catenin与T细胞因子/淋巴增强因子（TCF/LEF）转录因子结合，激活包括c-myc、cyclin D1和Axin2在内的超过50个Wnt靶基因的转录，从而驱动细胞异常增殖和肿瘤发生。值得注意的是，APC的失活不仅通过突变机制实现，在乳腺癌等肿瘤中，APC基因启动子1A区甲基化和杂合缺失（LOH）也是导致APC蛋白表达缺失的重要机制。因此，APC在β-catenin降解复合体中的核心支架功能是维持Wnt信号通路正常活性的关键，其功能丧失导致的β-catenin异常积累是多种肿瘤发生发展的重要分子基础。3.2 β-catenin核转位与下游靶基因激活在APC基因功能失活后，Wnt/β-catenin信号通路被异常激活，其核心事件是β-catenin蛋白在细胞质中稳定积累并发生核转位。进入细胞核的β-catenin与T细胞因子/淋巴增强因子（TCF/LEF）家族转录因子结合，形成转录激活复合物，进而启动一系列促癌靶基因的转录。这些靶基因包括c-Myc、Cyclin D1、基质金属蛋白酶7（MMP7）以及Axin2等，它们的持续高表达构成了APC突变驱动肿瘤发生发展的核心分子机制。研究表明，在多种肿瘤如结直肠癌、肝细胞癌和骨肉瘤中，均可观察到β-catenin的核内异常定位，这与其下游基因的激活密切相关。例如，在结直肠癌中，APC或CTNNB1（编码β-catenin）的突变导致β-catenin无法被由APC、Axin等构成的“破坏复合体”有效降解，从而发生核转位并激活转录程序。这种转录程序的激活不仅是肿瘤发生的驱动力，也成为了潜在的治疗干预关键节点，针对β-catenin/TCF复合物或其下游效应分子的药物研发正在积极探索中。c-Myc作为β-catenin/TCF复合物的关键下游靶基因，其激活在肿瘤增殖和代谢重编程中扮演着至关重要的角色。c-Myc蛋白是一种强大的转录因子，能够调控大量涉及细胞周期进程、核糖体生物合成、蛋白质翻译以及葡萄糖和谷氨酰胺代谢相关基因的表达。在APC突变的背景下，β-catenin核转位驱动的c-Myc过表达，使得细胞获得持续的增殖信号，并适应肿瘤微环境中的营养需求，实现代谢重编程，为快速生长提供物质和能量基础。同时，Cyclin D1是另一个重要的下游靶点，它通过与细胞周期蛋白依赖性激酶（CDK）4/6结合，促进视网膜母细胞瘤蛋白（Rb）的磷酸化，从而加速细胞周期从G1期向S期的转换。实验证实，在宫颈癌、胶质瘤等细胞中，促进β-catenin核转位能够上调Cyclin D1的表达，导致G0/G1期细胞比例减少，细胞增殖能力增强。因此，c-Myc和Cyclin D1的协同激活，共同构成了APC缺陷型肿瘤细胞无限增殖的核心引擎。基质金属蛋白酶7（MMP7）同样是β-catenin信号通路的重要转录靶点，其主要功能是降解细胞外基质（ECM）的多种成分，如蛋白聚糖、层粘连蛋白和IV型胶原等。在肿瘤进展中，MMP7的过表达能够破坏基底膜的完整性，为肿瘤细胞的局部浸润和远处转移开辟物理通道。此外，MMP7还能通过切割和激活其他前体蛋白（如pro-TNF-α）或灭活ECM中的抑制性分子，进一步重塑肿瘤微环境，促进血管生成和免疫逃逸。研究表明，在胆管癌、膀胱癌等侵袭性强的肿瘤中，β-catenin的核转位与MMP7等基质降解酶的表达上调显著相关，从而增强了肿瘤的侵袭和转移潜能。因此，靶向MMP7或其上游调控通路，可能成为抑制APC突变肿瘤转移的有效策略。综上所述，APC功能丧失导致的β-catenin核转位及下游c-Myc、Cyclin D1、MMP7等靶基因的持续激活，是驱动肿瘤发生、增殖、侵袭和转移的核心机制。这一系列事件构成了一个连贯的致癌级联反应：从APC突变或缺失开始，到β-catenin稳定与核内累积，再到促增殖（c-Myc, Cyclin D1）和促侵袭（MMP7）基因的转录激活，最终导致肿瘤的恶性表型。鉴于该通路在APC相关肿瘤中的普遍性和核心地位，针对β-catenin/TCF转录复合物、或其关键下游效应分子（如c-Myc、Cyclin D1）进行干预，已成为极具前景的治疗方向。例如，有研究发现他汀类药物可能通过影响Rac1介导的β-catenin信号，在APC突变细胞中诱导合成致死效应，为治疗提供了新思路。深入理解这一核心机制，将为开发更精准有效的抗癌疗法奠定坚实的理论基础。4. APC基因与染色体不稳定性4.1 APC在微管动力学和有丝分裂中的作用APC蛋白作为一种多功能的肿瘤抑制因子，其细胞骨架调控功能在维持有丝分裂的精确性中扮演着至关重要的角色。APC蛋白通过其C末端的微管结合域直接与微管相互作用，这一特性使其能够稳定微管并促进其聚合，从而参与调控微管骨架的动态平衡。研究表明，APC不仅能够直接结合微管，还能通过其EB1结合域与微管正端追踪蛋白EB1相互作用，从而影响微管的动态不稳定性，这对于细胞在分裂过程中正确组装纺锤体至关重要。在有丝分裂期，APC蛋白的亚细胞定位会发生动态变化，它能够定位于纺锤体极点和动粒，这一精确的时空定位使其能够直接参与染色体的正确排列和分离过程。APC在动粒上的定位对于确保动粒-微管的正确附着至关重要，这是染色体准确分离的前提条件。当APC功能缺失或发生突变时，微管的动态平衡会被严重破坏，导致微管聚合与解聚的速率失调，进而引起染色体错误分离和非整倍体的形成。这种染色体不稳定性（CIN）是APC突变肿瘤的一个普遍特征，它通过加速基因组多样性的产生，为肿瘤细胞的进化提供了丰富的遗传变异基础，从而推动肿瘤的恶性进展。此外，APC在调控有丝分裂纺锤体方向中也发挥着关键作用，其缺失会导致干细胞分裂时纺锤体定向异常，进而影响对称与不对称细胞分裂的平衡，这可能是APC突变驱动肠道肿瘤发生的另一重要机制。因此，APC在微管动力学和有丝分裂中的多重功能，共同构成了其作为基因组稳定性守护者的重要分子基础。4.2 APC与中心体调控APC蛋白在中心体调控中扮演着关键角色，其与中心体蛋白如γ-微管蛋白（γ-tubulin）的相互作用是维持中心体正常复制和成熟的核心机制。研究表明，APC作为多功能的支架蛋白，不仅参与Wnt信号通路的负调控，还直接与细胞骨架网络相互作用，包括微管和肌动蛋白。在中心体调控方面，APC通过其特定的结构域与γ-微管蛋白等中心体组分结合，确保中心体在细胞周期中的精确复制和功能成熟。当APC基因发生突变导致功能丧失时，这种精细的调控机制被破坏，进而引发中心体数目异常，即中心体扩增现象。中心体扩增是APC突变肿瘤细胞的一个显著特征，它直接导致有丝分裂过程中多极纺锤体的形成。正常情况下，细胞通过双极纺锤体确保染色体均等分配，而多极纺锤体则引起染色体分离错误，产生染色体不均等分配。这种染色体不稳定性是肿瘤细胞异质性的重要来源，促进了具有不同遗传特征的亚克隆出现，其中一些亚克隆可能获得耐药性，从而在治疗压力下存活并增殖，最终导致肿瘤复发和治疗失败。APC功能丧失导致的中心体异常不仅影响染色体稳定性，还通过多种分子机制促进肿瘤进展。研究显示，截短的APC蛋白（Trunc-APC）在结直肠癌中具有促癌作用，其部分定位于线粒体外膜，通过结合MAVS蛋白抑制I型干扰素信号，从而削弱肿瘤内在的先天免疫应答。这种免疫抑制效应可能进一步加剧由中心体异常引起的基因组不稳定性，为肿瘤细胞的生存和进化创造有利条件。此外，APC突变还通过METTL3-VISTA轴驱动免疫抑制程序，其中截短的APC蛋白介导METTL3过表达，导致HIF1α的m6A甲基化水平升高，进而促进髓系来源的抑制细胞向肿瘤微环境迁移，并增强免疫检查点VISTA的表达，从而削弱肿瘤免疫监视。这些发现表明，APC突变通过多重机制协同作用，不仅直接导致中心体异常和染色体不稳定，还通过重塑肿瘤微环境促进肿瘤进展。鉴于中心体异常在APC突变肿瘤中的核心作用，靶向中心体调控机制已成为潜在的治疗策略。Polo样激酶1（PLK1）是中心体成熟和纺锤体形成的关键调控因子，在多种肿瘤中高表达并与预后不良相关。PLK1参与激活细胞分裂后期促进复合物（APC/C），促进染色体正常分离和胞质分裂。在APC突变肿瘤中，由于中心体扩增导致的多极纺锤体形成，肿瘤细胞对PLK1的依赖性可能增强，因此PLK4抑制剂等靶向中心体复制的药物可能具有治疗潜力。研究表明，PLK1在卵母细胞减数分裂中参与微管组织中心解聚和γ-微管蛋白的募集，这些机制在肿瘤细胞中同样重要。通过抑制PLK4活性，可以阻断中心体复制，从而减少多极纺锤体的形成，诱导肿瘤细胞有丝分裂灾难和凋亡。此外，针对APC突变肿瘤的免疫治疗策略也在探索中，如利用ZKN-0013等药物促进无义突变的通读，恢复全长APC蛋白功能，从而抑制Wnt/β-catenin信号通路。这些研究为APC突变肿瘤的精准治疗提供了新的方向，未来需要进一步探索中心体靶向药物与免疫治疗的联合应用策略。5. APC基因与细胞黏附和迁移5.1 APC与E-cadherin/β-catenin复合体APC蛋白通过其armadillo重复序列与β-catenin竞争性结合E-cadherin，这一机制在维持细胞间黏附的稳定性中起关键作用。在正常上皮细胞中，E-cadherin与β-catenin形成跨膜复合体，将细胞骨架与细胞外基质连接起来，从而维持组织结构的完整性。APC蛋白的armadillo结构域能够与β-catenin的中央区域相互作用，这种竞争性结合确保了β-catenin在细胞膜上的定位，防止其异常积累和核转位。研究表明，APC与β-catenin的相互作用不仅限于Wnt信号通路的调控，还直接参与细胞黏附连接的动态调节。当APC功能正常时，它能够促进β-catenin与E-cadherin的结合，增强细胞间的黏附强度，这对于维持上皮极性和组织屏障功能至关重要。APC突变导致β-catenin从细胞膜释放，从而破坏E-cadherin介导的黏附连接。在结直肠癌中，APC基因的截短突变是最常见的遗传改变，这些突变导致APC蛋白丧失其C端功能域，无法有效锚定β-catenin于细胞膜。临床研究显示，在大肠癌组织中，APC的阳性表达率显著降低，而β-catenin的胞质/胞核异位表达率显著升高，两者呈负相关关系。这种β-catenin的异常定位直接导致E-cadherin介导的黏附连接功能丧失，表现为E-cadherin在细胞膜上的表达缺失。在卵巢恶性上皮性肿瘤中，β-catenin和E-cadherin的异常表达率分别高达79.59%和67.35%，显著高于良性肿瘤。APC突变引起的β-catenin释放不仅削弱了细胞间的物理连接，还激活了Wnt/β-catenin信号通路，促进下游靶基因如c-myc和cyclin D1的转录，进一步加剧肿瘤细胞的恶性表型。黏附丧失促进上皮-间充质转化（EMT），从而增强肿瘤细胞的迁移和侵袭能力。APC突变导致的E-cadherin功能丧失是EMT启动的关键事件之一。在结直肠癌中，APC突变与EMT标志物的表达密切相关，研究发现APC突变的病例中，E-cadherin表达显著降低，而间充质标志物如ZEB1、Snail和vimentin的表达显著升高。SMYD2通过抑制APC2激活WNT/β-catenin通路，促进结直肠癌细胞的上皮-间质转化，从而影响细胞的迁移和侵袭能力。在弥漫大B细胞淋巴瘤中，PLAGL2通过激活Wnt/β-catenin通路促进EMT，表现为E-cadherin下调，N-cadherin和vimentin上调。HIF-1α在胃癌中通过抑制APC表达，使β-catenin累积，促进EMT的发生，从而促进胃癌的转移。这些研究共同表明，APC突变通过破坏E-cadherin/β-catenin复合体，触发EMT程序，赋予肿瘤细胞更强的迁移和侵袭能力。体内实验显示，APC缺失的肠上皮细胞出现极性紊乱和基底膜穿透。在APC基因敲除的小鼠模型中，肠上皮细胞失去了正常的顶端-基底极性，细胞形态发生显著改变。APC蛋白作为细胞极性的关键调节因子，其缺失导致细胞骨架重组异常，微管和肌动蛋白网络的分布发生紊乱。在APC突变的小肠肿瘤微环境中，上皮内淋巴细胞与上皮细胞的相互作用频率降低，这可能是由于E-cadherin介导的细胞间接触减少所致。APC缺失的肠上皮细胞不仅表现出极性丧失，还出现基底膜的穿透能力增强，这是肿瘤侵袭的早期事件。在果蝇模型中，APC缺失的肠道干细胞形成腺瘤，并诱导周围野生型细胞中的JNK信号激活，导致组织结构的破坏和基底膜的穿透。这些体内实验证据充分表明，APC在维持肠上皮细胞极性和基底膜完整性中发挥不可替代的作用，其缺失直接导致上皮屏障功能的丧失和肿瘤侵袭的启动。5.2 APC与细胞骨架重排APC蛋白作为一种多功能抑癌蛋白，其功能远不止于经典的Wnt信号通路调控，它在细胞骨架重排中扮演着核心角色，直接影响细胞的极性和定向迁移能力。APC蛋白能够直接与微管和肌动蛋白细胞骨架相互作用，从而协调细胞运动过程中的关键事件。研究表明，APC蛋白通过其C末端的EB1结合结构域与微管正端追踪蛋白EB1相互作用，从而将APC锚定在生长中的微管正端，这对于微管在细胞前缘的定向生长和稳定至关重要。同时，APC还能通过IQGAP1等接头蛋白与肌动蛋白细胞骨架相连，IQGAP1作为一种支架蛋白，能够同时结合APC、肌动蛋白和微管，从而在细胞前缘形成一个动态的蛋白复合体，协调微管与肌动蛋白网络的协同作用。这种协同作用对于细胞前缘的突起形成至关重要，APC作为微管与肌动蛋白之间的桥梁，能够响应外部信号，通过刺激Arp2/3复合物依赖的肌动蛋白分支成核，从而驱动前缘突起的延伸。在气道上皮细胞的损伤修复模型中，APC蛋白在损伤后6小时显著聚集于损伤前沿区的迁移活跃细胞，同时糖原合酶激酶3β（GSK3β）的活性被抑制，促使APC蛋白从GSK3β复合物中游离出来，游离的APC蛋白与微管正极结合，增加了微管的稳定性，从而调节细胞骨架运动，促进损伤修复。APC蛋白对细胞极性的调控还体现在其参与细胞分裂过程中纺锤体定向的调节，APC通过与微管相互作用，确保有丝分裂纺锤体的正确取向，这对于维持肠道干细胞的对称与不对称分裂平衡至关重要。当APC功能缺失时，细胞骨架的协调性被严重破坏，细胞迁移的方向性丧失，运动速度反而增加，这种无序的迁移行为促进了肿瘤细胞的播散和转移。在结直肠癌中，APC基因的突变与淋巴结转移和远处转移显著相关，一项基于日本真实世界数据库的探索性分析显示，APC突变的结直肠癌患者在接受铂类化疗时，虽然客观缓解率较高，但疾病进展风险并未降低，提示APC突变可能通过促进肿瘤播散而影响预后。此外，APC基因的突变类型与肿瘤转移能力密切相关，例如，导致EB1结合结构域缺失的APC突变（如c.2929delG）会直接破坏微管调控功能，从而加剧细胞迁移的紊乱。因此，APC蛋白作为细胞骨架重排的关键调控因子，其功能的丧失是驱动肿瘤侵袭和转移的重要分子机制之一。6. APC基因与肿瘤微环境6.1 APC突变对免疫微环境的影响APC基因的失活突变不仅通过异常激活Wnt/β-catenin信号通路驱动肿瘤发生，还深刻重塑了肿瘤免疫微环境，形成免疫抑制状态。在APC突变的肿瘤中，Wnt通路的持续激活可上调多种免疫抑制因子的表达，其中程序性死亡配体1（PD-L1）和白细胞介素-10（IL-10）是关键效应分子。研究表明，β-catenin/TCF转录复合物能够直接结合PD-L1的启动子区域，促进其转录活性，导致肿瘤细胞表面PD-L1表达显著升高。这种PD-L1的过表达通过与T细胞表面的程序性死亡受体1（PD-1）结合，抑制T细胞的活化和增殖，最终导致T细胞耗竭。此外，APC突变驱动的Wnt信号异常还能通过上调IL-10等免疫抑制性细胞因子，进一步削弱抗肿瘤免疫应答。这些机制共同作用，使得APC突变肿瘤中肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）的数量显著减少，尤其是CD8+细胞毒性T细胞的功能受到严重损害，从而形成所谓的“免疫冷肿瘤”表型。这种免疫冷肿瘤的特征是肿瘤微环境中缺乏有效的抗肿瘤免疫细胞浸润，导致肿瘤能够逃避免疫监视。临床数据进一步证实了APC突变对免疫治疗反应的影响。在结直肠癌中，APC突变型肿瘤对免疫检查点抑制剂（如抗PD-1/PD-L1抗体）的反应通常较差。这提示，单纯依赖免疫检查点阻断可能不足以克服APC突变肿瘤的免疫抑制微环境。因此，针对APC突变结直肠癌，需要探索联合治疗策略，例如将免疫检查点抑制剂与Wnt通路抑制剂或其他免疫调节剂相结合，以逆转免疫冷肿瘤状态，增强抗肿瘤免疫应答。此外，APC突变还可能通过影响肿瘤微环境中的其他免疫细胞成分，如调节性T细胞（Tregs）和肿瘤相关成纤维细胞（CAFs）的浸润，进一步加剧免疫抑制。综上所述，APC突变通过多种机制塑造免疫抑制性微环境，这不仅是肿瘤进展的关键驱动因素，也是影响免疫治疗效果的重要障碍。未来的研究应致力于开发能够有效逆转APC突变相关免疫抑制的联合治疗方案，以提高患者的临床获益。6.2 APC与肿瘤相关成纤维细胞APC基因突变在结直肠癌等肿瘤中极为常见，其不仅驱动肿瘤细胞自身的恶性增殖，还通过重塑肿瘤微环境（TME）发挥关键的促癌作用。肿瘤相关成纤维细胞（CAF）作为TME中最重要的基质细胞之一，其激活与功能转变深受APC突变状态的影响。研究表明，APC突变肿瘤细胞能够分泌大量的Wnt配体，这些配体通过旁分泌途径作用于周围的成纤维细胞，激活经典的Wnt/β-catenin信号通路，从而诱导其向CAF表型转化。被激活的CAF获得促肿瘤特性，表现为增殖能力增强、α-SMA等标志物表达上调，并开始大量分泌细胞外基质成分和重塑酶，如基质金属蛋白酶（MMPs），从而促进肿瘤基质的重塑和肿瘤细胞的侵袭。此外，CAF分泌的肝细胞生长因子（HGF）能够与肿瘤细胞表面的c-Met受体结合，进一步激活下游信号通路，增强肿瘤细胞的迁移和侵袭能力，形成促进肿瘤进展的恶性循环。在APC突变的结直肠癌中，这种由肿瘤细胞与CAF构成的旁分泌Wnt信号正反馈环尤为突出：肿瘤分泌的Wnt激活CAF，而活化的CAF又通过分泌Wnt配体或其他因子（如HGF）回馈肿瘤细胞，维持其干性特征和耐药性。这种微环境中的信号交互不仅促进了肿瘤的局部侵袭，还为肿瘤细胞的远处转移创造了有利条件。值得注意的是，CAF在APC突变肿瘤中并非单一的促瘤群体，其功能具有异质性。例如，在肝内胆管癌的侵袭前沿区域，POSTN+ FAP+的CAF亚群与肿瘤细胞及内皮细胞形成独特的“三联体结构”，共同促进肿瘤生长。此外，CAF还能通过上调组织蛋白酶S等分子，增强其交叉呈递抗原的能力，但这种非专业抗原呈递细胞的呈递作用反而可能抑制CD8+ T细胞的功能，导致T细胞耗竭，从而介导免疫逃逸。鉴于CAF在APC突变肿瘤中的核心作用，靶向CAF或Wnt分泌已成为一种有前景的治疗策略。Porcupine抑制剂能够阻断Wnt配体的棕榈酰化和分泌，从而切断肿瘤与CAF之间的旁分泌Wnt信号。在APC突变的小鼠模型中，Porcupine抑制剂已显示出显著的抗肿瘤活性，能够抑制肿瘤生长并减少转移。此外，通过纳米系统将免疫抑制性的CAF原位工程化为具有抗原呈递功能的细胞，或利用近红外光免疫疗法靶向清除CAF，均能有效增强抗肿瘤免疫应答。这些研究共同揭示了APC突变通过调控CAF功能来塑造免疫抑制性微环境的复杂机制，并为开发针对性的联合治疗策略提供了坚实的理论基础。7. APC基因与肿瘤干细胞7.1 APC在肠道干细胞维持中的作用在正常的肠道生理状态下，腺瘤性息肉病（APC）蛋白作为Wnt/β-catenin信号通路的关键负调控因子，通过形成“破坏复合体”促进β-catenin的磷酸化与降解，从而严格限制Wnt信号的活性水平。这种精细的调控对于维持肠道干细胞（ISC）池的稳态至关重要，它确保了干细胞在自我更新与分化之间保持精确平衡，防止因过度增殖而导致的组织异常。APC通过限制Wnt信号的强度，使得位于隐窝基部的Lgr5+干细胞能够有序地进行分裂，产生用于补充绒毛上皮的转运扩增细胞，而不会无限制地扩增。这一过程是肠道上皮每3-5天完成一次自我更新的基础，任何对这一稳态的破坏都可能成为肿瘤发生的起点。当APC基因发生功能缺失性突变时，其抑制Wnt信号的能力丧失，导致β-catenin在细胞质中稳定积累并转位进入细胞核，与TCF/LEF转录因子结合，持续激活下游靶基因的转录。这种Wnt信号的过度激活赋予了肠道干细胞一种异常的、持续性的自我更新能力，使其脱离了正常的稳态调控。研究表明，APC缺失的肠上皮细胞会表现出干细胞标志物Lgr5的显著上调，这些细胞获得了类似干细胞的表型，并具有极高的致瘤性。单细胞测序技术进一步证实，在APC突变的肠上皮中，Lgr5+干细胞群体的比例显著增加，并且这些细胞表现出更强的克隆形成能力和自我更新潜能。这些发现揭示了APC缺失如何通过劫持正常的干细胞维持机制，为肿瘤的起始和进展奠定细胞学基础。这些由APC突变驱动的、具有干细胞特性的细胞被认为是肿瘤起始细胞（TICs）或癌症干细胞（CSCs），它们是肿瘤发生、维持、复发和转移的根源。这些细胞不仅具有强大的自我更新能力，还能产生异质性的肿瘤细胞群体，从而驱动肿瘤的生长和演进。在APC突变的背景下，这些干细胞样细胞对常规治疗（如化疗和放疗）往往表现出更强的抵抗性，这与其高表达DNA修复基因和抗凋亡蛋白有关。因此，深入理解APC在维持正常肠道干细胞稳态中的作用，以及其突变如何导致干细胞池的失控和肿瘤起始，对于开发针对CSCs的靶向治疗策略、预防肿瘤复发具有重要的临床意义。例如，通过靶向Wnt信号通路或恢复APC功能，可能成为根除CSCs、实现结直肠癌根治的有效途径。7.2 APC突变与肿瘤干细胞标志物APC基因的失活突变是结直肠癌等恶性肿瘤发生的关键早期事件，其不仅通过异常激活Wnt/β-catenin信号通路驱动肿瘤起始，还深刻影响着肿瘤干细胞的特性。大量研究证实，在APC突变背景下，肿瘤干细胞标志物的表达谱发生显著改变，其中CD44、CD133和EpCAM等标志物的上调尤为突出。例如，在家族性腺瘤性息肉病（FAP）的临床前模型中，来源于Apc基因敲除小鼠的结肠上皮细胞系（如Apc-/- 1638N COL和Apc-/- 850MINCOL）表现出非整倍体细胞过度增殖，并显著上调了包括CD44、CD133和c-Myc在内的干细胞标志物表达。此外，在CPC-APC小鼠模型中，无论是暴露于电子烟、传统香烟还是两者联合暴露，均能刺激结肠组织中CD44、Lgr-5、DCLK1和Ki67等癌症干细胞标志物的转录上调，进一步证实了APC突变与干细胞标志物表达升高之间的密切联系。这些发现表明，APC功能的丧失为肿瘤细胞获得并维持干细胞样特性创造了有利的分子环境。从分子机制层面来看，APC突变导致的β-catenin稳定化和核转位是驱动干细胞标志物表达的核心环节。β-catenin作为Wnt信号通路的关键转录共激活因子，能够直接结合并激活多种靶基因的启动子，其中就包括CD44。研究表明，β-catenin可以直接调控CD44的转录，从而增强肿瘤细胞的黏附和迁移能力，这对于肿瘤的侵袭和转移至关重要。在FAP患者的结肠类器官模型中，腺瘤样类器官富集了干细胞标志物LGR5，并且其生长依赖于EGF和TGF-β信号，同时下游的AKT、β-catenin和YAP蛋白均处于激活状态，这揭示了APC突变后，Wnt信号与其它促生长信号通路协同作用，共同维持肿瘤干细胞的自我更新和扩增。此外，APC基因的突变或启动子甲基化导致的表达沉默，在多种肿瘤中均与不良预后相关，并可能通过影响肿瘤微环境中的免疫细胞浸润，间接促进肿瘤干细胞的存活。肿瘤干细胞对常规化疗和放疗具有天然的耐药性，这是导致肿瘤治疗失败和复发的主要原因。APC突变驱动的肿瘤干细胞群体，由于其高表达ABC转运蛋白、高效的DNA损伤修复能力以及处于相对静止的细胞周期状态，能够逃避传统治疗手段的杀伤。因此，靶向Wnt信号通路，特别是使用β-catenin抑制剂，已成为消除肿瘤干细胞、提高治疗效果的重要策略。例如，在Apc基因敲除的结肠癌细胞系中，使用全反式维甲酸（ATRA）和姜黄素（CUR）处理，能够有效抑制肿瘤球形成并降低干细胞标志物CD44和CD133的表达。同样，维生素E δ-生育三烯酚（DT3）和阿司匹林的联合应用，能够抑制人结肠癌干细胞中Wnt/β-catenin信号通路活性，并诱导细胞凋亡，在APCmin/+小鼠模型中显著抑制了肠道腺瘤的形成。这些研究为通过靶向Wnt通路来根除肿瘤干细胞、克服治疗耐药性提供了有力的实验依据，预示着针对APC突变肿瘤的精准治疗新方向。8. APC基因与肿瘤耐药8.1 APC突变介导的化疗耐药机制APC基因突变是结直肠癌等多种肿瘤发生发展中的关键事件，其不仅驱动肿瘤形成，还通过多种机制显著影响肿瘤细胞对化疗药物的敏感性，导致耐药性的产生。APC突变介导的化疗耐药机制复杂，涉及药物外排增强、DNA损伤修复能力改变以及细胞凋亡途径的调控等多个层面。首先，APC突变导致Wnt/β-catenin信号通路持续激活，这是化疗耐药的核心机制之一。在正常细胞中，APC作为“破坏复合体”的关键组分，促进β-catenin的磷酸化和降解，从而抑制Wnt信号。APC功能丧失后，β-catenin在细胞质中稳定积累并转位至细胞核，与TCF/LEF转录因子结合，启动下游靶基因的转录。这些靶基因中包括编码ATP结合盒（ABC）转运蛋白的基因，如ABCB1（编码P-糖蛋白）和ABCG2。β-catenin/TCF复合物能够直接结合ABCB1基因的启动子区域，增强其转录活性，导致P-糖蛋白在细胞膜上过表达。P-糖蛋白作为一种药物外排泵，能将多种化疗药物（如紫杉醇、阿霉素、5-氟尿嘧啶等）主动泵出细胞外，降低细胞内药物浓度，从而削弱药物的细胞毒性作用。研究表明，在APC缺失的乳腺癌细胞中，对紫杉醇的耐药性显著增加，这与细胞周期调控因子的改变有关。此外，在结直肠癌中，APC突变与5-氟尿嘧啶和奥沙利铂等一线化疗药物的低反应率密切相关，部分原因正是由于Wnt通路激活上调了ABC转运蛋白的表达。其次，APC缺失还通过影响DNA损伤修复和细胞凋亡途径来促进化疗耐药。APC蛋白除了在Wnt信号通路中发挥作用外，还参与DNA修复过程。APC的缺失可能导致DNA损伤修复能力增强，使得化疗药物（如铂类药物）诱导的DNA损伤被更有效地修复，从而减少细胞凋亡。例如，在结直肠癌细胞中，APC功能丧失与同源重组修复等DNA修复途径的活性上调有关，这降低了细胞对DNA损伤性化疗药物的敏感性。同时，APC突变还可能通过影响p53等关键凋亡调控因子的功能来抑制凋亡。有研究显示，在结直肠癌中，FOXQ1可通过上调SIRT1表达，促进p53去乙酰化，从而抑制DNA损伤诱导的细胞凋亡，这可能是APC突变背景下化疗耐药的另一机制。此外，APC缺失还可能导致细胞对化疗诱导的G2/M期阻滞反应改变，例如在乳腺癌中，APC敲除的细胞对紫杉醇诱导的G2/M期阻滞反应与亲代细胞相似，但细胞周期调控蛋白（如CDK1和CDK6）的表达和定位发生改变，从而影响细胞对药物的反应。最后，临床研究数据也证实了APC突变与化疗耐药的相关性。在结直肠癌患者中，携带APC突变的肿瘤对以5-氟尿嘧啶和奥沙利铂为基础的化疗方案反应率较低，预后较差。此外，在肝细胞癌中，APC基因启动子甲基化水平可作为预测局部消融治疗后疾病进展和生存的潜在生物标志物，提示APC表观遗传学改变也可能影响治疗反应。在卵巢癌中，APC基因的失活与Wnt信号通路的异常激活和细胞周期蛋白D1的过度表达有关，这些变化共同促进了肿瘤的恶性进展和化疗耐药。综上所述，APC突变通过激活Wnt/β-catenin信号通路、增强药物外排、上调DNA损伤修复能力以及抑制细胞凋亡等多种途径，共同构成了化疗耐药的基础。因此，靶向Wnt/β-catenin通路或ABC转运蛋白，或联合使用能够逆转这些耐药机制的新型药物，如天然产物丹参酮ⅡA或全反式维甲酸和姜黄素，可能为克服APC突变肿瘤的化疗耐药提供新的治疗策略。8.2 靶向治疗耐药与联合策略针对Wnt/β-catenin通路的靶向药物在APC突变肿瘤中的临床应用面临显著挑战，其效果往往有限。例如，针对β-catenin的抑制剂CWP232291等药物，虽然在理论上能够直接抑制因APC功能丧失而异常活化的下游信号，但在实际应用中，单药疗效往往不尽如人意。这种局限性在结直肠癌（CRC）中尤为突出，APC突变作为Wnt通路异常激活的主要驱动力，其导致的肿瘤对单一靶向Wnt通路的药物容易产生适应性抵抗。此外，针对Tankyrase的抑制剂，如G007-LK，虽然能够通过稳定AXIN蛋白复合物来抑制β-catenin，但在临床前研究中发现，在APC突变的CRC细胞中，高浓度下反而可能因促进BRD3/4依赖的E2F靶基因转录而出现“钟形”剂量反应，即高浓度时疗效下降，这揭示了其内在的耐药特性。因此，尽管Wnt通路是APC突变肿瘤的明确靶点，但单一靶向策略的疗效有限，提示需要更深入地理解其耐药机制并探索联合治疗策略。APC突变肿瘤对靶向治疗产生耐药的机制复杂多样，主要包括旁路信号通路的激活和表观遗传重编程。首先，肿瘤细胞可以通过激活Wnt通路以外的其他促生存信号来逃逸靶向压力。例如，在乳腺癌中，APC的缺失不仅导致对紫杉醇（PTX）的耐药，还伴随着细胞周期相关蛋白（如CDK1、CDK6）的异常表达和定位改变，这可能与其他信号通路（如细胞周期检查点通路）的失调有关。其次，旁路信号如PI3K/AKT和RAS/MAPK通路的激活是常见的耐药机制。在转移性结直肠癌中，除了APC突变，KRAS、TP53等基因的共突变与EGFR抑制剂（如西妥昔单抗）的耐药密切相关。一项研究显示，携带APC、KRAS和TP53特定单倍型突变的结直肠癌患者，其术后辅助化疗后的预后更差，提示这些基因的协同作用可能驱动了更强的治疗抵抗。再者，表观遗传重编程在耐药中扮演关键角色。APC的截短突变体（如APC978∆）能够通过上调甲基转移酶样蛋白3（METTL3），以N6-甲基腺苷（m6A）依赖的方式稳定缺氧诱导因子-1α（HIF1α）的mRNA，进而驱动免疫抑制性肿瘤微环境的形成，这本身也是一种对免疫检查点抑制剂治疗的抵抗机制。此外，APC缺失的肿瘤细胞可能通过增强肿瘤起始细胞（TIC）群体的可塑性，例如经历由YAP和AP-1驱动的癌胎（Oncofetal）重编程，从而获得对标准化疗（如FOLFIRI方案）的耐受状态。这些机制共同构成了APC突变肿瘤多层次的耐药网络。鉴于单一通路抑制的局限性，联合抑制Wnt通路与其他关键信号通路已成为克服耐药的重要策略。临床前研究显示，在APC突变模型中，联合靶向Wnt和MEK通路能够产生协同抗肿瘤效应。例如，在APC突变的结直肠癌中，Tankyrase抑制剂与BET抑制剂的联合使用，能够克服由BRD3/4介导的“钟形”剂量反应性耐药，在动物模型中显著抑制肿瘤生长。这提示同时阻断Wnt信号和转录依赖的细胞周期进程可能是一种有效方法。在乳腺癌中，针对APC缺失导致的紫杉醇耐药，研究发现其与抗凋亡蛋白Bcl-2的上调有关。联合使用紫杉醇和Bcl-2特异性抑制剂ABT-199（Venetoclax），能够恢复APC敲除乳腺癌细胞的凋亡敏感性，逆转耐药表型。此外，在APC突变介导的免疫逃逸背景下，联合策略也显示出潜力。在结直肠癌中，APC突变通过β-catenin/TCF4复合物上调PD-L1表达，导致免疫逃逸。因此，联合使用Wnt/β-catenin通路抑制剂与免疫检查点抑制剂（如抗PD-1/PD-L1抗体）可能是一种有前景的策略。在APC Min/+小鼠结肠癌模型中，联合使用iNKT细胞激动剂α-半乳糖神经酰胺与抗PD-1抗体，能够协同减少肠道息肉数量，其效果优于单药治疗。这些研究为开发基于联合通路的治疗方案提供了坚实的实验依据。基于APC突变状态的精准治疗策略正在成为临床研究的新方向，旨在为患者提供更个体化的治疗方案。目前，多项临床试验正在探索针对APC突变肿瘤的特异性靶向药物。例如，Wnt分泌抑制剂LGK974（Porcupine抑制剂）通过阻断Wnt配体的分泌，从上游抑制整个Wnt通路，正在针对携带特定基因突变的实体瘤（包括APC突变肿瘤）进行临床评估。这种策略有望克服因下游信号分子（如β-catenin）突变或旁路激活导致的耐药。另一个例子是新型Tankyrase选择性抑制剂STP1002，该药物在临床前APC突变CRC模型中显示出抗肿瘤疗效，且未引起严重的胃肠道靶向毒性，为后续临床试验奠定了基础。精准治疗策略也体现在利用APC突变状态作为生物标志物来预测疗效和指导联合用药。例如，有研究提出，联合检测APC和TP53突变状态，可能作为预测转移性结直肠癌患者对EGFR抑制剂治疗敏感性的正向生物标志物。在卵巢癌治疗中，新型姜黄素衍生物AN02通过调控APC-SMAD4-CTLA-4分子轴来抑制肿瘤，为APC相关通路异常的肿瘤提供了新的治疗思路。此外，针对APC截短突变导致的独特依赖性，如去泛素化酶USP10对β-catenin的稳定作用，也提示USP10可能成为APC截短型CRC的一个新的治疗靶点。这些基于APC基因型或功能状态的精准探索，正逐步从实验室走向临床，有望改善APC突变相关肿瘤患者的预后。9. APC基因作为诊断标志物和治疗靶点9.1 APC突变在肿瘤早期诊断中的应用APC基因作为Wnt信号通路的关键负调控因子，其突变是结直肠癌发生的早期分子事件，因此，检测APC突变在肿瘤早期诊断中展现出巨大的应用潜力。粪便DNA检测是目前结直肠癌早期筛查的重要手段之一，通过分析粪便脱落细胞中的DNA，可以无创地检测APC基因突变。研究表明，粪便DNA检测APC突变对结直肠癌的灵敏度可达70-80%，与组织检测结果具有高度一致性。这种方法尤其适用于机会性筛查，能够有效发现早期病变，提高患者的生存率。此外，液体活检技术，特别是检测循环肿瘤DNA（ctDNA）中的APC突变，为肿瘤的实时监测提供了新途径。通过分析血液中的ctDNA，可以监测微小残留病灶和肿瘤复发，为临床决策提供动态信息。例如，在肝细胞癌患者中，血浆中APC基因启动子甲基化水平可作为预测患者生存和疾病进展的潜在生物标志物。同样，在膀胱癌中，尿液DNA中APC启动子甲基化的检测也显示出作为非侵入性早期诊断标志物的价值。为了提高诊断的特异性和准确性，多基因panel联合检测策略被广泛应用。将APC与KRAS、TP53等关键驱动基因联合检测，可以更全面地捕捉肿瘤的遗传异质性，从而提高诊断的特异性。例如，在结直肠癌中，APC、KRAS和TP53基因的突变是腺瘤-癌序列中的核心事件，联合检测这些基因的突变状态有助于更精确地识别高风险个体。此外，基于APC突变的分子分型对于预后判断具有重要意义。APC基因的突变类型和位置与肿瘤的生物学行为密切相关，例如，位于突变簇区域（MCR）的突变通常与较差的预后相关。在黑色素瘤中，APC/CTNNB1突变与IV期患者更差的总生存期和早期脑转移相关。在前列腺癌中，APC基因启动子甲基化与肿瘤的侵袭性相关，提示其可作为肿瘤特征性标志物。因此，通过检测APC突变的具体类型，可以对患者进行风险分层，指导个体化的治疗和随访策略。9.2 靶向APC突变肿瘤的治疗策略合成致死策略：APC突变肿瘤依赖Wnt通路，可靶向Wnt下游效应分子如β-catenin和TCF。APC基因作为关键的Wnt信号通路负调控因子，其功能失活突变是多种肿瘤，尤其是结直肠癌发生发展的早期驱动事件。这种突变导致β-catenin降解复合体无法正常形成，致使β-catenin在细胞质中积累并易位至细胞核，与TCF/LEF转录因子家族成员（如TCF4）结合，持续激活下游促癌基因的转录，从而驱动肿瘤细胞的增殖与生存。因此，靶向这一被异常激活的信号轴下游的关键效应分子，构成了针对APC突变肿瘤的核心合成致死策略。研究表明，直接抑制β-catenin的转录活性或破坏其与TCF4的相互作用，是极具潜力的治疗方向。例如，有研究通过计算模型筛选出Ganetespib等化合物，可能作为APC蛋白的潜在抑制剂，通过干预Wnt通路发挥抗结直肠癌作用。此外，针对β-catenin/TCF4复合物与靶基因启动子结合界面的抑制剂开发也取得了进展，旨在从转录水平阻断致癌信号的输出。在临床前模型中，使用细菌蛋白MakA处理结肠癌细胞，被发现能够改变β-catenin的完整性，部分通过蛋白酶体依赖的机制抑制其介导的肿瘤细胞增殖，并在小鼠模型中显著抑制肿瘤生长，这为开发新型β-catenin靶向疗法提供了新思路。这些策略旨在利用APC突变肿瘤对Wnt/β-catenin通路的高度依赖性，通过精准打击其下游枢纽，实现选择性杀伤肿瘤细胞的目的，为克服由APC失活带来的治疗挑战带来了希望。免疫治疗联合：通过抑制β-catenin恢复肿瘤免疫原性，增强PD-1/PD-L1抑制剂疗效。APC基因突变不仅直接驱动肿瘤发生，还通过塑造免疫抑制性肿瘤微环境来促进免疫逃逸，这为联合免疫治疗提供了理论依据。研究发现，APC突变导致的β-catenin异常激活与肿瘤细胞程序性死亡配体1（PD-L1）的表达上调密切相关。其机制在于，细胞核内积累的β-catenin与TCF4形成复合物后，能够直接结合到PD-L1基因的启动子区域，从而增强其转录，使得肿瘤细胞高表达PD-L1。PD-L1与T细胞表面的PD-1结合，会抑制T细胞的活化与功能，导致肿瘤细胞抵抗CD8+ T细胞的细胞毒性攻击，从而实现免疫逃逸。这一发现揭示了APC突变诱导肿瘤免疫逃避的一条新机制。因此，通过药物抑制β-catenin或TCF4的活性，有望下调肿瘤细胞PD-L1的表达，恢复肿瘤的免疫原性，使“冷肿瘤”转变为“热肿瘤”。临床证据支持这一策略，在子宫内膜癌中，APC突变与更高的肿瘤突变负荷（TMB）、增加的PD-L1表达以及更丰富的淋巴细胞浸润相关，且携带APC突变的患者对免疫治疗可能更敏感，生存期更长。这表明，APC突变状态本身可能成为预测免疫检查点抑制剂（如PD-1/PD-L1抑制剂）疗效的生物标志物。基于此，将β-catenin/TCF4通路抑制剂与PD-1/PD-L1阻断剂联合使用，理论上可以协同作用：一方面解除肿瘤细胞对免疫细胞的抑制，另一方面重新激活肿瘤微环境中的抗肿瘤免疫应答。这种联合策略为克服APC突变肿瘤的免疫抵抗开辟了新途径，目前已有研究将开发β-catenin或TCF4抑制剂作为免疫检查点抑制的新选项进行探索。基因治疗：利用CRISPR/Cas9修复APC突变或引入野生型APC，在动物模型中显示潜力。针对APC基因本身的突变进行修复或功能补偿，是基因治疗领域根治APC相关肿瘤的理想策略。对于由APC基因无义突变（提前终止密码子，PTC）导致的蛋白功能截短，如在某些家族性腺瘤性息肉病（FAP）病例中，一种策略是使用通读药物诱导核糖体越过提前终止密码子，从而产生功能完整的APC蛋白。例如，新型大环内酯类化合物ZKN-0013在临床前研究中显示出潜力，它能促进APC基因PTC的通读，在携带APC无义突变的人结直肠癌细胞中恢复全长APC蛋白的功能，降低核内β-catenin和c-myc水平，从而抑制Wnt通路。在ApcMin小鼠模型中，ZKN-0013治疗显著减少了肠道息肉和腺瘤数量，改善了贫血，并延长了生存期，证实了其治疗FAP的潜力。另一方面，更为前沿的基因编辑技术如CRISPR/Cas9为直接修复生殖系或体细胞中的APC基因突变提供了可能。虽然当前提供的参考文献中未直接描述CRISPR/Cas9在APC修复中的应用案例，但该技术原理上允许精确地靶向突变位点，进行基因校正。此外，通过病毒载体递送野生型APC基因至肿瘤细胞，以补偿其功能缺失，也是一种可行的基因治疗思路。这些策略在动物模型中已显示出抑制肿瘤生长的潜力，例如，有研究通过干预下游事件（如抑制Id2）在ApcΔ716/+小鼠模型中成功抑制了肠道肿瘤发生，这间接支持了从基因层面干预APC通路的价值。尽管将基因治疗安全、有效地应用于临床仍面临递送效率、脱靶效应和免疫原性等挑战，但其为治疗由APC基因缺陷引起的遗传性肿瘤综合征（如FAP）和部分散发性肿瘤提供了从根本上解决问题的希望。表观遗传治疗：去甲基化药物（如地西他滨）可恢复APC表达，抑制肿瘤生长。除了基因本身的突变，APC基因启动子区域的高甲基化所导致的表观遗传沉默，是其在多种肿瘤中表达下调或缺失的另一重要机制。这种异常甲基化在胃肠道肿瘤、肺癌、膀胱癌、妇科肿瘤等多种癌症中均有报道，与肿瘤的发生发展密切相关。例如，在膀胱尿路上皮癌中，尿液DNA中检测到的APC启动子甲基化与癌症存在显著关联，且在高分级肿瘤中水平更高，提示其可作为无创诊断和评估肿瘤侵袭性的生物标志物。在肺癌中，血清或痰液/支气管肺泡灌洗液中的APC启动子甲基化也被证明具有较高的诊断特异性。针对这一机制，去甲基化药物（如地西他滨、阿扎胞苷）能够抑制DNA甲基转移酶活性，逆转APC基因启动子的高甲基化状态，从而重新激活其转录和表达。恢复APC蛋白的表达意味着Wnt/β-catenin信号通路可以重新受到负调控，β-catenin的降解得以恢复，进而抑制由其驱动的肿瘤细胞增殖和生存。研究表明，APC的甲基化状态与蛋白表达水平相关，在结直肠癌中，APC启动子高甲基化常伴随其蛋白表达的缺失。因此，使用去甲基化药物有望在表观遗传水平上恢复APC这一“看门基因”的功能。虽然目前去甲基化药物在实体瘤中的临床应用仍处于探索阶段，且其单独应用可能因敏感性等问题疗效有限，但将去甲基化治疗与化疗、靶向治疗或免疫治疗联合，或针对特定甲基化生物标志物筛选优势人群，是未来有前景的研究方向。这种策略为那些因APC表观遗传沉默而非基因突变导致通路异常激活的肿瘤患者提供了新的治疗可能性。结论APC基因作为结直肠癌及其他实体瘤中最为关键的肿瘤抑制因子之一，其突变所引发的多维度致癌机制已得到广泛而深入的阐明。从经典Wnt/β-catenin通路的异常激活，到染色体不稳定性、细胞黏附功能丧失以及肿瘤微环境的重塑，APC突变构成了一个复杂的、多层次的致癌网络。当前研究共识认为，APC突变不仅是结直肠癌早期发生的“门控”事件，更是驱动肿瘤异质性与恶性进展的核心动力。在临床转化层面，液体活检技术，特别是循环肿瘤DNA中APC突变的检测，已显著提升了早期诊断的敏感性与预后评估的精准度，为动态监测肿瘤克隆演化提供了非侵入性工具。然而，不同研究在APC突变类型（如截断突变与错义突变）对预后影响的判断上仍存在分歧，这提示未来需结合突变位点、等位基因状态及伴随的分子亚型进行分层分析。在治疗策略方面，针对APC突变肿瘤的合成致死策略（如Wnt通路抑制剂联合PARP抑制剂）以及免疫联合疗法（如免疫检查点抑制剂与微环境调节剂联用）展现出初步前景，但耐药机制的复杂性——包括代偿性通路激活、肿瘤干细胞特性维持及免疫逃逸——仍是亟待突破的瓶颈。平衡不同研究的观点，关键在于认识到APC突变并非孤立事件，其致癌效应高度依赖于肿瘤的遗传背景、微环境状态及宿主免疫状态。因此，未来研究应超越单一基因突变视角，转向整合多组学数据解析APC突变肿瘤的异质性图谱，深入探索其与微环境免疫细胞、基质细胞及代谢网络的交互调控机制。同时，开发基于患者特异性突变谱的联合治疗方案，并借助类器官、人源化小鼠模型进行前瞻性验证，将是改善APC突变相关肿瘤患者长期预后的核心方向。唯有将基础机制的深刻理解与临床转化的精准策略相结合，方能真正突破当前治疗瓶颈，实现从“靶向突变”到“重塑肿瘤生态系统”的范式转变。参考文献[1] Zhang Y, Liu X, Li A, Tang X. A pan-cancer analysis on the carcinogenic effect of human adenomatous polyposis coli. PLoS One. 2022;17(3):e0265655. Published 2022 None. doi:10.1371/journal.pone.0265655 [2] Sin SH, Yoon JH, Kim SW, Park WS, Chae HS. A Case of Sporadic Multiple Colonic Polyps in a Young Woman. Curr Oncol. 2023;30(2):1293-1299. Published 2023 Jan 17. doi:10.3390/curroncol30020100 [3] Phull MS, Jadav SS, Gundla R, Mainkar PS. A perspective on medicinal chemistry approaches towards adenomatous polyposis coli and Wnt signal based colorectal cancer inhibitors. Eur J Med Chem. 212:113149. doi:10.1016/j.ejmech.2020.113149 [4] Kumari R, Ghava D, Rathod R, Panda AK, Kumar S, Behera SK. Molecular Dynamics of Adenomatous Polyposis Coli (APC) Protein and Its Inhibitors: A Special Insight to Colorectal Cancer. Crit Rev Oncog. 2025;30(1):91-105. doi:10.1615/CritRevOncog.v30.i1.110 [5] Brunet Guasch M, Feeley NA, Soriano I, et al. Mathematical Modeling Quantifies “Just-Right” APC Inactivation for Colorectal Cancer Initiation. Cancer Res. 2025;85(24):5113-5127. doi:10.1158/0008-5472.CAN-25-0445 [6] Cen B, Wei J, Wang D, Xiong Y, Shay JW, DuBois RN. Mutant APC promotes tumor immune evasion via PD-L1 in colorectal cancer. Oncogene. 2021;40(41):5984-5992. doi:10.1038/s41388-021-01972-6 [7] Li B, Zhang G, Xu X. APC mutation correlated with poor response of immunotherapy in colon cancer. BMC Gastroenterol. 2023;23(1):95. Published 2023 Mar 28. doi:10.1186/s12876-023-02725-3 [8] Liu F, Lu X, Zhou X, Huang H. APC gene promoter methylation as a potential biomarker for lung cancer diagnosis: A meta-analysis. Thorac Cancer. 2021;12(21):2907-2913. doi:10.1111/1759-7714.14151 [9] Zhou X, Jiao D, Dou M, et al. Association of APC gene promoter methylation and the risk of gastric cancer: A meta-analysis and bioinformatics study. Medicine (Baltimore). 2020;99(16):e19828. doi:10.1097/MD.0000000000019828 [10] Lai YC, Wang WC. Genetic Analysis Reveals the Important Role of the APC Gene in Clear Cell Renal Cell Carcinoma. Anticancer Res. 2021;41(9):4295-4304. doi:10.21873/anticanres.15234 [11] Yijing R, Wenjun W, Xiang G, et al. A Case of APC Gene Mutation-Associated Familial Adenomatous Polyposis With Multiple System Malignancies. Cancer Rep (Hoboken). 2025;8(10):e70362. doi:10.1002/cnr2.70362 [12] Arshad H, Crawford CK, Fishman EK. An uncommon intersection: Familial adenomatous polyposis and solid pseudopapillary neoplasm of the pancreas: A case report and review of the literature. Radiol Case Rep. 2025;20(5):2432-2436. Published 2025 May. doi:10.1016/j.radcr.2025.01.096 [13] Varanese M, Lattina I, Frattaroli F, et al. Two Cases, Too Little, Too Late: Surveillance for Gastric Cancer in Patients with FAP. Dig Dis Sci. 2023;68(11):4117-4122. doi:10.1007/s10620-023-08097-8 [14] Xu M, Zheng Y, Zuo Z, et al. De novo familial adenomatous polyposis associated thyroid cancer with a c.2929delG frameshift deletion mutation in APC: a case report and literature review. World J Surg Oncol. 2023;21(1):73. Published 2023 Mar 2. doi:10.1186/s12957-023-02951-9 [15] Mori Y, Ishida H, Chika N, et al. Usefulness of genotyping APC gene for individualizing management of patients with familial adenomatous polyposis. Int J Clin Oncol. 2023;28(12):1641-1650. doi:10.1007/s10147-023-02419-6 [16] Blum SM, Jeck WR, Kipnis L, Bleday R, Nowak JA, Yurgelun MB. A Case of Microsatellite Instability-High Colon Cancer in a Young Woman With Familial Adenomatous Polyposis. J Natl Compr Canc Netw. 2021;19(12):1377-1381. doi:10.6004/jnccn.2021.7073 [17] Luo P, Shi W, Tian L, et al. C-Arg9-APCR3-VHL promotes β-catenin degradation via the VHL-mediated ubiquitin-proteasome system in APC-mutant colorectal cancer. Int J Biol Macromol. 2025;322(Pt 1):146678. doi:10.1016/j.ijbiomac.2025.146678 [18] Zhao P, Effenberger C, Matsumoto S, Tanaka T, Nakamura Y, Kiyotani K. Identification of shared neoantigens derived from frameshift mutations in the APC gene. Front Immunol. 16:1574955. Published 2025 None. doi:10.3389/fimmu.2025.1574955 [19] Abbott J, Näthke IS. The adenomatous polyposis coli protein 30 years on. Semin Cell Dev Biol. 150-151:28-34. doi:10.1016/j.semcdb.2023.04.004 [20] Habib A, Mamistvalov R, Malcov M, Ben-Yosef D. Predicting colorectal cancer risk in FAP patients using patient-specific organoids. Cancer Gene Ther. 2025;32(9):997-1007. doi:10.1038/s41417-025-00923-7 [21] 王成, 郑多, 钟向阳, 等. 结肠腺瘤性息肉病蛋白通过与SMAP/KAP3 相互作用与微管结合[J]. 生物化学与生物物理进展, 2002,29(6):885-890. [22] Fang X, Svitkina TM. Adenomatous Polyposis Coli (APC) in cell migration. Eur J Cell Biol. 2022 Jun-Aug;101(3):151228. doi:10.1016/j.ejcb.2022.151228 [23] Rudeen AJ, Douglas JT, Xing M, McDonald WH, Lamb AL, Neufeld KL. The 15-Amino Acid Repeat Region of Adenomatous Polyposis Coli Is Intrinsically Disordered and Retains Conformational Flexibility upon Binding β-Catenin. Biochemistry. 2020;59(41):4039-4050. doi:10.1021/acs.biochem.0c00479 [24] Bressler SG, Mitrany A, Wenger A, Näthke I, Friedler A. The Oligomerization Domains of the APC Protein Mediate Liquid-Liquid Phase Separation That Is Phosphorylation Controlled. Int J Mol Sci. 2023;24(7). Published 2023 Mar 30. doi:10.3390/ijms24076478 [25] Wang Y, Liu X, Liu Z, Hua S, Jiang K. APC orchestrates microtubule dynamics by acting as a positive regulator of KIF2A and a negative regulator of CLASPs. Cell Insight. 2025;4(1):100210. Published 2025 Feb. doi:10.1016/j.cellin.2024.100210 [26] Juanes MA, Fees CP, Hoeprich GJ, Jaiswal R, Goode BL. EB1 Directly Regulates APC-Mediated Actin Nucleation. Curr Biol. 2020;30(23):4763-4772.e8. doi:10.1016/j.cub.2020.08.094 [27] Rannikmae H, Peel S, Barry S, Senda T, de la Roche M. Mutational inactivation of Apc in the intestinal epithelia compromises cellular organisation. J Cell Sci. 2021;134(2). Published 2021 Jan 27. doi:10.1242/jcs.250019 [28] Gabel AM, Belleville AE, Thomas JD, Pineda JMB, Bradley RK. APC mutations dysregulate alternative polyadenylation in cancer. Genome Biol. 2024;25(1):255. Published 2024 Oct 7. doi:10.1186/s13059-024-03406-4 [29] Chen L, Xu P, Xiao Q, et al. Sunitinib malate inhibits intestinal tumor development in male ApcMin/+ mice by down-regulating inflammation-related factors with suppressing β-cateinin/c-Myc pathway and re-balancing Bcl-6 and Caspase-3. Int Immunopharmacol. 90:107128. doi:10.1016/j.intimp.2020.107128 [30] 徐红勤, 童国俊. p53与结直肠癌关系的研究进展[J]. 浙江临床医学, 2025,27(12):1881-1883. [31] Hsiao CY, Lu CY, Su HJ, Huang KW. Plasma Cell-Free Adenomatous Polyposis Coli Gene Promoter Methylation as a Prognostic Biomarker for Hepatocellular Carcinoma. Oncology. 2024;102(11):935-943. doi:10.1159/000538455 [32] 刘莎, 向佳梅, 王立明. DNA甲基化与乳腺癌的关系研究进展[J]. 现代生物医学进展, 2009,9(5):960-963. [33] Kaufman-Szymczyk A, Lubecka K. The effects of clofarabine in ALL inhibition through DNA methylation regulation. Acta Biochim Pol. 2020;67(1):65-72. doi:10.18388/abp.2020_2901 [34] Yamazaki D, Hashizume O, Taniguchi S, Funato Y, Miki H. Role of adenomatous polyposis coli in proliferation and differentiation of colon epithelial cells in organoid culture. Sci Rep. 2021;11(1):3980. Published 2021 Feb 17. doi:10.1038/s41598-021-83590-6 [35] Ren T, Fan XX, Wang MF, et al. miR‑20b promotes growth of non‑small cell lung cancer through a positive feedback loop of the Wnt/β‑catenin signaling pathway. Int J Oncol. 2020;56(2):470-479. doi:10.3892/ijo.2019.4940 [36] 段继惠, 杨磊, 王巍, 等. 微小RNA-106b靶向下调腺瘤性息肉病基因表达促进Hep-2细胞的增殖[J]. 中华实验外科杂志, 2015,32(7):1650-1652. [37] 高婵, 陈琦, 韩辉, 等. miRNA-135b上调APC基因甲基化在2型糖尿病肾病发生、发展中的作用及分子机制[J]. 中华内分泌外科杂志, 2020,14(5):405-410. [38] 杨银学, 魏军, 张东, 等. APC基因与家族性腺瘤性息肉病[J]. 第四军医大学学报, 2005,26(23):2202-2204. [39] Ghadamyari F, Heidari MM, Zeinali S, et al. Mutational screening through comprehensive bioinformatics analysis to detect novel germline mutations in the APC gene in patients with familial adenomatous polyposis (FAP). J Clin Lab Anal. 2021;35(5):e23768. doi:10.1002/jcla.23768 [40] 仲坚, 周建农, 张晓梅, 等. FAP家系的临床特征和基因突变分析[J]. 中国肿瘤外科杂志, 2011,3(6):344-347,356. [41] 周建农, 陈森清, 张晓梅, 等. 家族性腺瘤性息肉病家系中一种新的APC基因的胚系突变[J]. 中华医学遗传学杂志, 2006,23(4):388-391. [42] 张敏, 兰风华. 家族性腺瘤性息肉病研究进展[J]. 国际遗传学杂志, 2014,37(2):82-88. [43] 林赵栋, 钟福春, 毛雅珍, 等. 轻表型家族性腺瘤性息肉病一家系APC基因检测及分析[J]. 齐齐哈尔医学院学报, 2018,39(12):1380-1382. [44] Abdelmaksoud-Dammak R, Ammous-Boukhris N, Guidara S, et al. Gardner syndrome in a Tunisian family: Identification of a rare APC mutation through targeted NGS. Gene. 935:149065. doi:10.1016/j.gene.2024.149065 [45] Zeng M, Yao X, Pan Y, et al. A novel APC mutation associated with Gardner syndrome in a Chinese family. Gene. 896:148051. doi:10.1016/j.gene.2023.148051 [46] 梁君林, 高枫, 唐宗江. APC基因与结直肠肿瘤[J]. 大肠肛门病外科杂志, 2001,7(2):56-60. [47] Yang C, Xiang E, Chen P, Fang X. Evolutionary history of adenomas to colorectal cancer in FAP families. Front Genet. 15:1391851. Published 2024 None. doi:10.3389/fgene.2024.1391851 [48] 武治国, 陈明清, 董坚, 等. 家族性腺瘤性息肉病一家系调查及APC基因胚系突变分析[J]. 国际遗传学杂志, 2010,33(2): [49] Grant A, Xicola RM, Nguyen V, et al. Molecular drivers of tumor progression in microsatellite stable APC mutation-negative colorectal cancers. Sci Rep. 2021;11(1):23507. Published 2021 Dec 6. doi:10.1038/s41598-021-02806-x [50] Chiang SF, Huang HH, Tsai WS, et al. Comprehensive functional genomic analyses link APC somatic mutation and mRNA-miRNA networks to the clinical outcome of stage-III colorectal cancer patients. Biomed J. 2022;45(2):347-360. doi:10.1016/j.bj.2021.03.001 [51] 唐卫中, 高枫, 李卫, 等. 中国人散发性大肠癌APC基因突变的研究[J]. 中华实验外科杂志, 2005,22(11):1357-1359. [52] Chen X, Hu M, Chen Y, et al. Targeted deep sequencing reveals APC mutations as predictors of overall survival in Chinese colorectal patients receiving adjuvant chemotherapy. Scand J Gastroenterol. 2022;57(4):465-472. doi:10.1080/00365521.2021.2022189 [53] Nedjadi T, Ansari H, Khan MA, et al. Clinical relevance of the somatic mutational landscaping in predicting outcome of bladder cancer patients. Sci Rep. 2025;15(1):23292. Published 2025 Jul 2. doi:10.1038/s41598-025-04363-z [54] Zhang Y, Liang B, Song X, et al. Loss of Apc Cooperates with Activated Oncogenes to Induce Liver Tumor Formation in Mice. Am J Pathol. 2021;191(5):930-946. doi:10.1016/j.ajpath.2021.01.010 [55] Matsumoto C, Takahashi KK, Iwatsuki M, et al. Genomic and transcriptomic landscape of carcinogenesis in patients with gastric adenocarcinoma and proximal polyposis of the stomach (GAPPS). Proc Natl Acad Sci U S A. 2025;122(44):e2427133122. doi:10.1073/pnas.2427133122 [56] Noe O, Filipiak L, Royfman R, et al. Adenomatous polyposis coli in cancer and therapeutic implications. Oncol Rev. 2021;15(1):534. Published 2021 Feb 26. doi:10.4081/oncol.2021.534 [57] Tanabe H, Moriichi K, Takahashi K, et al. Genetic alteration of colorectal adenoma-carcinoma sequence among gastric adenocarcinoma and dysplastic lesions in a patient with attenuated familial adenomatous polyposis. Mol Genet Genomic Med. 2020;8(9):e1348. doi:10.1002/mgg3.1348 [58] Rhead B, Hein DM, Pouliot Y, Guinney J, De La Vega FM, Sanford NN. Association of genetic ancestry with molecular tumor profiles in colorectal cancer. Genome Med. 2024;16(1):99. Published 2024 Aug 13. doi:10.1186/s13073-024-01373-w [59] Engel C, Ahadova A, Seppälä TT, et al. Associations of Pathogenic Variants in MLH1, MSH2, and MSH6 With Risk of Colorectal Adenomas and Tumors and With Somatic Mutations in Patients With Lynch Syndrome. Gastroenterology. 2020;158(5):1326-1333. doi:10.1053/j.gastro.2019.12.032 [60] Anand AA, Khan M, V M, Kar D. The Molecular Basis of Wnt/β-Catenin Signaling Pathways in Neurodegenerative Diseases. Int J Cell Biol. 2023:9296092. Published 2023 None. doi:10.1155/2023/9296092 [61] Li TM, Ren J, Husmann D, Coan JP, Gozani O, Chua KF. Multivalent tumor suppressor adenomatous polyposis coli promotes Axin biomolecular condensate formation and efficient β-catenin degradation. Sci Rep. 2020;10(1):17425. Published 2020 Oct 15. doi:10.1038/s41598-020-74080-2 [62] Rowling PJE, Murton BL, Du Z, Itzhaki LS. Multivalent Interaction of Beta-Catenin With its Intrinsically Disordered Binding Partner Adenomatous Polyposis Coli. Front Mol Biosci. 9:896493. Published 2022 None. doi:10.3389/fmolb.2022.896493 [63] Shailes H, Tse WY, Freitas MO, Silver A, Martin SA. Statin Treatment as a Targeted Therapy for APC-Mutated Colorectal Cancer. Front Oncol. 12:880552. Published 2022 None. doi:10.3389/fonc.2022.880552 [64] Richards S, Walker J, Nakanishi M, et al. Haploinsufficiency of Casitas B-Lineage Lymphoma Augments the Progression of Colon Cancer in the Background of Adenomatous Polyposis Coli Inactivation. Am J Pathol. 2020;190(3):602-613. doi:10.1016/j.ajpath.2019.10.024 [65] 刘臻, 杨蕾, 崔东旭, 等. 乳腺癌APC/β-catenin信号通路变化的研究[J]. 现代肿瘤医学, 2008,16(2):196-201. [66] 刘芬, 沈守荣, 李宏韬, 等. NGX6对Wnt/β-catenin通路β-catenin/TCF/LEF转录活化的影响[J]. 中南大学学报（医学版）, 2007,32(6):985-991. [67] Lin B, Li M. Role of the Wnt/β-catenin signaling pathway in the development of HCC. Front Immunol. 16:1691297. Published 2025 None. doi:10.3389/fimmu.2025.1691297 [68] 褚珍珍, 周栩萱, 刘力豪, 等. 天冬酰胺合成酶通过促进β-catenin核转位驱动胆管癌转移[J]. 中国病理生理杂志, 2023,39(9):1537-1546. [69] 郑少伟, 钟浩博, 缪海雄, 等. p53凋亡刺激蛋白2通过稳定β-catenin-E-cadherin复合体抑制骨肉细胞转移[J]. 分子影像学杂志, 2017,40(1):40-43. [70] Kleeman SO, Leedham SJ. Not All Wnt Activation Is Equal: Ligand-Dependent versus Ligand-Independent Wnt Activation in Colorectal Cancer. Cancers (Basel). 2020;12(11). Published 2020 Nov 13. doi:10.3390/cancers12113355 [71] 张园, 刘宪, 张巧瑞, 等. 细胞角蛋白19对人宫颈癌细胞增殖及β-catenin核转位的影响[J]. 山西医科大学学报, 2025,56(5):495-501. [72] 宋旭, 王猛, 华磊, 等. β-catenin 介导蛋白激酶 D2 对脑胶质瘤细胞增殖的影响[J]. 临床神经外科杂志, 2016,13(1):40-44. [73] 徐兵, 李勇, 刘明, 等. 沉默TRIM31基因表达通过调控Wnt/β-catenin信号通路抑制膀胱癌细胞的迁移与侵袭[J]. 中国免疫学杂志, 2021,37(15):1836-1840. [74] 唐瑶, 向德兵, 王杰, 等. PRR11在结直肠癌中的表达及其对结直肠癌侵袭和转移的影响[J]. 第三军医大学学报, 2019,41(22):2181-2189. [75] Juanes MA. Cytoskeletal Control and Wnt Signaling-APC’s Dual Contributions in Stem Cell Division and Colorectal Cancer. Cancers (Basel). 2020;12(12). Published 2020 Dec 17. doi:10.3390/cancers12123811 [76] VanGenderen C, Harkness TAA, Arnason TG. The role of Anaphase Promoting Complex activation, inhibition and substrates in cancer development and progression. Aging (Albany NY). 2020;12(15):15818-15855. doi:10.18632/aging.103792 [77] Li SY, Wang XY, Wang J, et al. Truncated APC impairs innate immune response by targeting MAVS on mitochondria in colorectal cancer. J Transl Med. 2025;23(1):1252. Published 2025 Nov 10. doi:10.1186/s12967-025-07286-5 [78] Wu L, Bai R, Zhang Y, et al. METTL3-VISTA axis-based combination immunotherapy for APC truncation colorectal cancer. J Immunother Cancer. 2024;12(12). Published 2024 Dec 9. doi:10.1136/jitc-2024-009865 [79] 应莉莎, 童浩萱, 周天华. Po1o样激酶1功能及其在肿瘤靶向治疗中的应用[J]. 细胞生物学杂志, 2007,29(5):646-650. [80] 佟超, 范衡宇, 李满玉, 等. Polo like 激酶在细胞分裂中的功能研究进展[J]. 生理科学进展, 2002,33(1):45-47. [81] 姚波, 刘凤, 莫晓龙, 等. 探讨PLK1在卵母细胞减数分裂中的调控机制及其与有丝分裂的异同[J]. 中华生殖与避孕杂志, 2022,42(3):318-323. [82] Graf MR, Apte S, Terzo E, et al. Novel read through agent: ZKN-0013 demonstrates efficacy in APCmin model of familial adenomatous polyposis. J Mol Med (Berl). 2023;101(4):375-385. doi:10.1007/s00109-023-02291-x [83] 戴文斌, 任占平, 陈蔚麟, 等. 结肠腺瘤性息肉蛋白、β-连接素和E-钙黏素在大肠癌中的表达[J]. 陕西医学杂志, 2008,37(1):94-97. [84] King LE, Zhang HH, Gould CM, et al. Genes regulating membrane-associated E-cadherin and proliferation in adenomatous polyposis coli mutant colon cancer cells: High content siRNA screen. PLoS One. 2020;15(10):e0240746. Published 2020 None. doi:10.1371/journal.pone.0240746 [85] Baro L, Islam A, Brown HM, Bell ZA, Juanes MA. APC-driven actin nucleation powers collective cell dynamics in colorectal cancer cells. iScience. 2023;26(5):106583. Published 2023 May 19. doi:10.1016/j.isci.2023.106583 [86] 戴文斌, 任占平, 陈蔚麟, 等. 大肠癌APC、β-catenin、E-cadherin和c-myc的表达及意义[J]. 山东医药, 2007,47(6):4-6. [87] Hussein ZH, Hassawi BA, Ibraheem Q. Aberrant β-Catenin Expression and Its Association With Epithelial-Mesenchymal Transition and Clinical Outcomes of Colorectal Cancer. Cureus. 2024;16(1):e53104. Published 2024 Jan. doi:10.7759/cureus.53104 [88] 魏德娥, 仲文玉, 魏树珍, 等. β-Catenin、E-cadherin和APC在卵巢上皮肿瘤中的表达[J]. 山东大学学报（医学版）, 2011,49(5): [89] 戴文斌. Wnt通路成员APC、β-catenin、c-myc及黏附分子E-cadherin与大肠癌的关系[J]. 中国肿瘤临床与康复, 2007,14(1):73-75. [90] Bai Y, Sha J, Kanno T. The Role of Carcinogenesis-Related Biomarkers in the Wnt Pathway and Their Effects on Epithelial-Mesenchymal Transition (EMT) in Oral Squamous Cell Carcinoma. Cancers (Basel). 2020;12(3). Published 2020 Feb 28. doi:10.3390/cancers12030555 [91] 徐磊, 张易, 孟凡超, 等. SMYD2通过抑制APC2激活WNT/β-catenin通路影响结直肠癌细胞的迁移和侵袭[J]. 现代肿瘤医学, 2021,29(21):3700-3705. [92] Jin W, Wang X. PLAGL2 Promotes the Proliferation and Migration of Diffuse Large B-cell Lymphoma Cells via Wnt/β-catenin Pathway. Ann Clin Lab Sci. 2022;52(3):359-366. [93] 倪小晴, 张佐阳, 吴继锋. HIF-1α蛋白在胃癌中的表达及其与Wnt信号通路、上皮-间质转化的关系[J]. 临床与实验病理学杂志, 2014,30(2):140-144. [94] Morikawa R, Nemoto Y, Yonemoto Y, et al. Intraepithelial Lymphocytes Suppress Intestinal Tumor Growth by Cell-to-Cell Contact via CD103/E-Cadherin Signal. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2021;11(5):1483-1503. doi:10.1016/j.jcmgh.2021.01.014 [95] Ngo S, Liang J, Su YH, O’Brien LE. Disruption of EGF Feedback by Intestinal Tumors and Neighboring Cells in Drosophila. Curr Biol. 2020;30(8):1537-1546.e3. doi:10.1016/j.cub.2020.01.082 [96] 马宗源, 李祺福. APC蛋白的结构特征及其与细胞骨架的关系[J]. 生命科学, 2004,16(1):16-18,34. [97] Mastrogiovanni M, Juzans M, Alcover A, Di Bartolo V. Coordinating Cytoskeleton and Molecular Traffic in T Cell Migration, Activation, and Effector Functions. Front Cell Dev Biol. 8:591348. Published 2020 None. doi:10.3389/fcell.2020.591348 [98] 朱敏, 李建莎, 田丹, 等. 糖原合酶激酶3β和腺瘤性结肠息肉病蛋白在气道上皮细胞机械损伤修复过程的时空分布[J]. 生理学报, 2007,59(2):197-203. [99] Ishibashi N, Kamatani T, Aoyama S, Tokunaga M, Kinugasa Y, Ikeda S. Exploratory analysis of gene aberrations and chemotherapy response: findings from a real-world database in Japan. Br J Cancer. 2026;134(5):811-819. doi:10.1038/s41416-025-03281-1 [100] Song Y, Huang J, Wang K, Li Y. To Identify Adenomatous Polyposis Coli Gene Mutation as a Predictive Marker of Endometrial Cancer Immunotherapy. Front Cell Dev Biol. 10:935650. Published 2022 None. doi:10.3389/fcell.2022.935650 [101] Shi X, Chen H, Li R, et al. Identify CCL20 as the key immune microenvironment regulator in APC-mutation colon cancer by sc-RNA data analysis. Biochem Pharmacol. 2026;250(Pt 1):117992. Published online Apr 17,2026. doi:10.1016/j.bcp.2026.117992 [102] Furutani Y, Oshima H, Hong CP, et al. Ligand-dependent Wnt signaling promotes gastric cancer metastasis through hyaluronan expression in microenvironment. Nat Commun. 2026;17(1). Published 2026 Feb 14. doi:10.1038/s41467-026-69470-5 [103] Arteaga-Blanco LA, Evans AE, Dixon DA. Plasma-Derived Extracellular Vesicles and Non-Extracellular Vesicle Components from APCMin/+ Mice Promote Pro-Tumorigenic Activities and Activate Human Colonic Fibroblasts via the NF-κB Signaling Pathway. Cells. 2024;13(14). Published 2024 Jul 15. doi:10.3390/cells13141195 [104] Becker WR, Nevins SA, Chen DC, et al. Single-cell analyses define a continuum of cell state and composition changes in the malignant transformation of polyps to colorectal cancer. Nat Genet. 2022;54(7):985-995. doi:10.1038/s41588-022-01088-x [105] Zuyin L, Zhao L, Qian C, et al. Single-Cell and Spatial Transcriptomics Delineate the Microstructure and Immune Landscape of Intrahepatic Cholangiocarcinoma in the Leading-Edge Area. Adv Sci (Weinh). 2025;12(7):e2412740. doi:10.1002/advs.202412740 [106] Harryvan TJ, Visser M, de Bruin L, et al. Enhanced antigen cross-presentation in human colorectal cancer-associated fibroblasts through upregulation of the lysosomal protease cathepsin S. J Immunother Cancer. 2022;10(3). doi:10.1136/jitc-2021-003591 [107] Geng S, Xiang T, Zhang Y, et al. Safe engineering of cancer-associated fibroblasts enhances checkpoint blockade immunotherapy. J Control Release. 356:272-287. doi:10.1016/j.jconrel.2023.02.041 [108] Fukushima H, Furusawa A, Okada R, Fujii Y, Choyke PL, Kobayashi H. Antitumor host immunity enhanced by near-infrared photoimmunotherapy. Cancer Sci. 2025;116(3):572-580. doi:10.1111/cas.16427 [109] Yang M, Li X, Zhan J, et al. Glycogen Synthase Kinase 3 Is Essential for Intestinal Cell Niche and Digestive Function. Biology (Basel). 2025;14(11). Published 2025 Nov 5. doi:10.3390/biology14111551 [110] Beyaz S, Chung C, Mou H, et al. Dietary suppression of MHC class II expression in intestinal epithelial cells enhances intestinal tumorigenesis. Cell Stem Cell. 2021;28(11):1922-1935.e5. doi:10.1016/j.stem.2021.08.007 [111] Qin X, Cardoso Rodriguez F, Sufi J, Vlckova P, Claus J, Tape CJ. An oncogenic phenoscape of colonic stem cell polarization. Cell. 2023;186(25):5554-5568.e18. doi:10.1016/j.cell.2023.11.004 [112] Bastem Akan A, Billard CV, Chen SY, et al. NSUN2 mediates intestinal stem cell expansion and colorectal tumour initiation via MAPK/ERK signalling. Cell Death Dis. 2026;17(1). Published 2026 Mar 19. doi:10.1038/s41419-026-08560-0 [113] Laborde N, Barusseaud A, Quaranta M, et al. Human colonic organoids for understanding early events of familial adenomatous polyposis pathogenesis. J Pathol. 2025;265(1):26-40. doi:10.1002/path.6366 [114] Yoshikawa T, Fukuda A, Omatsu M, et al. Brg1 is required to maintain colorectal cancer stem cells. J Pathol. 2021;255(3):257-269. doi:10.1002/path.5759 [115] Yang X, Li G, Tian Y, et al. Identifying the E2F3-MEX3A-KLF4 signaling axis that sustains cancer cells in undifferentiated and proliferative state. Theranostics. 2022;12(16):6865-6882. Published 2022 None. doi:10.7150/thno.76619 [116] Kaur A, Lim JYS, Sepramaniam S, et al. WNT inhibition creates a BRCA-like state in Wnt-addicted cancer. EMBO Mol Med. 2021;13(4):e13349. doi:10.15252/emmm.202013349 [117] Telang N. Stem cell models for genetically predisposed colon cancer. Oncol Lett. 2020;20(5):138. doi:10.3892/ol.2020.11998 [118] Sayed IM, Chakraborty A, Inouye K, et al. E-cigarettes increase the risk of adenoma formation in murine colorectal cancer model. bioRxiv. . Published 2024 Aug 26. doi:10.1101/2024.08.23.609469 [119] Sayed IM, Chakraborty A, Inouye K, et al. E-cigarettes increase the risk of adenoma formation in murine colorectal cancer model. Arch Toxicol. 2025;99(3):1223-1236. doi:10.1007/s00204-024-03932-x [120] Zhu L, Li X, Yuan Y, Dong C, Yang M. APC Promoter Methylation in Gastrointestinal Cancer. Front Oncol. 11:653222. Published 2021 None. doi:10.3389/fonc.2021.653222 [121] Husain K, Coppola D, Yang CS, Malafa MP. Effect of vitamin E δ-tocotrienol and aspirin on Wnt signaling in human colon cancer stem cells and in adenoma development in APCmin/+ mice. Carcinogenesis. 2024;45(12):881-892. doi:10.1093/carcin/bgae041 [122] Stefanski CD, Prosperi JR. Wnt-Independent and Wnt-Dependent Effects of APC Loss on the Chemotherapeutic Response. Int J Mol Sci. 2020;21(21). Published 2020 Oct 22. doi:10.3390/ijms21217844 [123] Astarita EM, Maloney SM, Spring CA, et al. Adenomatous Polyposis Coli loss controls cell cycle regulators and response to paclitaxel in MDA-MB-157 metaplastic breast cancer cells. PLoS One. 2021;16(8):e0255738. Published 2021 None. doi:10.1371/journal.pone.0255738 [124] 杨贵淞, 陈焕杰, 马贵亮, 等. FOXQ1通过促进p53去乙酰化抑制结直肠癌DNA损伤性凋亡的机制研究[J]. 中国现代普通外科进展, 2025,28(4):266-270. [125] 袁海涛, 程丛丛, 李云秀, 等. Wnt信号通路中APC和Cyclin D1基因与卵巢癌关系的研究进展[J]. 中国临床研究, 2019,32(3):418-420. [126] 吴春霞, 樊晨星, 王秀艳, 等. 丹参酮ⅡA对乳腺癌细胞阿霉素化疗敏感性的影响及相关机制研究[J]. 中草药, 2019,50(7):1657-1663. [127] Nayak A, Streiff H, Gonzalez I, Adekoya OO, Silva I, Shenoy AK. Wnt Pathway-Targeted Therapy in Gastrointestinal Cancers: Integrating Benchside Insights with Bedside Applications. Cells. 2025;14(3). Published 2025 Jan 24. doi:10.3390/cells14030178 [128] Mzoughi S, Schwarz M, Wang X, et al. Oncofetal reprogramming drives phenotypic plasticity in WNT-dependent colorectal cancer. Nat Genet. 2025;57(2):402-412. doi:10.1038/s41588-024-02058-1 [129] Morino S, Mashima T, Shirai F, Nagayama S, Katayama R, Seimiya H. BET protein-dependent E2F pathway activity confers bell-shaped type resistance to tankyrase inhibitors in APC-mutated colorectal cancer. Cancer Lett. 584:216632. doi:10.1016/j.canlet.2024.216632 [130] Peng X, Zhang T, Jia X, et al. Impact of a haplotype (composed of the APC, KRAS, and TP53 genes) on colorectal adenocarcinoma differentiation and patient prognosis. Cancer Genet. 268-269:115-123. doi:10.1016/j.cancergen.2022.10.002 [131] Yang M, Schell MJ, Salk JJ, et al. Development of an APC and TP53-based duplex sequencing assay to positively predict colorectal cancer response to anti-EGFR therapy. Cell Oncol (Dordr). 2026;49(1):23. Published 2026 Jan 13. doi:10.1007/s13402-025-01140-y [132] Wise AR, Maloney S, Hering A, et al. Bcl-2 Up-Regulation Mediates Taxane Resistance Downstream of APC Loss. Int J Mol Sci. 2024;25(12). Published 2024 Jun 19. doi:10.3390/ijms25126745 [133] Wang Y, Bhave MS, Yagita H, Cardell SL. Natural Killer T-Cell Agonist α-Galactosylceramide and PD-1 Blockade Synergize to Reduce Tumor Development in a Preclinical Model of Colon Cancer. Front Immunol. 11:581301. Published 2020 None. doi:10.3389/fimmu.2020.581301 [134] Kim DY, Kwon YJ, Seo WY, et al. Tankyrase-selective inhibitor STP1002 shows preclinical antitumour efficacy without on-target toxicity in the gastrointestinal tract. Eur J Cancer. 173:41-51. doi:10.1016/j.ejca.2022.06.031 [135] Jin H, Zhang M, Shi M, Miao P, Zhang MJ. AN02, a Naovel Curcumin Derivative, Orchestrates APC-SMAD4-Mediated CTLA-4 Degradation for Ovarian Cancer Therapy. Mol Carcinog. 2026;65(1):18-38. doi:10.1002/mc.70048 [136] Reissland M, Hartmann O, Tauch S, et al. USP10 drives cancer stemness and enables super-competitor signalling in colorectal cancer. Oncogene. 2024;43(50):3645-3659. doi:10.1038/s41388-024-03141-x [137] 钟选芳, 肖丹, 李琛, 等. 大肠肿瘤患者粪便和组织中 APC、p53和K －ras 基因突变的研究[J]. 实用肿瘤学杂志, 2016,30(2):118-122. [138] 刘志贞, 李佩珍, 韩晓立, 等. 大肠癌病人粪便和组织中APC基因突变的研究[J]. 现代预防医学, 2007,34(3):446-447,451. [139] Aqerrout M, Mharrach I, Anouar Tadlaoui K, et al. Adenomatous Polyposis Coli (APC) Promoter Gene Methylation in Urine-Derived DNA: A Non-invasive Biomarker for Early Bladder Cancer Detection and Tumor Aggressiveness. Cureus. 2024;16(10):e72055. Published 2024 Oct. doi:10.7759/cureus.72055 [140] Tang J, Lam GT, Brooks RD, et al. Exploring the role of sporadic BRAF and KRAS mutations during colorectal cancer pathogenesis: A spotlight on the contribution of the endosome-lysosome system. Cancer Lett. 585:216639. doi:10.1016/j.canlet.2024.216639 [141] Cavalheiro VJ, Sobral Filho DSR, de Oliveira GM, et al. Metastatic colorectal adenocarcinoma with APC and EGFR L858R co-mutations: a case report. Oncologist. 2026;31(3). doi:10.1093/oncolo/oyaf421 [142] Karachaliou GS, Alkallas R, Carroll SB, et al. The clinical significance of adenomatous polyposis coli (APC) and catenin Beta 1 (CTNNB1) genetic aberrations in patients with melanoma. BMC Cancer. 2022;22(1):38. Published 2022 Jan 5. doi:10.1186/s12885-021-08908-z [143] Mharrach I, Aqerrout M, Tadlaoui KA, Laraqui A, Ghazzaly AE, Ennaji MM. Methylation status of GSTP1 and APC promoter genes as potential biomarkers for early detection and tumor aggressiveness in prostate cancer: insights from a Moroccan cohort. Mol Biol Rep. 2025;52(1):711. Published 2025 Jul 15. doi:10.1007/s11033-025-10812-9 [144] Nadeem A, Aung KM, Ray T, et al. Suppression of β-catenin signaling in colon carcinoma cells by a bacterial protein. Int J Cancer. 2021;149(2):442-459. doi:10.1002/ijc.33562 [145] 沈晓东. Id2在ApcΔ716/+小鼠肠道肿瘤发生中的作用[J]. 胃肠病学和肝病学杂志, 2013,22(12):1234-1238. [146] 颜彦, 陈勇. 妇科肿瘤与APC基因启动子甲基化研究进展[J]. 肿瘤研究与临床, 2011,23(6): [147] Liu F, Lu X, Zhou X, Huang H. APC gene promoter methylation as a potential biomarker for lung cancer diagnosis: A meta-analysis. Thorac Cancer. 2021;12(21):2907-2913. doi:10.1111/1759-7714.14151 [148] 黄凯, 叶建新, 陈祥锦, 等. 大肠肿瘤APC基因蛋白产物的表达及其意义[J]. 福建医药杂志, 2003,25(2):53-54. [149] 张斌, 吴晓冬, 杨蕾, 等. 大肠侧向发育型肿瘤中APC和P53基因的检测分析[J]. 中华消化内镜杂志, 2011,28(12):695-697.
